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1
UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ
SETOR DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
Exophiala spinifera: POLISSACARÍDEOS DE PAREDE CELULAR,
EXOPOLISSACARÍDEOS E ANTÍGENOS
CURITIBA
2007
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2
HIGOR GUERIM
Exophiala spinifera: POLISSACARÍDEOS DE PAREDE CELULAR,
EXOPOLISSACARÍDEOS E ANTÍGENOS
Dissertação apresentada como requisito parcial à
obtenção do grau de mestre em Microbiologia, ao
Programa de Pós-Graduação em Microbiologia,
Parasitologia e Patologia do setor de Ciências
Biológicas da Universidade Federal do Paraná.
Orientador: Prof. Dr. Guilherme Lanzi Sassaki.
Co-orientadora: Prof. Dra. Vânia Aparecida
Vicente.
CURITIBA
2007
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3
DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho aos profissionais que me guiaram
durante esta pesquisa, professores Guilherme L. Sassaki
e Vânia Aparecida Vicente.
Aos Meus pais Gidião e Dóris, meus eternos orientadores
a quem devo tudo que conquistei.
A todos que acreditaram na minha capacidade de concluir
esta pesquisa.
4
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus por tudo de bom que aconteceu nestes dois anos de mestrado,
e por ter me dado forças para superar e aprender com as dificuldades e tornar
tudo possível.
Aos meus pais, Gidião e Dóris e meus irmãos Hildegardo e Hilston, pelo amor,
dedicação, apoio incondicional e torcida.
Ao meu orientador, Prof. Dr. Guilherme Lanzi Sassaki, pela amizade, incentivo e
por sempre estar disposto a ajudar. Agradeço pelos ensinamentos, inclusive nos
momentos de descontração. Agradeço principalmente pela sua competência em
conduzir minha orientação.
Agradeço à minha co-orientadora, Profª. Drª. Vânia Aparecida Vicente, pela sua
conduta científica oferecendo toda sua experiência a qualquer hora e lugar, pelo rigor
com que conduzia as pesquisas, e pela sua amizade, o que me enriqueceu muito.
Ao professor Dr. Silvio Marques Zanata juntamente com a equipe de seu
laboratório, em especial a Bia e João Gabriel que sempre se mostraram dispostos
a me ajudar com os ensaios imunológicos.
À Sarah com sua paciência e competência, sempre companheira e prestativa me
auxiliando nos experimentos e análises moleculares.
Aos companheiros de laboratório Lauro, Thales, Vassoler e Ricardo que sempre
me auxiliaram esclarecendo todas minhas dúvidas e sempre estiveram dispostos
a ajudar.
Aos colegas de trabalho do Hospital Geral de Curitiba, que tornaram possível a
flexibilidade dos horários de trabalho, à Alessandra pela ajuda, carinho, apoio e
palavras de incentivo.
À Coordenação do Curso de Pós Graduação em Patologia, Microbiologia e
Parasitologia.
5
A todos que por ventura esqueci de mencionar, mas me ajudaram nessa
caminhada.
6
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS........................................................................................ viii
LISTA DE TABELAS ....................................................................................... ..ix
LISTA DE ABREVIATURAS............................................................................ ...x
RESUMO.......................................................................................................... .xii
ABSTRACT...................................................................................................... xiii
1 INTRODUÇÃO............................................................................................ 1
1.1 OBJETIVOS......................................................................................... 2
1.1.1 Objetivo Geral...................................................................................... 2
1.1.2 Objetivos Específicos........................................................................... 3
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ...................................................................... 4
2.1 FUNGOS DEMATIÁCEOS .................................................................. 4
2.2 MANIFESTAÇÕES CLÍNICAS E TRATAMENTO................................ 7
2.3 COMPOSIÇÃO DA PAREDE CELULAR FÚNGICA ........................... 11
2.4 EXOPOLISSACARÍDEOS (EPS)......................................................... 12
2.5 UTILIZAÇÃO DE MARCADORES MOLECULARES NA
IDENTIFICAÇÃO E TAXONOMIA DE FUNGOS
DEMATIÁCEOS................................................................................... 14
3 MATERIAIS E MÉTODOS.......................................................................... 17
3.1 MATERIAL BIOLÓGICO...................................................................... 17
3.2 MEIOS DE CULTURA E SOLUÇÕES UTILIZADAS............................ 17
3.2.1 Czapeck-Dox (CD)............................................................................... 17
3.2.2 Butterfield (BF)..................................................................................... 17
3.2.3 Meio Mínimo (MM)............................................................................... 17
3.2.4 Sabouraud Dextrosado........................................................................ 18
3.2.5 DNA Polimerase .................................................................................. 18
3.2.6 dNTP.................................................................................................... 18
3.2.7 Gel de Agarose (0,8%) ........................................................................ 18
7
3.2.8 Gel de Agarose (1,6%) ........................................................................ 18
3.2.9 Primers ................................................................................................ 19
3.2.10 Tampão CTAB ..................................................................................... 19
3.2.11 Tampão de corrida para gel de agarose (TEB 10X) – pH 8,0.............. 19
3.2.12 Tampão de Corrida para Gel de Agarose (TEB 1X) ............................ 20
3.2.13 Tampão Tris-EDTA (TE) ..................................................................... 20
3.2.14 Brometo de Etídio ................................................................................ 20
3.2.15 Solução PBS-BSA (salina tamponada - soroalbumina bovina)
1% ....................................................................................................... 20
3.2.16 Solução PBS-BSA (salina tamponada - soroalbumina bovina)
0,1%..................................................................................................... 20
3.2.17 Solução PBST (salina tamponada - Tween 20) 0,05%........................ 20
3.3 ESTERILIZAÇÃO................................................................................. 21
3.4 MANUTENÇÃO E REPIQUE DOS ISOLADOS................................... 21
3.5 EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO DO DNA ........................................ 21
3.6 PCR – RIBOTIPAGEM ....................................................................... 22
3.6.1 Purificação dos Produtos da PCR ....................................................... 22
3.6.2 Reação de Seqüenciamento................................................................ 22
3.6.3 Precipitação do DNA Para ser Seqüenciado ....................................... 23
3.6.4 Seqüenciamento.................................................................................. 23
3.6.5 Edição e Análise das Seqüências........................................................ 23
3.7 ÁRVORE FILOGENÉTICA .................................................................. 23
3.8 CURVAS DE CRESCIMENTO ............................................................ 24
3.9 EXTRAÇÃO DOS EXOPOLISSACARÍDEOS...................................... 25
3.10 EXTRAÇÃO DOS POLISSACARÍDEOS DE MICÉLIO........................ 25
3.11 ANÁLISE ESTRUTURAL DOS POLISSACARÍDEOS ......................... 25
3.11.1 Hidrólise Ácida Total............................................................................ 25
3.11.2 Redução e Acetilação ......................................................................... 26
3.11.3 Cromatografia Gasosa Acoplada a Espectrometria de Massas
(CG-EM) .............................................................................................. 26
8
3.11.4 Cromatografia em Camada Delgada (CCD) ....................................... 27
3.11.5 Ressonância Magnética Nuclear (RMN).............................................. 27
3.11.6 Metilação ............................................................................................. 27
3.12 PRODUÇÃO E AVALIAÇÃO DE ANTICORPOS................................. 28
3.12.1 Preparação da Placa de ELISA ........................................................... 28
3.12.2 Reação Imunoenzimática .................................................................... 28
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO.................................................................. 30
4.1 CARACTERIZAÇÃO MORFOLÓGICA E MOLECULAR DA
LINHAGEM HC E. ml. DE Exophiala sp. ............................................. 30
4.2 AVALIAÇÃO DO CRESCIMENTO....................................................... 35
4.3 ANÁLISE DOS POLISSACARÍDEOS ................................................. 41
4.4 ANÁLISE DE RESSONÂNCIA MAGNÉTICA NUCLEAR DE
13
C
DOS POLISSACARÍDEOS DE PAREDE CELULAR E EPS
NOS MEIOS CZAPECK-DOX (CD) E MEIO MÍNIMO (MM)............... 42
5 CONCLUSÕES........................................................................................... 48
REFERÊNCIAS ............................................................................................... 49
ANEXOS .......................................................................................................... 57
ANEXO I - CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR DO ISOLADO
DE E. spinifera POR MEIO DE SEQÜÊNCIAS ITS ............. 58
FIGURA 1 - ELETROFORESE EM GEL DE AGAROSE 1,6%,
PRODUTOS DA PCR ............................................................
58
FIGURA 2 -SEQÜÊNCIA CONSENSO DAS REGIÕES ITS1 E ITS2
DO ISOLADO DE E. spinifera................................................
58
FIGURA 3 - SEQÜÊNCIA CONSENSO ....................................................
59
ANEXO II - ESPECTROS DE MASSAS ............................................... 60
FIGURA 1 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA EPS CD ......................
60
FIGURA 2 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA E PS MM.....................
61
FIGURA 3 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA PAREDE CD..............
62
FIGURA 4 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA PAREDE MM..............
63
9
APÊNCICE.........................................................................................................64
Artigo submetido à revista Studies in Micology previsto para
publicação em janeiro de 2008................................................65
10
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 – FIGURA 1 – ASPECTOS MICROMORFOLOGICOS DA LINHAGEM HCEML DE
Exophiala spinifera..............................................................................................30
FIGURA 2 - FIGURA 2 - ÁRVORE FILOGENÉTICA REPRESENTANDO AS RELAÇÕES
ENTRE A LINHAGEM HCEML DE Exophiala spinifa E LINHAGENS
REFERÊNCIA DE ESPÉCIES DO GENERO. MÁXIMA PARCIMÔNIA
(PESAGEM MAIOR PARA TRANSVERSÕES2:1)...............................................33
FIGURA 3 - FIGURA 3 - ÁRVORE FILOGENÉTICA REPRESENTANDO AS RELAÇÕES
ENTRE A LINHAGEM HCEML DE Exophiala spinifa E LINHAGENS
REFERÊNCIA DE ESPÉCIES DO GENERO. MÁXIMA PARCIMÔNIA (DADOS
NÃO PESADOS)...................................................................................................34
FIGURA 4 - CURVA DE CRESCIMENTO DE Exophiala spinifera NOS MEIOS MÍNIMO E
CZAPECK-DOX..................................................................................................36
FIGURA 5 - CONSUMO DE GLUCOSE/DIA..........................................................................37
FIGURA 6 - CURVA PADRÃO DE SACAROSE OBTIDA POR DENSITOMETRIA...............38
FIGURA 7 - CONSUMO DE SACAROSE/DIA.......................................................................38
FIGURA 8 - EXOPOLISSACARÍDEOS PRODUZIDOS POR Exophiala spinifera NOS MEIOS
MINIMO E CZAPECK-DOX............................ ...................................................39
FIGURA 9 - GRÁFICO INDICANDO O CONSUMO DE GLUCOSE, PRODUÇÃO DE EPS E
BIOMASSA NO MEIO MÍNIMO..........................................................................40
FIGURA 10 - GRÁFICO INDICANDO O CONSUMO DE SACAROSE, PRODUÇÃO DE EPS E
BIOMASSA NO MEIO DE CULTIVO CZAPECK-DOX.......................................40
FIGURA 11 - ESPECTROS DE RMN DAS AMOSTRAS MM-PAREDE (A), CD-PAREDE (B),
CD-EPS (C) E MM-EPS (D)................................................................................44
FIGURA 12 - RESPOSTA DO ANTICORPO FRENTE A DIFERENTES AMOSTRAS............47
11
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - SEQÜÊNCIA E POSIÇÕES ESPECÍFICAS DOS PRIMERS PARA
AMPLIFICAÇÃO DOS DIFERENTES DOMÍNIOS DO DNAr............................... 19
TABELA 2 - LINHAGENS REFERENCIAS UTILIZADAS NA RECONSTRUÇÃO
FILOGENÉTICA E NÚMERO DE ACESSO NO GENBANK................................ 32
TABELA 3 - BIOMASSA E EPS OBTIDO APÓS 8 DIAS DE CRESCIMENTO ....................... 35
TABELA 4 - ACETATOS DE ALDITOL OBTIDOS APÓS HIDRÓLISE, SEGUIDO DE
SUCESSIVA REDUÇÃO E ACETILAÇÃO E ANÁLISE POR GC-MS
(COLUNA DB-225) ............................................................................................... 42
TABELA 5 - ANÁLISE DE METILAÇÃO DOS POLISSACARÍDEOS DE PAREDE
CELULAR E EPS OBTIDAS A PARTIR DO CULTIVO DE Exophiala sp.
NOS MEIOS CZAPECK-DOX (CD) E MEIO MÍNIMO (MM)................................ 45
12
LISTA DE SÍMBOLOS E ABREVIATURAS
α - Alfa
β - Beta
µL - Microlitro
~ - Aproximadamente
13
C - Carbono treze
3-O-MeGal - 3-O-metil-galactopiranose
Ac2O - Anidrido acético
AcOH - Ácido acético
AGluc - Ácido glucurõnico
BaCO3 - Carbonato de bário
BF - Butterfield
CCD - Cromatografia em camada delgada
CD - Czapeck-Dox
CH
3
I - Iodeto de metila
CHCl
3
- Clorofórmio
CuSO
4
- Sulfato de cobre
D2O - Óxido de deutério
dNTP - Desoxirribonucleotídeos
ELISA - Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay
EPS - Exopolissacarídeos
Gal - Galactose
Glc - Glucose
GC-MS - Cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massa
HCEML - Isolado de Exophiala spinifera
H
2
O - Água
H
2
SO
4
- Ácido sulfúrico
ITS - Internal transcribed spacer
KOH - Hidróxido de potássio
kDa - Kilodaltons
13
MEV - Microscopia eletrônica de varredura
Man - Manose
Me
2
SO-d
6
- Dimetilsulfóxido deuterado
MM - Meio Mínimo
MgCl
2
- Cloreto de magnésio
M - Molar
Mg - Miligrama
min - Minuto
mL - Mililitros
NaBH
4
- Borohidreto de sódio
NaOH - Hidróxido de sódio
NaB
2
H
4
- Boroidreto de sódio deuterado
NaBH
4
- Boroidreto de sódio
NaBD
4
- Borohidreto de sódio deuterado
H
2
O
2
- Peróxido de hidrogênio
PBS-BSA - Salina tamponada - soroalbumina bovina
PBST - Salina tamponada - Tween 20
PCR - Reação em cadeia da polimerase
p - Piranosídico
p/v - Peso/volume
pH - Potencial hidrogeniônico
ppm - Partes por milhão
Ran - Ramnose
RMN - Ressonância Magnética Nuclear
rpm - Rotações por minuto
TFA - Ácido trifluoracético
v/v - Volume/volume
Xil - Xilose
14
RESUMO
Os fungos dematiáceos constituem um grupo grande e heterogêneo,
caracterizado por possuírem um pigmento escuro, dihidroxinaftaleno melanina, na
parede celular de suas células. Esses fungos estão reunidos na família
Herpotrichiellaceae e podem ser patogênicos em hospedeiros vertebrados. Entre
as principais doenças causadas por estes agentes, destacam-se a
cromoblastomicose, ocorrida após implantação traumática destes agentes no
tecido subcutâneo com formação de corpos muriformes e a feohifomicose com
verificação de elementos fúngicos não diferenciados no tecido do hospedeiro. O
presente trabalho objetivou caracterizar o fungo Exophiala spinifera, agente de
feohifomicose, por meio de morfologia e seqüências ITS e caracterizar os
polissacarídeos sintetizados por este agente visando determinar o potencial
patogênico desta linhagem através de imunoensaios. O fungo foi cultivado sob
agitação constante por sete dias à temperatura de 36ºC em meio mínimo (MM),
que tem como fonte de carbono a glucose e em meio Czapeck-Dox (CD) cuja
fonte de carbono é a sacarose. O EPS foi recuperado do meio de cultivo por
centrifugação a 12.000 G e o sobrenadante foi submetido à precipitação etanólica
(3:1, v/v). Esta suspensão foi mantida a -20ºC overnight e após centrifugação
resultou no EPS nativo. Da biomassa foram obtidos polissacarídeos através de
extração aquosa. Para caracterizar os polissacarídeos foi determinada a
composição monossacarídica (Man:Gal:Glc), avaliado espectros de ressonância
magnética nuclear de
13
C e de GC-MS, sugerindo moléculas complexas.
Objetivando a obtenção de anticorpos para testes imunológicos utilizou-se o fungo
E. spinifera inativado para imunização via intraperitonial de camundongos
isogênicos balb c. Os anticorpos foram testados contra os exopolissacarídeos
produzidos e os polissacarídeos obtidos da parede celular, dentre as amostras a
que apresentou maior atividade imunogênica foi o EPS produzido no cultivo em
meio mínimo seguido do EPS produzido no meio czapeck-dox, as amostras
obtidas da parede celular do fungo E. spinifera apresentaram baixa atividade
imunogênica.
Palavras-Chave: Exophiala spinifera, exopolissacarídeos, antígenos, parede
celular
15
ABSTRACT
Dematiaceous fungi constitute a large and heterogeneous group, characterized by
the presence of the dark pigment dihydroxynaftalene melanin on the cell walls.
These fungi are member of the Herpotrichiellaceae family, and can be pathogens
in vertebrate hosts. Two diseased caused by these agents stand out:
chromomycosis, usually occurred after trauma implantation in the hosts’
subcutaneous tissue, forming muriform bodies; and phaeohyphomycosis verified
with the presence of generic fungi elements in host tissues. The fungus Exophiala
sp. is considered one of the phaeohyphomycosis and chromomycosis agents. The
goal of this work is to characterize the Exophiala spinifera fungus morphologically
and using molecule markers, studied through its sequences; and characterize the
polysaccharides it synthesizes, aiming to determine the pathogenic potential of
this lineage through immunological testing. The fungus was cultivated under
constant agitation for seven days at 36ºC in minimum environments (MM), with
glucose as a carbon source, and czapeck-dox environments (CD), with
saccharose as a carbon source. Exopolysaccharide (EPS) was extracted from the
environment using 12.000 G centrifugation and the supernatant was submitted to
ethanolic precipitation (3:1, v/v). The suspension was kept at -20ºC overnight and
then centrifuged, resulting in native EPS. Polysaccharides were obtained from the
biomass through aqueous extraction. In order to characterize the EPS the EPS-
MM and EPS-CD the monosaccharidic (Man:Gal:Glc) composition was determined
by evaluating the nuclear magnetic resonance (NMR) spectrum of
13
C and GC-
MS, thereby suggesting the presence of complex molecules. Isogenics balb C
mice were immunized intraperitoneal with the ESP fungus aiming at producing
antibodies for immunologic tests against the EPS and the polysccharides obtained
from cell walls of the fungus. EPS produced in MM environment showed a greater
immunogenic activity, followed by the EPS produced in the czapeck-dox, whereas
the samples obtained from the cell walls of the E. spinifera showed low
immunogenic activity.
Key Words: Exophiala spinifera, exopolysaccharides, antigens, cell wall
16
INTRODUÇÃO
Exophiala spinifera é um microrganismo com potencial patogênico em
pacientes imunodeprimidos, pertence à família Herpotrichiellaceae e também é
conhecido como fungo negro devido à pigmentação encontrada em sua parede
celular.
Infecções micóticas causadas por Exophiala sp. têm sido relatadas, e em
muitos casos podem levar a óbito. A identificação e o estudo dos agentes
causadores da infecção podem dar subsídios para o entendimento dos diversos
quadros clínicos causados por estes agentes e nortear testes diagnósticos.
A família Herpotrichiellaceae reúne a maioria dos fungos dematiáceos, os
quais são responsáveis por uma diversidade de quadros clínicos, tais como,
cromoblastomicose e feohifomicose.
Espécies de Exophiala são fungos ambientais comuns associados
freqüentemente com a madeira e ao solo deteriorado enriquecidos com resíduos
orgânicos e, também, são considerados os agentes etiológicos de feohifomicose e
eventualmente considerados os responsáveis por casos de cromoblastomicose.
A cromoblastomicose caracteriza-se por uma infecção normalmente
limitada à região subcutânea, onde o fungo Fonsecaea pedrosoi é o principal
agente etiológico. O termo feohifomicose abrange um amplo espectro de micoses
oportunistas causadas por fungos dematiáceos, que ocorrem desde forma
superficial, cutânea, subcutânea até sistêmica. Nesses tipos de infecções a
produção de anticorpos no hospedeiro pode ser conseqüência da sensibilização
por estruturas complexas presentes na camada externa da parede celular dos
fungos, como os lipídios e polissacarídeos os quais podem estar envolvidos nesse
processo e aparentemente exercem uma função significativa nas formações
tumorais provocadas por fungos dematiáceos. Estruturas como
exopolissacarídeos (EPS) também podem ser considerados como um fator de
virulência com um importante papel na patogenicidade (GUTIÉRREZ et al., 1996).
Deste modo, a caracterização desses polímeros vem sendo amplamente
17
realizada com o objetivo de esclarecer o papel destas estruturas durante o
processo infeccioso (ALVIANO et al., 1992; YURLOVA e HOOG 2002).
Existe uma diversidade de relatos de infecções a partir de inoculações por
estes fungos (HOOG E GUARRO, 1995) e um grande aumento no número de
casos em pacientes imunodeprimidos, tais como vítimas do câncer, AIDS e
transplantados.
O conhecimento das estruturas da superfície do fungo, bem como EPS
contribuem para ampliar o entendimento da patogênese auxiliando assim no
diagnóstico e tratamento das doenças caracterizadas por uma diversidade de
quadros clínicos, envolvendo desde aspectos crônicos de difícil tratamento até as
infecções de evolução rápida e muitas vezes fatal no caso dos pacientes
imunodeprimidos.
É importante ressaltar que devido à grande plasticidade morfológica destes
fungos, sua classificação taxonômica não se encontra totalmente definida. Sendo
assim, a utilização de métodos de Biologia Molecular pode proporcionar além da
comparação entre isolados patogênicos, uma caracterização mais refinada da
taxonomia destes fungos, auxiliando as limitações morfológicas.
Dentro deste contexto, o presente trabalho visou realizar a caracterização
molecular dos isolados por meio de seqüências das regiões interespaçadoras
(ITS) do gene que codifica o RNA ribossomal e caracterizar parcialmente a
estrutura dos polissacarídeos produzidos pelo fungo Exophiala spinifera isolado
de paciente com feohifomicose e utilizá-los para a produção de anticorpos
policlonais em camundongos, visando estudos imunológicos.
1.1 OBJETIVOS
1.1.1 Objetivo Geral
Identificar o isolado HCEML de Exophiala sp. por meio de morfologia e
seqüências ITS e caracterizar os polissacarídeos sintetizados por este agente
visando determinar a antigenicidade destes componentes através de
imunoensaios.
18
1.1.2 Objetivos Específicos
• Identificação do isolado por macro e micromorfologia e seqüenciamento
das regiões ITS1 e ITS2 do DNA ribossomal.
• Avaliar o crescimento do isolado em meios de cultura diferentes.
• Cultivo do isolado e obtenção de EPS.
• Caracterização parcial das estruturas presentes nos EPS e nos
polissacarídeos da parede celular através da espectroscopia de RMN de
13
C e análise de metilação.
• Produção de anticorpos e determinação de imunogenicidade dos
polissacarídeos isolados de Exophiala sp.
19
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 FUNGOS DEMATIÁCEOS
Fungos dematiáceos constituem um grupo grande e heterogêneo, cuja
principal característica é a pigmentação escura na parede celular das células
vegetativas e reprodutivas (AL-DOORY, 1983; BAYLES, 1989; DIXON E POLAK-
WISS, 1991).
Estes fungos estão amplamente distribuídos entre as divisões Zygomycota,
Ascomycota, Basidiomycota e Deuteromycota (HOOG e HAASE, 1993).
Estruturas morfológicas associadas a características do crescimento são critérios
importantes, possibilitando o agrupamento de alguns generos.
O desenvolvimento filamentoso é caracterizado por colônias de aspecto
escuro (marrom, verde oliva ou negras) onde microscopicamente observam-se
hifas com septos escuros. Muitas espécies são sapróbias e de crescimento
rápido, enquanto outras patogênicas desenvolvem-se lentamente em meios de
cultura definidos (HOOG e GUARRO, 1995).
Entre os dematiáceos de crescimento rápido alguns grupos são
caracterizados por possuírem conídios multicelulares, septados transversal e
longitudinalmente (dictioporos) tais como Altemaria, Stemphylium, Epicoccum,
Ulocladium. Enquanto outros gêneros como Curvularia e Drecheslera,
apresentam conídios multicelulares septados apenas transversalmente. Conídios
unicelulares são característicos dos gêneros sapróbios Cladosporium, Nigrospora
e Aerobasidium.
Os fungos dematiáceos que durante parte do seu ciclo de vida apresentam
desenvolvimento leveduriforme, são denominados de leveduras negras. A
primeira descrição deste grupo foi feita por Marpmann em 1986, designada
Saccharomyces niger Marpmann. Posteriormente, foram descritas leveduras
negras de importância industrial nos gêneros Moniella e Trichosporonoides,
divisão Basidiomicota. Esses fungos são caracterizados pela fermentação da
glicose e outros açúcares, ausência de crescimento na presença de trealose,
20
presença do sistema decoenzima Q-9 ubiquinona, ocorrendo principalmente em
substratos ácidos e gordurosos (HOOG, 1979).
As leveduras negras, Ascomycetes, compreendem dois principais grupos,
anamórficos da ordem Dothideales (família Dothideaceae) e Chaetothyriales
(família Herpotrichiellaceae), os quais são relacionados distantes um do outro a
partir de conexões teleomórficas, morfologia de colônia e dados de filogenia
baseados em seqüências do gene 18s do RNA ribossômico (UIJTHOF e HOOG
1995).
Os dematiáceos de crescimento lento produzem conídios por fiálides com
ou sem colaretes em cadeia ou simpodialmente, formando uma pequena família,
a Herpotrichiellaceae, a qual reúne especificamente agentes patógenos de
humanos pertencentes aos gêneros Phialophora, Ramichloridium, Rinocladiella,
Sarcinomyces, Cladophialophora, Exophiala e Fonsecaeae.
A família Herpotrichiellaceae reúne a maioria dos fungos dematiáceos, os
quais são responsáveis por uma diversidade de quadros clínicos, tais como:
Cromoblastomicose, micetomas e feohifomicose. Fungos pertencentes a esta
família como os gêneros Exophiala e Cladophialofora são conhecidos agentes
causadores de infecções com manifestações clínicas variadas em humanos e
animais (HOOG, 1993).
Frequentemente, o pigmento acumulado é a melanina, especificamente
dihidroxinaftaleno melanina (DHN) (DIXON e POLAK-WISS, 1991), pigmentos
carotenoides também podem ser encontrados. Esses pigmentos podem atuar na
proteção do organismo contra estresses, como desidratação e radiação UV (GEIS
e SZANISZLO, 1984). A melanina pode atuar também na proteção contra
enzimas líticas como quitinase e glucanases (TAYLOR et al., 1987; POLAK,1989;
DIXON e POLAK-WISS 1991). Linhagens que contém melanina na parede celular
são mais virulentas que mutantes não melanizadas (DIXON e SHADOMY 1980a).
Em fungos dematiáceos a melanina, presente na parede celular, tem função
antioxidante. Isto permite que estes fungos possam infectar organismos humanos
(JACOBSON et al., 1995).
A elucidação de fontes de fungos patogênicos na natureza é importante
para o diagnóstico de infecções fúngicas, sendo que o conhecimento de uma
21
determinada área geográfica endêmica pode facilitar no diagnóstico diferencial
(DIXON et al., 1980). Fungos dematiáceos patogênicos parecem estar limitados a
áreas tropicais e subtropicais (MCGINNIS, 1992).
As espécies E. dermititidis e E. jeanselmei são conhecidas por causarem a
cromoblastomicose e feohifomicose (MCGINNIS, 1983; NAKA et al., 1986). E.
spinifera também é relatada como agente causal destas infecções. (McGINNIS,
1983; PADHYE et al., 1999). Estima-se que mais de 100 espécies de fungos
dematiáceos possam causar doenças, inclusive Bipolaris, Exserohilum, (que
cresce na grama) e Exophiala, os quais podem se apresentar nos tecidos
lesionados como células leveduriformes, pseudohifas, hifas verdadeiras ou
qualquer combinação destas formas, sem a formação de corpos muriformes
(MCGINNIS, 1992). Existem diversos relatos de casos de micoses provocados
por fungos dematiáceos em pacientes imunodebilitados, tais como pacientes de
AIDS (VICENTE, 2000).
A taxonomia destes grupos é baseada em caracteres morfológicos, os
quais são extremamente variáveis. Sendo assim, outros métodos vêm sendo
incorporados, tais como métodos fisiológicos (STEADHAM et al., 1986; HOOG e
HAASE, 1993; HOOG et al., 1998, UNTEREINER e NAVEAU 1999) e
moleculares, os quais permitem a comparação de anamórficos com teleomórficos
(HAASE et al., 1999; UNTEREINER, 1997; UNTEREINER e NAVEAU, 1999).
Poucos grupos de fungos podem causar uma diversidade de quadros
clínicos diferentes como os dematiáceos. Especialmente as leveduras negras da
família Herpotrichiellaceae as quais causam micoses em humanos sem serem
dependentemente parasitas animais (HOOG, 1993).
Uma hipótese supõe que os fatores de virulência podem ter sido adquiridos
durante um episódio da evolução de um antepassado em comum na forma de um
ramo monofilético dentro da família Herpotrichiellaceae (HOOG et al., 1999).
Sendo assim, a classificação de leveduras negras por métodos
morfológicos é muito dificultada, justamente por esses fungos apresentarem ciclo
de vida variado, denominado anamórfico na fase assexuada, teleomórfica na fase
sexuada, o termo holomórfico é empregado quando se conhece as fases sexuada
e assexuada do fungo (McGINNIS e SHELL, 1980; HOOG e GUARRO, 1995).
22
Métodos moleculares vêm sendo usados como auxiliares e complementares no
estabelecimento de populações, variedades e espécies em fungos dematiáceos.
(HOOG et al., 1999; UNTEREINER, 1997).
A Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) vem sendo utilizada na
identificação de anéis de crescimento, cicatrizes e na identificação de Exophiala
spp. (DIXON e SHADOMY, 1980a).
Os patógenos dos gêneros Exophiala e Cladophialophora parecem ser
membros anamórficos da família Herpotrichiellaceae dos Ascomicetos
(MASCLAUX et al., 1995; UNTEREINER, 1997).
Uma análise filogenética de 55 linhagens, todas membros da família
Herpotrichiellaceae (Ordem Chaetothyriales), incluindo 11 teleomórficos do gênero
Capronia, foi realizada a partir do seqüenciamento do gene DNA ribossomal 18S.
Neste estudo foram encontradas novas combinações para espécies de Exophiala e
Cladophialophora. A partir dos dados obtidos os autores concluíram que a família
Herpotrichiellaceae surgiu durante um período evolucionário relativamente curto, a
qual se encontra num processo ativo de evolução, principalmente para os agentes
patogênicos humanos (HAASE et al., 1999).
A presença de íntrons em linhagens originárias de diversos continentes sugere
uma rápida adaptação para hospedeiros humanos (GERRITS VAN DEN ENDE e
HOOG, 1999). De acordo com Hoog et al. (1998), a evolução da família
Herpotrichiellaceae pode ter sido dirigida pelas preferências ecológicas, refletindo um
padrão de adaptação destes agentes para humanos, onde provavelmente a
patogenicidade seria um processo evolutivo de múltiplos passos, cuja pressão evolutiva
seria a adaptação para a condição especial de sobrevivência no corpo humano.
2.2 MANIFESTAÇÕES CLÍNICAS E TRATAMENTO
Em geral, a infecção por estes fungos ocorre devido à implantação
traumática destes no hospedeiro (MCGINNIS, 1983; MONTERO-GEI, 1970;
RIPPON, 1988). Diversos desses agentes são considerados oportunistas (HOOG
e GUARRO, 1995), pois habitam nichos ecológicos não animais e estão
presentes em tecidos humanos por acaso.
23
A maioria dos fungos dematiáceos causadores de micoses humanas
encontra-se agrupada na família Herpotrichiellaceae, ordem Chaetothyriales, mas
algumas espécies estão classificadas na ordem Dothideales. Existem diversos
relatos de infecções a partir de traumas (HOOG e GUARRO, 1995). Entre as
infecções micóticas causadas por estes fungos, inclui-se micetomas eumicóticos,
feohifomicoses e cromoblastomicose, as quais podem afetar simplesmente a
região de inoculação, interiorizar-se ou disseminar-se (MONTERO-GEI, 1970;
MCGINNIS, 1983; RIPPON, 1988).
A cromoblastomicose é uma infecção caracterizada pela formação de
nódulos cutâneos verrucosos de desenvolvimento lento, esta moléstia se localiza
de preferência na pele e tecido subcutâneo, propagando-se, às vezes, à rede
linfática da região afetada (HOOG e GUARRO, 1995). Entre os agentes
etiológicos mais comuns estão: Fonsecaea pedrosoi, Cladophialophora carrionii,
Phialophora verrucosa, Rhinocladiella aquaspersa, Exophiala dermatitidis,
Exophiala jeanselmei e Exophiala spinifera. A cromoblastomicose pode ser
considerada uma doença ocupacional e sua principal ocorrência se dá em regiões
de clima tropical como Madagascar, norte da Venezuela, e região amazônica do
Brasil, (ESTERRE e QUEIROZ-TELLES, 2006).
Apesar de ser relatada como infecção de ocorrência tropical, há estudos que
relatam casos na região sul do Brasil. No estado do Paraná, um estudo com 71
pacientes diagnosticados como portadores da doença, o agente etiológico mais
freqüente foi Fonsecaea pedrosoi, isolado em 95,5% dos casos; porém, em três
ocasiões, detectou-se a presença de agentes incomuns: Fonsecaea monophora,
Exophiala jeanselmei e Exophiala castellanii, A separação clínico-patológica entre
alguns tipos de lesões de cromoblastomicose e da feohifomicose subcutânea é
imprecisa, sugerindo tratar-se de uma doença espectral (QUEIROZ, 1997).
A feohifomicose é uma infecção que se manifesta como um processo crônico
e destrutivo. (MCGINNIS, 1983; MONTERO GEI, 1970; RIPPON, 1988), Todos estes
fungos aparecem semelhantes nos tecido, logo para seu diagnóstico etiológico
devem ser cultivados e examinados ao microscópio a partir de sua cultura.
A feohifomicose abrange as micoses oportunistas causadas por fungos
dematiáceos, que ocorrem desde as formas superficial, cutânea, subcutânea e
24
até sistêmica. Os pacientes imunodeprimidos são os que apresentam maior risco.
A forma subcutânea ocorre em países de clima tropical, subtropical e temperado,
sendo Exophiala jeanselmei o agente mais freqüente (KNOW-CHUNG e BENETT,
1992); porém Padhye et al. (1999) relataram um caso clínico de feohifomicose
subcutânea causada por Cladophialophora devriseii.
Feohifomicose causada por espécies de Exophiala têm sido relatada em
pacientes normais e imunodeprimidos (KWON-CHUNG e BENNETT, 1992).
A feohifomicose cerebral apresenta ampla distribuição geográfica, sendo
causada principalmente por Cladophialophora bantiana, Exophiala dermatitidis,
Ramichloridium mackenziei (WALZ et al., 1997; HORRÉ e HOOG, 1999). Há
relatos de que Cladophialophora arxii e Fonsecaea pedrosoi, agente conhecido da
cromoblastomicose, são agentes causais desta doença (TINTELNOT et al., 1995;
KRAVOLIC et al., 1998),
Os leucócitos, para protegerem o organismo de infecções ocasionadas por
microrganismos, secretam substâncias altamente oxidantes. Para que estes
fungos possam sobreviver a este ataque, eles necessitam de alguma substância
que neutralize estes agentes oxidantes. Em fungos dematiáceos, a melanina,
presente na parede celular, tem função antioxidante. Isto permite que estes
fungos possam infectar organismos humanos (FARBIARZ et al.,1990).
As infecções causadas por estes fungos normalmente são curáveis com
ressecção cirúrgica da lesão e terapia antifúngica. Os antifúngicos mais utilizados
são Anfotericina B, Fluorocitosina e Itraconazol isolados ou associados (MATTE,
et al., 1997), Cetoconazol e Fluconazol também são utilizados em infecções
fúngicas.
A Anfotericina B se liga ao ergosterol da membrana celular dos fungos,
provocando a desintegração das mesmas e extravasamento do conteúdo celular,
destruindo a célula. A droga de primeira escolha nos casos de infecções fúngicas
graves e de infecções fúngicas em pacientes leucopênicos é a anfotericina B já
que a resistência a esse antibiótico é rara. Este antifúngico tem amplo espectro de
ação incluindo: Aspergillus, Candida, Blastomices, Cryptococcus, Histoplasma,
Paracoccidioides, Rhizopus, entre outros. É administrado por via endovenosa sob
a forma de dispersão coloidal e liposomal, encapsulada em liposomos. Náuseas,
25
vômitos, cefaléia, febre e tremores são os efeitos colaterais mais comuns que se
tornam mais brandos ao longo do tratamento. Esses efeitos adversos também
podem ser minimizados diminuindo a velocidade de infusão do soro, pela adição
de hidrocortisona 50 mg durante a infusão colocada no soro que corre em Y ou
ainda administração por via parenteral de clorfeniramina (12,5 mg a 25 mg).
Podem ser detectados sinais de toxicidade renal, com elevação da concentração
sérica de creatinina e hipopotassemia (NETO e FIGUEREDO 1996).
A fluorocitosina é uma pirimidina fluorinada sintética que, ao ligar-se à
célula fúngica, causa alterações na síntese protéica e na inibição da síntese de
DNA do microorganismo. Seu espectro de ação limita-se a espécies de: Candida,
Cryptococcus, Cladosporium, Fonsecae e Phialophora. Sua principal indicação é
como coadjuvante no tratamento da neurocriptococose, em associação com a
anfotericina B (NETO e FIGUEREDO 1996).
O cetoconazol é um imidazólico sintético que interfere com a biosíntese do
ergosterol, causando alterações na estrutura e função da membrana celular do
fungo. É um antifúngico de amplo espectro de ação, incluindo espécies de
Candida, Histoplasma e Paracoccidioides (NETO e FIGUEREDO 1996).
O Itraconazol é um composto triazólico sintético que interfere na 14-alfa
demetilação, dependente do citocromo P 450, da síntese do ergosterol, alterando a
estrutura e função da membrana celular do fungo. Tem amplo espectro de ação,
incluindo espécies de Candida, Aspergillus, Cryptococcus, Histoplasma,
Paracoccidioides. O fluconazol é um composto bi-triazólico sintético, com mecanismo
e espectro de ação semelhante ao itraconazol (NETO e FIGUEREDO 1996).
Roizenblatt (1999) descreveu dois casos de pacientes com endoftalmite
micótica tardia após facectomia com implante intraocular o fungo identificado foi o
dematiáceo Exophiala jeanselmei. A anfotericina B intravítrea e em câmara
anterior foi utilizada no tratamento destes pacientes, a resolução clínica aparente
foi atingida, embora após três meses em um caso e seis meses em outro houve
recidiva do processo infeccioso de forma mais agressiva que a manifestação
inicial, evoluindo para endoftalmite severa e atrofia do globo ocular.
Infecção ocular por Exophiala jeanselmei é muito rara e grave, sendo o
isolamento e a identificação do agente de grande importância na orientação
26
correta de uma possível conduta clínica e cirúrgica. Após a remissão do quadro
infeccioso, recomenda-se acompanhamento prolongado e cuidadoso, para a
detecção precoce e reintrodução imediata do tratamento (ROIZENBLATT, 1999).
2.3 COMPOSIÇÃO DA PAREDE CELULAR FÚNGICA
Além dos pigmentos carotenóides e a melanina (GEIS e SZANISZLO,
1984; TAYLOR et al., 1987; POLAK, 1989; DIXON et al., 1991) que são prováveis
responsáveis pela proteção contra alguns estresses, a parede celular pode conter
proteínas, glicoproteínas e carboidratos, entre outros componentes.
Os carboidratos podem ser divididos em homopolissacarídeos, que são
polissacarídeos contendo apenas um tipo de unidade monomérica e podem ser
distinguidos por seus locais de síntese de substrato (SUTHERLAND, 1982) onde
os dextranos e levanos são sintetizados a partir de um substrato específico, como
a sacarose, por processo essencialmente extracelular, e os heteropolissacarídeos
que contém dois ou mais tipos diferentes de unidades monoméricas e são
sintetizados intracelularmente a partir de várias fontes de carbono e então
excretados. Essas unidades monoméricas são conhecidas como
monossacarídeos, que apresentam grupos aldeídos ou cetonas contendo grupos
hidroxilas ligados à molécula. Os polissacarídeos são polímeros que ligam
centenas ou milhares de unidades de monossacarídeos (SUTHERLAND, 1982).
Homopolissacarídeos como glicogênio, uma α glucana consistindo de uma
cadeia linear de α-(1→4)-D-Glcp com ramificações compostas por α-(1→6)-D-Glcp,
agem como reserva de monossacarídeos utilizados na obtenção de energia ou como
elementos estruturais de paredes celulares. Foi determinado que uma α-glucana
semelhante ao glicogênio isolada da parede celular de Pseudallescheria boydii está
envolvida na ativação de receptores do tipo Toll (TLRs -Toll-like receptors) com
respectiva indução da resposta imune inata (BITTENCOURT. et al 2006). TLRs são
uma família de proteínas transmembranas do tipo I homólogas a receptores Toll
encontradas em Drosophila (MEDZHITOV et al., 1997; ROCK et al., 1998). TLRs
estão envolvidos na indução à resposta a uma infecção, essas proteínas são
mediadoras da ligação de moléculas presentes nos patógenos e conseqüente
27
indução da resposta imune adaptativa promovendo atividade antimicrobiana através
da produção de citocinas (TAKEDA et al., 2003, IWASAKI; MEDZHITOV, 2004).
Lipídeos de superfície e proteínas influenciam na aderência dos fungos
com as células a serem infectadas. Souza et al., 1986, estudaram a interação de
resíduos de manose e de N-acetilglucosamina no processo de conexão e invasão
em Fonsecaea pedrosoi. Ainda, em células de F. pedrosoi foram detectados
polissacarídeos compostos de glucose, manose galactofuranose, ramnose e
glucosamina; e os seguintes ácidos graxos: ácido palmítico, ácido esteárico, ácido
oléico, ácido linoléico e ácido aracdônico (ALVIANO et al., 1995).
Carboidratos de forma geral exercem um papel importante no
reconhecimento celular, podem ainda funcionar como sítios de ligação para
toxinas (GRIFFITTS et al., 2005). Desempenham funções como transferência e
armazenamento de energia e são os principais componentes da parede celular.
São classificados em carboidratos estruturais, compondo a membrana celular e
mantendo a função de sustentação das plantas, e carboidratos não estruturais,
atuando em processos bioquímicos diversos, que necessitam da parte de
carboidratos que é armazenada em estruturas de reservas.
Açúcares são considerados responsáveis por desencadear a resposta
imune, porém os mecanismos ainda são desconhecidos (DISSANAYAKE, 2004).
2.4 EXOPOLISSACARÍDEOS (EPS)
A superfície celular microbiana é uma fonte rica em moléculas contendo
carboidratos. Os fungos produzem grande variedade de estruturas
polissacarídicas. Os polissacarídeos constituem grande parte da biomassa do
fungo na qual a parede das hifas geralmente contém mais de 75% de
carboidratos (GUTIÉRREZ et al., 1996).
Os polissacarídeos dos fungos podem ser encontrados no meio
extracelular (EPS), no meio intracelular ou podem estar associados às paredes ou
membranas. São encontrados na forma de homopolímeros, heteropolímeros,
glicoproteínas ou peptideopolissacarídeos (GUTIÉRREZ et al., 1996). É possível
a visualização de EPS através de microscopia ótica por coloração negativa ou
28
utilizando corantes especializados (SUTHERLAND, 1988).
Hifas estão sujeitas a alteração das condições nutricionais, isto provoca
mudanças nas características morfológicas durante o crescimento, é possível que
os polissacarídeos de parede tenham o mesmo comportamento nessas condições
(BARDALAYE e NORDIN, 1976).
A Ressonância Magnética Nuclear (RMN) é uma importante ferramenta na
pesquisa biológica, é utilizada na elucidação de estruturas ou no estudo de
mecanismos biológicos (WAGNER, 1997). É usualmente utilizada na
determinação estrutural de oligossacarídeos e polissacarídeos (AGRAWAL, 1992;
VAN HALBEEK, 1994), pois é útil na determinação da configuração glicosídica,
posição das ligações, seqüência de ligação, e da conformação espacial de
oligossacarídeos ou partes específicas de carboidratos complexos (EVANS,
1996).
Os EPS são compostos primariamente de carboidratos, esses carboidratos
são extremamente variados, a maioria dos açúcares são aqueles mais
comumente encontrados nos polissacarídeos de animais e plantas. D-glucose, D-
galactose e D-manose estão presentes em muitos EPS na forma piranosídica
(SUTHERLAND, 1990).
Polissacarídeos são antigenicamente importantes, como antígenos e
também estão envolvidos em mecanismo de reconhecimento célula-célula ou
célula-hospedeiro (AHRAZEM et al., 1997).
Os fungos da família Herpotrichiellaceae utilizam resíduos de polissacarídeos
para aderirem e entrarem em células a serem parasitadas. No processo de adesão o
fungo invasor conecta-se com resíduos de manose presentes na membrana
plasmática da célula e utiliza resíduos de N-acetilglucosamina no processo de
ingestão (LIMONJI et al., 1997). A presença de polissacarídeos contendo glucose,
manose, ramnose e glucosamina em suas estruturas, foi observada nos
componentes do micélio da membrana externa de F. pedrosoi.
29
2.5 UTILIZAÇÃO DE MARCADORES MOLECULARES NA IDENTIFICAÇÃO E
TAXONOMIA DE FUNGOS DEMATIÁCEOS
A variabilidade genética em microrganismos pode ser evidenciada por
técnicas clássicas ou moleculares. As técnicas clássicas baseiam-se na análise a
partir da caracterização morfológica ou bioquímica, já as técnicas moleculares são
utilizadas em grande escala no estudo da biodiversidade de fungos e oferecem
ferramentas para análise da identidade e características do microrganismo
através dos ácidos nucléicos.
Dentre as várias técnicas de biologia molecular utilizadas para a detecção
da variabilidade genética está análise do DNA ribossômico através de seqüências
ITS. O uso do DNA ribossomal (rDNA) como marcador molecular, também pode
ser empregado na análise da variabilidade genética, para uma ampla faixa de
níveis taxonômicos. As seqüências codificantes do rDNA evoluem lentamente e
são altamente conservadas, possibilitando, assim, estudos com organismos
pouco relacionados taxonomicamente. Ao contrário do rDNA, as regiões
espaçadoras internas destes genes, conhecidas como ITS evoluem rapidamente,
apresentando alto polimorfismo, e sendo desta forma, de grande interesse nos
estudos filogenéticos de gêneros, espécies e populações (WHITE et al., 1990).
A reação em cadeia da polimerase (PCR), foi desenvolvida por Kary Mullis
na década de 80, foi possível a produção, in vitro, de múltiplas cópias de
seqüências específicas de DNA, sem que estes segmentos fossem clonados
(ALBERTS et al., 1994). A técnica baseia-se na desnaturação do DNA
submetendo-o a altas temperaturas, permitindo que as duas fitas simples
formadas sejam duplicadas. É necessário um par de oligonucleotídeos utilizado
como iniciador (primers), que irá se anelar às fitas simples do DNA em suas
extremidades 3” OH.
Os primers são produzidos artificialmente de maneira que suas seqüências
de nucleotídeos sejam complementares à seqüência específica. SAIKI et al.
(1985) isolaram uma DNA polimerase (Taq polimerase) de uma bactéria (Thermus
aquaticus) que vive em fontes térmicas, e cuja enzima polimeriza a 72°C,
30
mantendo assim a atividade por algumas horas a 95°C. Isso possibilitou a
completa automatização do processo de PCR (WATSON et al., 1992).
Um estudo feito por ABLIZ et al. (2003) objetivou investigar a eficácia das
análises de seqüências de domínios D1/D2 de DNAr na identificação de fungos
dematiáceos. HAYNES et al. (1995), propuseram a identificação e detecção de
diversos fungos patogênicos de humanos utilizando PCR específica a partir de
primers de seqüência de DNAr. Os produtos de seqüenciamento para cada fungo
analisado eram bandas de tamanhos diferentes, possibilitando a padronização
para cada espécie em questão.
O uso de seqüências específicas de RNAr para a identificação das
relações filogenéticas, tem representados um grande avanço no estudo de fungos
dematiáceos de importância clínica. Anamórficos de Exophiala (leveduras negras)
foram acomodados como ascomicetos a partir de seqüências 18s e ITS de DNAr
(HOOG et al., 1998). Untereiner et al. (1995), desenvolveram um estudo baseado
na seqüência SSU (subunidade menor) região 18s do DNAr, demonstrando a
correlação existente entre espécies de Exophiala e leveduras negras anamórficas.
Exophiala e Phialophora foram relacionados próximos através de
seqüências ITS1, onde Phialophora verrucosa agrupou-se entre Exophiala sp.
(YAN et al., 1995 HOOG et al., 1999).
A levedura negra Exophiala dermatitidis é um patógeno humano em
potencial (HORRÉ e HOOG, 1999). Na Europa o fungo tem sido caracterizado
como um colonizador subclínico de pacientes com fribose cística (HAASE et al.,
1995). Em contraste, casos neurológicos fatais têm sido relatados no Japão em
pacientes aparentemente sadios e imunologicamente normais (HIRUMA et al.,
1993). Biologicamente, esta espécie apresenta um alto grau de polimorfismo
desde formas leveduriformes, pseudomicélio, micélio, corpos multicelulares, além
da variação na forma dos conídios (HOOG et al., 1994) com nenhum teleomórfico
descrito. Entretanto, diversas espécies de Ascomicetos do gênero Capronia da
família Herpotrichiellaceae apresentam anamórficos do tipo Exophiala em cultura
(UNTEREINER et al., 1995; 1997). Estudos taxonômicos realizados a partir de
seqüência da região 18s do gene DNAr possibilitaram a reunião de E. dermatitidis
e espécies do gênero Capronia (HAASE et al., 1999).
31
Exophiala spinifera é morfologicamente diferenciada dentro do gênero
Exophiala, apresentando conidióforos multicelulares é uma das espécies de maior
virulência dentro do grupo (WANG et al., 1987). Haase et al. (1999),
demonstraram que E. spinifera e E. jeanselmei constituem um grupo
filogeneticamente delimitado dentro da família Herpotrichiellaceae e distinto de
outras espécies de Exophiala. Hoog et al. (1997), verificaram tal correlação
analisando seqüências ITS e caracteres fisiológicos. Neste estudo foi verificado a
relação entre o sinanamórfico Phaecoccomyces exophiale com Exophiala
spinifera, reunidos no mesmo grupo baseados nas distâncias do domínio
completo das regiões interespaçadoras (ITS) e a região 5.8s do gene DNAr.
32
3 MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 MATERIAL BIOLÓGICO
Foi utilizado um isolado Exophiala sp. HCEML gentilmente cedida pelo
setor de micologia do Hospital de Clinicas de Curitiba. A amostra foi isolada de
paciente imunodeprimido.
3.2 MEIOS DE CULTURA E SOLUÇÕES UTILIZADAS
3.2.1 Czapeck-Dox (CD)
Sacarose 30 g
NaNO
3
2 g
K
2
HPO
4
1 g
MgSO
4.
7H
2
O 0,5 g
KCl 0,5 g
FeSO
4
0,01 g
H
2
O destilada q.s.p. 1 L
3.2.2 Butterfield (BF)
Glicerol 5 mL
MgSO
4
1,5 g
KH
2
PO
4
1,8 g
H
2
O destilada q.s.p. 1 L
3.2.3 Meio Mínimo (MM)
NaNO
3
6g
KH
2
PO
4
1,5g
KCl 0,5g
MgSO
4.
7H
2
O 0,5g
FeSO
4
0,01g
Zn SO
4
0,01g
Glucose 10g
H
2
O destilada q.s.p. 1 L
33
3.2.4 Sabouraud Dextrosado
Dextrose 40g
Neopeptona 10g
Ágar 15g
Água destilada 1000mL
pH foi ajustado para 7 e a solução mantida em geladeira.
3.2.5 DNA Polimerase
Para as reações de amplificação foi utilizado Taq polimerase da marca
Invitrogen com concentração de 5 U/µL.
3.2.6 dNTP
Os desoxirribonucleotídeos dATP, dTTP, dGTP, dCTP foram diluídos em
água ultra pura a 2,5 Mm. Foi utilizada a concentração final de 0,2 mM para cada
dNTP nas reações de amplificação.
3.2.7 Gel de Agarose (0,8%)
Agarose 0,8 g
Tampão TBE 1X 100 mL
3.2.8 Gel de Agarose (1,6%)
Agarose 1,6 g
Tampão TBE 1X 100 mL
34
3.2.9 Primers
TABELA 1 - SEQÜÊNCIA E POSIÇÕES ESPECÍFICAS DOS PRIMERS PARA
AMPLIFICAÇÃO DOS DIFERENTES DOMÍNIOS DO DNAr
Primer
Seqüência 3’→ 5’ Posição* Referências
1. V9D TA AgT CCC TgC CCT TTg TA SSU 1610-1629
Hoog e Gerrits van den Ende
(1998)
2. LS266 gCA TTC CCA AAC AAC TCg ACT C LSU 287-266 Masclaux et al. (1995)
3. ITS1 TCC Gta ggT gAA CCT gCg G SSU 1768-1787 White et al. (1990)
4. ITS4 TCC TCC Gct TAT TgA TAT gC LSU 69-50 White et al. (1990)
* A posição do primer é relativa à Saccharomyces cerevisiae
Os primers foram diluídos água ultra-pura usando o peso molecular do
primer individual dado pelo fornecedor. Os primers diluídos foram mantidos a -
20ºC.
3.2.10 Tampão CTAB
Tris-base 2,42 g
Cloreto de sódio 8,2 g
Na-EDTA 0,74 g
CTAB 2 g
Água ultra pura 80 mL
pH 7,5
3.2.11 Tampão de corrida para gel de agarose (TEB 10X) – Ph 8,0
Tris-base 54 g
Ácido bórico 27,5 g
EDTA 0,5M 20 mL
Água ultra pura q.s.p. 500 mL
35
3.2.12 Tampão de Corrida para Gel de Agarose (TEB 1X)
TEB 10X 100 mL
Água ultra pura 900 mL
3.2.13 Tampão Tris-EDTA (TE)
Tris-HCl (Ph 8,0) 20 mM
EDTA 20 mM
3.2.14 Brometo de Etídio
O brometo de etídio 1,0% (p/v) foi dissolvido em água destilada, agitando-
se por 2 horas (SAMBROOK; FRITSCH e MANIATIS, 1989). A solução foi
estocada a temperatura ambiente. Para a revelação, foram diluídos em 3 µl de
água destilada.
3.2.15 Solução PBS-BSA (salina tamponada - soroalbumina bovina) 1%
PBS 100 mL
BSA 1g
3.2.16 Solução PBS-BSA (salina tamponada - soroalbumina bovina) 0,1%
PBS 100 mL
BSA 0,1 g
3.2.17 Solução PBST (salina tamponada - Tween 20) 0,05%
PBS 1x 1000 mL
Tween 20 500 µL
36
3.3 ESTERILIZAÇÃO
Os meios de cultura e o material utilizado para biologia molecular foram
esterilizados em autoclave com pressão atmosférica de 1 atm durante trinta
minutos. Com o material contaminado seguiu-se o mesmo procedimento por
quarenta minutos para depois ser descartado.
3.4 MANUTENÇÃO E REPIQUE DOS ISOLADOS
Para ser estocado o fungo isolado foi repicado em frascos com ágar
Sabouraud e incubados a 36°C. Após o crescimento estes frascos foram mantidos
a 4°C. Os repiques eram repetidos cada quarenta dias.
3.5 EXTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO DO DNA
A amostra foi cultivada em ágar Sabouraud por sete dias a 28°C. Em
seguida foi coletado 1 cm² do micélio, que foi macerado em uma mistura
esterilizada com 300 µL de tampão CTAB e sílica gel/celite 2:1 por cinco minutos.
Adicionou-se 200 µL de tampão CTAB, misturando bem em agitador de tubos e
incubado por dez minutos a 65 °C. Após a incubação foram adicionados 500 µL
de clorofórmio seguida de centrifugação por cinco minutos a 20500 G. O
sobrenadante foi transferido para outro tubo tipo “eppendorf”, ao qual foram
adicionados 800 µL de etanol 96% gelado e colocado no freezer (-20°C) por trinta
minutos, para precipitação do DNA. Foi feita nova centrifugação a 20500 G por
cinco minutos seguida da retirada do sobrenadante. O precipitado de DNA foi
lavado com 500 µL de álcool 70% gelado e misturado cuidadosamente. Em
seguida foi realizado nova centrifugação a 20500 G por cinco minutos, retirada do
sobrenadante e o DNA foi deixado desidratando a temperatura ambiente por 15
minutos (com o tubo aberto e vertido). O pellet foi ressuspendido em solução
contendo 97,5 µL de tampão TE e a mistura incubada a 37°C por cinco minutos. A
integridade do DNA foi verificada em gel de agarose 0,8% e os DNAs
armazenados à temperatura de -20ºC.
37
3.6 PCR – RIBOTIPAGEM
Fragmentos de DNA ribossômico foram amplificados usando os pares de
primers V9D e LS266 (Tabela 1). Para a reação de PCR foi utilizado um volume
de 50,3 µL contendo 25 µL de água ultra pura; 10 mM tris-HCl; 1,5 mM MgCl
2
6H
2
O; 200 mM de cada deoxinucleotídeo trifosfatado; 50 pmol de cada primer; 0,5
U de Taq DNA polimerase, 2 µL de DMSO e entre 10 - 100 ng de DNA total. O
programa de amplificação utilizado consistia de 30 ciclos (30s de desnaturação a
99°C; 60s de anelamento a 55°C; 60s de síntese a 72°C), utilizando dois minutos
para a desnaturação inicial e três minutos de extensão final. Os produtos foram
aplicados em gel de agarose 1,6% (utilizando 7 µL de amostra e 3 µL de tampão
de amostra). O gel foi corado em solução de Brometo de etídio e os fragmentos
de amplificação obtidos foram visualizados em foto-documentador de gel. O
marcador de peso molecular utilizado foi de 1 Kb.
3.6.1 Purificação dos Produtos da PCR
Ao tubo da amplificação foi adicionado 2/3 do volume já existente de acetato
de amônia 7,5 M e 2,5 vezes o volume de amplificação com etanol 96°, foi incubado
por 5 minutos. Em seguida realizou-se centrifugação a 20500 G por 15 minutos e o
sobrenadante foi descartado. Ao precipitado foi acrescido 100 µL de etanol 70% e
nova centrifugação a 20500 G por 15 minutos foi realizada. O sobrenadante foi
descartado e o pellet de DNA secado a vácuo e em seguida suspenso em 15 µL de
água ultra-pura. Os produtos da purificação foram visualizados em gel de agarose
1,6% utilizando fago lambda (λØ) digerido como marcador de peso molecular
referencial para a determinação da concentração do DNA.
3.6.2 Reação de Seqüenciamento
Na PCR realizada para o seqüênciamento foram utilizados os primers ITS1
e ITS4 (Tabela 1). Para cada reação foram usados 2 µL do mix “Bigdie
terminador” (Terminator Ready Reaction da Perkin-Elmer Applied Biosystem), 30
38
ng do produto de PCR purificado, 0,5 µL do primer (ITS1 ou ITS4) e água ultra
pura a completar 10 µL de reação. O programa de amplificação consistiu de 25
ciclos de 10 segundos a 96°C; 5 segundos a 50°C e 4 minutos a 60°C. Após 25
ciclos foi realizada refrigeração a 4°C.
3.6.3 Precipitação do DNA Para ser Seqüenciado
Para o volume de 10 µL de reação foram adicionados 1 µL de solução de
acetato de amônio 7,5M, 10 µL de água ultra pura, 65 µL de etanol a 96°C. A
mistura foi incubada por 5 minutos a temperatura ambiente e centrifugada a
20500 G por 20 minutos. O sobrenadante foi retirado e o pellet de DNA lavado
com 100 µL de etanol 70% e centrifugado a 20500 G por 15 minutos. O
sobrenadante foi novamente retirado e o pellet secado a vácuo por 15 minutos na
ausência de luz.
3.6.4 Seqüenciamento
Após o tratamento descrito no item 3.6.2 os tubos foram embalados em
papel alumínio, protegendo-os da luminosidade. Cada amostra foi suspensa em 5
µL de água ultra pura e submetida à eletroforese no seqüenciador automático de
DNA modelo “Prism ABI” (377) da “Perkin-Elmer”.
3.6.5 Edição e Análise das Seqüências
As seqüências obtidas foram alinhadas e editadas com o auxílio do
programa BioEdit (HALL, 1977), analisadas e comparadas com outras seqüências
existentes no banco de dados do NCBI (2004) pelo programa BLAST (ALTSCHUL
et al., 1997).
3.7 ÁRVORE FILOGENÉTICA
Uma tentativa de alocação da espécie patogênica dentro de uma unidade
taxonômica (táxon) mais limitada foi realizada através de análises filogenéticas
das seqüências obtidas no GenBank de subunidades (táxons) do grupo mais
39
inclusivo e outros grupos irmãos. As seqüências de nucleotídeos foram
processadas com o auxílio do programa BIOEDIT (HALL, 1999) e alinhadas
através do uso do programa Clustal W (THOMPSON et al., 1994), sendo que as
áreas de alinhamento ambíguo foram excluídas.
A reconstrução filogenética com dados moleculares foi executada utilizando
o método de máxima parcimônia (HILLIS et al., 1996) (utilizando dados não
pesados e pesagem maior para transversões - 2:1). Os programas Paup*4.0 b10
(SWOFFORD, 2003) foram usados, de acordo com os métodos de reconstrução
empregados. A busca da árvore mais parcimoniosa em cada análise foi realizada
através da comparação de resultados de dez adições aleatórias de táxons.
Suporte de ramos das hipóteses filogenéticas resultantes obtidas através das
análises de parcimônia foi determinado através de reamostragem por Bootstrap
(FELSENSTEIN, 1985). Um total de cem réplicas foi utilizado para cada análise.
3.8 CURVAS DE CRESCIMENTO
Amostras do isolado HCEML de Exophiala sp. foram inoculadas em 250
mL dos meios de cultura, Czapeck-Dox (CD) à base de sacarose, Butterfield (BF)
com glicerol e Meio Mínimo (MM) composto por glucose, contidos em frascos
Erlenmeyer, estes foram incubados a uma temperatura de 37ºC sob agitação
durante 24 horas. Após 24 horas de incubação foi retirado, de cada meio de
cultura, uma alíquota de 10 mL utilizando pipeta de vidro esterilizada. Do volume
retirado, 1 mL foi separado para dosagens dos açúcares, os outros 9 mL
restantes foram filtrados a vácuo e realizou-se precipitação etanólica como
descrito no item 3.9. Todo esse processo foi repetido a cada 24 horas de
incubação durante oito dias.
As curvas de crescimento e de produção de EPS foram elaboradas
utilizando o peso da biomassa retida na filtragem, após a liofilização, e com o
precipitado de EPS dialisado e liofilizado.
Além das curvas de crescimento e produção de EPS foi analisado o
consumo de sacarose no meio CD e glucose no meio de MM. A metodologia
empregada na quantificação de glucose procedeu-se com o uso do kit de glucose
oxidase, por espectrofotometria. Para a dosagem de sacarose o método utilizado
40
foi CCD, como padrões foram utilizados soluções de sacarose em diferentes
concentrações. Os resultados observados com a revelação (com orcinol) da placa
de cromatografia foram transmitidos e analisados com o auxilio do programa
Scion Image, onde procedeu-se a digitalização da imagem para realizar a
densitometria da curva padrão de sacarose e as amostras obtidas nos diferentes
dias de crescimento. Após a desitometria das áreas, os dados foram plotados em
gráficos no programa Microsoft Excel 2000.
3.9 EXTRAÇÃO DOS EXOPOLISSACARÍDEOS
Após o cultivo da linhagem em estudo, o EPS nativo foi obtido por
precipitação etanólica (3:1,v/v) do meio residual, separado da biomassa por
centrifugação a 12.000 G por vinte minutos, deixado a -20 ºC overnight. Após este
período, a solução resultante foi centrifugada a 8.400 G por dez minutos. A
purificação dos polissacarídeos foi realizada por diálise aberta, através de
membranas com limite de exclusão de 16 kDa por 48 horas, o produto da diálise
foi, então, liofilizado e pesado para o cálculo de rendimento de cada amostra
coletada.
3.10 EXTRAÇÃO DOS POLISSACARÍDEOS DE MICÉLIO
A extração aquosa foi realizada em autoclave sob pressão de 1atm a
120ºC por quarenta minutos. O polissacarídeo foi obtido por precipitação etanólica
(3:1v/v) da solução obtida após centrifugação do micélio, como descrito no item
3.9.
3.11 ANÁLISE ESTRUTURAL DOS POLISSACARÍDEOS
3.11.1 Hidrólise Ácida Total
Alíquotas de polissacarídeos (~ 1 mg) foram tratadas com 1 mL de TFA
(ácido trifluoracético) 2 M, durante oito horas a 100ºC (SASSAKI et al., 1999;
2001; SASSAKI 2001). Após este tempo o ácido foi eliminado por evaporação até
41
secura. Os monossacarídeos formados foram submetidos ao processo de
redução e acetilação, conforme descrito no item 3.10.2.
3.11.2 Redução e Acetilação
Os monossacarídeos obtidos pela hidrólise foram reduzidos com NaBH
4
(borohidreto de sódio) (WOLFROM; THOMPSON, 1963a) em temperatura
ambiente, pH 9-10, por 16 horas. Após este período, as soluções reduzidas foram
tratadas com resina catiônica, até pH 7, para remoção do sódio, a amostras foram
então filtradas e levadas à secura sob pressão reduzida. O ácido bórico formado
foi eliminado por co-evaporação com metanol (4x), na forma de borato de
trimetila. Os alditóis formados foram acetilados com mistura de anidrido acético
(Ac
2
O)/piridina 1:1 (v/v) overnight (WOLFROM; THOMPSON, 1963b), a
temperatura ambiente. O processo foi interrompido por adição de gelo e o
material acetilado foi extraído com clorofórmio. A piridina e o anidrido acético
residual presente no extrato clorofórmico foram removidos por sucessivas
lavagens com solução de sulfato de cobre a 5%. Após a lavagem, a fração
clorofórmica foi desidratada com sulfato de sódio anidro e filtrada por algodão, e
os acetatos de alditóis foram analisados por CG-EM.
3.11.3 Cromatografia Gasosa Acoplada a Espectrometria de Massas (CG-EM)
As análises cromatográficas em fase gasosa acoplada ao espectrômetro de
massas foram realizadas em cromatógrafo a gás, marca VARIAN, modelo
SATURN 2000R, equipado com coluna capilar de sílica fundida (30 m x 0,25 mm
d.i.) modelo DB-225. As análises foram realizadas com temperatura inicial do
cromatógrafo de 50°C (mantida por um minuto), seguindo-se um aumento gradual
em uma razão de 40°C.min
-1
até 210°C (acetatos de alditóis parcialmente O-
metilados) ou 220°C (acetatos de alditóis), sendo mantida isotermicamente até o
final da análise por quarenta minutos. Hélio ultra puro foi utilizado como gás de
arraste, a um fluxo de 1,0 ml.min
-1
.
42
3.11.4 Cromatografia em Camada Delgada (CCD)
Foram adicionados 100 µL de água destilada ao hidrolizado e com este foi
feito CCD (TLC). O solvente utilizado como fase móvel foi o formado pelas
seguintes substâncias: acetato de etila, ácido acético, propanol e água, nas
proporções de (4:2:2:1). Os padrões utilizados foram xilose, ramnose, ac.
glucurônico, manose, galactose e glucose, e revelados com o reativo orcinol-
H
2
SO
4
(SKIPSKI, 1975).
3.11.5 Ressonância Magnética Nuclear (RMN)
As análises de RMN de
13
C foram realizadas em espectrômetro BRUKER,
modelo AVANCE-DRX-400 com transformador de Fourier, do Departamento de
Bioquímica da Universidade Federal do Paraná. As amostras foram analisadas
em “probe” de 5mm de diâmetro, à temperatura de 50ºC, utilizando como
solventes água deuterada (D
2
O) ou dimetilsulfóxido deuterado (Me
2
SO-d
6
), foram
utilizados acetona ou Me
2
SO-d
6
como padrões internos e os deslocamentos
químicos (δ) foram expressos em PPM.
3.11.6 Metilação
Uma alíquota (1 mg) do EPS foi solubilizada em 1 mL de DMSO, a esta
solução foi colocado excesso de NaOH e 1 mL de iodeto de metila, agitado
vigorosamente em vortex por 40 minutos, foi adicionado água, ácido acético e
clorofórmio e lavado até ficar com pH 7, a água foi removida e o filtrado contendo
clorofórmio foi evaporado à temperatura ambiente. Os polissacarídeos per-O-
metilados foram hidrolisados com 0,5 mL de H
2
SO
4
72% em banho de gelo, após
uma hora, foram adicionados 4 mL de água e o material mantido em estufa a 100°
C por 21 horas. A solução foi neutralizada com carbonato de bário e centrifugada,
o sobrenadante foi filtrado e os monossacarídeos per-O-metilados foram
reduzidos (NaBD
4
) acetilados conforme item 3.11.2 e analisados por CG-EM.
43
3.12 PRODUÇÃO E AVALIAÇÃO DE ANTICORPOS
Camundongos isogênicos (balb c) foram imunizados via intraperitoneal
com emulsão contendo a biomassa do fungo E. spinifera previamente
autoclavada e congelada com o objetivo de esterilizar a amostra. Em seguida
testava-se a viabilidade da amostra através de repique em ágar Sabouraud e
posterior incubação à 36ºC durante dez dias. Na ausência de crescimento as
amostras eram, então, utilizadas para aplicação nos animais. Uma aplicação era
realizada a cada 15 dias, foram feitas três aplicações, passados noventa dias da
primeira aplicação o animal foi sangrado, e o sangue foi centrifugado para
obtenção do soro contendo os anticorpos, os quais foram utilizados nos testes de
imunogenicidade.
3.12.1 Preparação da Placa de ELISA
O experimento de ELISA foi realizado com o antígeno contendo
carboidrato, para isto, a placa de reação foi tratada para se formar uma matriz de
sílica Gel G na superfície de cada poço (o carboidrato não adsorve em plástico)
para que o carboidrato fosse imobilizado.
A matriz de Sílica Gel G da superfície de cada poço foi feita com uma
solução de Bálsamo do Canadá na concentração de 20 mg/mL de xilol (xileno) e
como subseqüente adição de 100 µL de sílica a 250 mg/mL em xilol, em cada
poço da placa de ELISA. A placa foi seca a temperatura ambiente, estando pronta
para o uso após três dias de secagem.
3.12.2 Reação Imunoenzimática
Para adsorção do antígeno na placa foi feito uma diluição da solução
estoque de carboidrato na concentração de 50 µg por poço da placa que foi seca
à temperatura ambiente.
Em seguida foi realizado o bloqueio da placa (esta etapa é necessária para
que os lugares onde não houve adsorção de antígeno sejam bloqueados com
44
uma solução inerte, para que o anticorpo não venha se ligar nesses espaços) com
100 µL de albumina bovina em PBS 1% por uma hora à temperatura ambiente,
então os poços foram lavados 5x com PBST
Para ligação do anticorpo primário na placa foi utilizada uma diluição
seriada do anticorpo nos poços e após três horas de incubação os poços foram
lavados 5x com PBST.
A ligação do anticorpo secundário foi feita com adição de 100 µL de
solução de anticorpo anti mouse em diluição 1:4000 em cada poço da placa,
incubou-se por uma hora à temperatura ambiente na ausência de luz em seguida
os poços foram lavados 5x com PBST.
Na revelação para visualização da reação foi utilizado OPD (O-
phenylenediamine dihydrochloride) na concentração de 0,2 mg/mL de tampão
citrato e 2 µL de peróxido de hidrogênio (H
2
O
2
) a reação foi bloqueada com 100
µL de H
2
SO
4
2N (1M). A placa foi lida em espectrofotômetro com absorbância em
490 nm.
45
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 CARACTERIZAÇÃO MORFOLÓGICA E MOLECULAR DA LINHAGEM
HCEML. DE Exophiala sp.
De acordo com a macromorfologia e micromorfologia o isolado de HCEML
de Exophiala sp. foi caracterizado como Exophiala spinifera. Segundo Hoog et al.
(2004) esta espécie apresenta colônias bem definidas de coloração esverdeada a
negras, microscopicamente revelaram conidióforos eretos, acastanhados,
cilíndricos e multicelulares. Tais características foram observadas neste isolado
através de técnicas de microscopia eletrônica de varredura e microscopia óptica.
Detalhes do conidióforo deste isolado podem ser observados na Figura 1.
FIGURA 1 – ASPECTOS MICROMORFOLOGICOS DA LINHAGEM HCEML DE Exophiala
spinifera
(A) microscopia eletrônica de varredura, aumento 3300X, seta 1 indica conídios cilíndricos
dispostos à superfície do conidióforo e a seta 2 indica a presença de cicatriz; (B) microscopia
óptica, aumento 1000X, seta indicando conidióforos eretos, cilíndricos e multicelulares.
A
B
1
2
46
O seqüenciamento das regiões ITS1 e ITS2 foram parâmetros utilizados na
confirmação da identificação realizada por meio da morfologia. A Figura 1 do
Anexo I mostra a eletroforese em gel de agarose 1,6% dos produtos da PCR.
A seqüência consenso obtida (Figura 2 do Anexo I), foi comparada com
dados de seqüências ITS de rDNA de outros isolados depositados no banco de
dados do GenBank e utilizando o programa Blast foi realizado o alinhamento
destas seqüências (ALTSCHUL et al., 1997).
Para análise foram comparados 474pb em que a linhagem HCEML
apresentou 99% de identidade com Exophiala spinifera do banco de dados
GenBank (National Center for Biotechnology Information of the National Institutes
of Health) (Figura 3 do Anexo I).
Na Tabela 2 pode-se verificar as espécies cujas seqüências (com
respectivo número de acesso no GenBank) foram usadas nas reconstruções
filogenéticas e posição taxonomica da linhagem.
47
TABELA 2 - LINHAGENS REFERENCIAS UTILIZADAS NA RECONSTRUÇÃO FILOGENÉTICA
E NÚMERO DE ACESSO NO GENBANK
Linhagens Genbank
Exophiala spinif HCEML_consensus -
Exophiala spinifera CBS 899.68T gi|27764589|gb|AY156976.1|
Exophiala spinifera CBS 671.76 gi|27764588|gb|AY156975.1|
Exophiala spinifera CBS 669.76 gi|27764587|gb|AY156974.1|
Exophiala spinifera CBS 668.76 gi|27764586|gb|AY156973.1|
Exophiala spinifera BMU 00045 gi|45476713|gb|AY484985.1|
Exophiala spinifera CBS 356.83 gi|4808212|emb|AJ244246.1|
Exophiala spinifera CBS 101533 gi|27764585|gb|AY156971.1|
Exophiala spinifera CBS 101537 gi|27764584|gb|AY156970.1|
Exophiala spinifera CBS 101539 gi|27764583|gb|AY156969.1|
Exophiala spinifera CBS 101542 gi|27764581|gb|AY156967.1|
Exophiala spinifera CBS 116.86 gi|27764579|gb|AY156965.1|
Exophiala spinifera CBS 667.76 gi|27764578|gb|AY156964.1|
Exophiala jeanselmei CBS 116.86 gi|37725771|gb|AY163556.1|
Exophiala jeanselmei CBS 677,76 gi|37725768|gb|AY163553.1|
Exophiala dermatitidis AFTOL 668 gi|110951115|gb|DQ826738.1|
Exophiala dermatitidis CBS 116726 gi|61676681|gb|AY857526.1|
Exophiala dermatitidis CBS 109154 gi|61676680|gb|AY857525.1|
Exophiala dermatitidis YN55-151205 gi|86371147|gb|DQ355936.1|
Exophiala dermatitidis CBS 115663 gi|50345962|gb|AY663828.1|
48
De acordo com a análise filogenética realizada utilizando a máxima
parcimônia, obteve-se duas árvores semelhantes utilizando dados pesados (figura
2) e não pesados (figura 3).
FIGURA 2 - ÁRVORE FILOGENÉTICA REPRESENTANDO AS RELAÇÕES ENTRE A
LINHAGEM HCEML DE Exophiala spinifa E LINHAGENS REFERÊNCIA DE
ESPÉCIES DO GENERO. MÁXIMA PARCIMÔNIA (PESAGEM MAIOR PARA
TRANSVERSÕES - 2:1)
49
FIGURA 3 - ÁRVORE FILOGENÉTICA REPRESENTANDO AS RELAÇÕES ENTRE A
LINHAGEM HCEML DE Exophiala spinifa E LINHAGENS REFERÊNCIA DE
ESPÉCIES DO GENERO. MÁXIMA PARCIMÔNIA (DADOS NÃO PESADOS)
Diante das diferentes análises, (Figura 2 e 3) foram observados resultados
semelhantes, verificando-se vários nós que oferecem grande suporte, indicando
claramente que as árvores filogenéticas obtidas nesta análise revelaram que a
linhagem HCEML de Exophiala sp. agrupou-se com as linhagens referencia de E.
spinifera confirmando a identificação taxonômica baseada em parâmetros
morfológicos.
Haase et al. (1999), demonstraram que E. spinifera e E. jeanselmei
constituem um grupo filogeneticamente delimitado dentro da família
Herpotrichiellaceae e distinto de outras espécies de Exophiala, sendo a E.
spinifera uma das espécies de maior virulência dentro do gênero e com
morfologia diferenciada dentro do grupo (WANG et al., 1987).
Há diversos relatos de infecções a partir de inoculações por estes fungos
(HOOG e GUARRO, 1995) e um grande aumento no número de casos em
50
pacientes imunodeprimidos, tais como vítimas do câncer, AIDS e transplantados,
E. spinifera é um microrganismo com potencial patogênico para esses pacientes.
Sendo assim, o conhecimento dos fatores de virulência é de fudamental
importância para o esclarecimento da patogenicidade deste agente e
conseqüentemente fornecer parâmetros para entendimento da evolução clinica da
doença.
4.2 AVALIAÇÃO DO CRESCIMENTO
Para avaliar o crescimento do isolado de E. spinifera frente a algumas
fontes de carbono, foram testados três diferentes meios de cultura, o meio Mínimo
(MM) contendo glucose como fonte de energia, meio Czapeck-dox (CD) a base de
sacarose, e o meio Butterfield (BF) constituído por glicerol.
No meio de cultura BF houve pouco crescimento do isolado de E.spinifera
em relação aos meios MM e CD (Tabela 3) por isso não foi dado continuidade a
estudos de crescimento, análises dos polissacarídeos e testes de imunogenicidade.
Os meios de cultivo CD e MM mostraram resultados semelhantes quanto a
produção de EPS e biomassa durante o período de experimento.
TABELA 3 - BIOMASSA E EPS OBTIDO APÓS 8 DIAS DE CRESCIMENTO
Meio de cultura (500 mL) Biomassa (g) EPS (mg)
Czapeck-dox (CD) 8,6 44
Mínimo (MM) 8,4 42
Butterfield (BF) 1,0 9
51
Através do monitoramento diário do crescimento (pesagem da biomassa) durante
13 dias foi possível elaborar a curva de crescimento (Figura 4).
FIGURA 4 - CURVA DE CRESCIMENTO DE Exophiala spinifera NOS MEIOS MÍNIMO E
CZAPECK-DOX.
0
50
100
150
200
250
300
350
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Biomassa (mg)
CD
MM
Em ambos os meios de cultivo foi observada a estabilização do
crescimento entre o sexto e o sétimo dia, porém obteve-se um peso maior de
biomassa produzida no meio CD, quando comparado à biomassa produzida no
MM, indicando o meio CD como melhor meio de cultivo para obtenção de
biomassa.
A partir das alíquotas retiradas diariamente do meio de cultura MM cuja
fonte de açúcar é a glucose, foi dosada a concentração de deste açúcar a cada
dia de crescimento, para verificar o consumo diário deste açúcar. A dosagem foi a
realizada através da reação da enzima glucose oxidase (Figura 5).
52
FIGURA 5 - CONSUMO DE GLUCOSE/DIA
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Concentração de glucose
(µg/µl
)
Esta curva foi elaborada a fim de avaliar o comportamento do fungo E.
spinifera diante desta fonte de carbono. Pode-se observar que os níveis de
glucose do meio de cultura MM diminuem ao longo dos dias, indicando que a
glucose é totalmente consumida por volta do sétimo dia.
Para determinar a concentração de sacarose no meio CD foi desenvolvida
uma equação a partir da curva padrão (Figura 6) obtida a partir de padrões com
concentrações conhecidas de sacarose, como descrito no item 3.8.
53
FIGURA 6 - CURVA PADRÃO DE SACAROSE OBTIDA POR DENSITOMETRIA
y = 0,084x + 4,7408
R
2
= 0,978
0
5
10
15
20
25
30
35
0 50 100 150 200 250 300 350
Vol = Pixels.Área
Concentração de sacarose
(µg/µl)
Utilizando as alíquotas retiradas diariamente do meio de cultura CD cuja
fonte de açúcar é a sacarose, foi determinado o consumo deste açúcar a cada
dia. As concentrações foram obtidas utilizando a equação da curva padrão (Figura
6) e os valores das alíquotas diárias foram determinados por densitometria em
CCD com auxilio do programa Scion Image, o perfil do consumo de sacarose do
fungo E. spinifera no meio de cultivo CD pode ser observado na Figura 7.
FIGURA 7 - CONSUMO DE SACAROSE/DIA
0
2
4
6
8
10
12
14
16
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dia
Concentração de sacarose
(µg/µl
)
54
A concentração de sacarose no meio de cultivo CD foi monitorada durante
13 dias, pode-se observar que os níveis de sacarose diminuem ao longo dos dias
e houve a estabilização dos níveis a partir do oitavo dia indicando a parada do
consumo deste açúcar (Figura 7).
Em seguida foi estudado o perfil de produção de EPS pelo isolado de E.
spinifera nos meios Mínimo e Czapeck-DOX (Figura 7). A curva de produção de
EPS (Figura 8) foi construída com o monitoramento da produção destes
polissacarídeos. Amostras de meio de cultivo retiradas diariamente foram
submetidas à precipitação etanólica (3:1v/v) para obtenção do EPS, foi realizada
a purificação por diálise em membrana e pesagem após liofilização. O peso do
material seco foi fonte dos dados para a elaboração desta curva.
FIGURA 8 - EXOPOLISSACARÍDEOS PRODUZIDOS POR
Exophiala spinifera
NOS MEIOS
MINIMO E CZAPECK-DOX.
0
2
4
6
8
10
12
14
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Exopolissacarídeos (mg)
CD
MM
No meio Mínimo a produção de EPS foi maior em relação ao meio Czapeck-
dox. A partir do sétimo dia os isolados param de produzir EPS e os níveis começam
a baixar indicando que o fungo inicia o consumo do exopolissacarídeo produzido por
ele a partir do momento em que as concentrações da sua fonte de carbono (açúcar)
acabam. A comparação pode ser visualizada nas Figuras 9 e 10.
55
FIGURA 9 - GRÁFICO INDICANDO O CONSUMO DE GLUCOSE, PRODUÇÃO DE EPS E
BIOMASSA NO MEIO MÍNIMO
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Biomassa / Exopilissacarideos
(gramas)
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
Concentração de glucose
(mg/dl)
EPS x100
Biomassa
Glucose
FIGURA 10 - GRÁFICO INDICANDO O CONSUMO DE SACAROSE, PRODUÇÃO DE EPS E
BIOMASSA NO MEIO DE CULTIVO CZAPECK-DOX
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Biomassa /
Exopolissacarideos (gramas)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Concentração de sacarose
(µg/µl)
EPS x100
Biomassa
Sacarose
56
Esse comportamento pode ser encarado como uma estratégia de
sobrevivência para este microrganismo. No estudo realizado por Yurlova e Hoog,
(2002) resultados semelhantes foram obtidos, diferentes quantidades de EPS
foram detectados em variados meios de cultura, porém neste estudo a produção
de EPS foi quantificada somente ao final do quinto dia não sendo feito o controle
diário.
4.3 ANÁLISE DOS POLISSACARÍDEOS
Os EPS foram analisados por Cromatografia em Camada Delgada (CCD),
como padrões foram utilizados, xilose ramnose, ácido glucurônico, manose,
galactose e glucose.
Os EPS obtidos das culturas nos meios de cultivo Czapeck-Dox, Meio
Mínimo e Butterfield foram hidrolisadas com TFA 2M por 8 horas a 100ºC,
evaporadas até secura e analisadas por CCD utilizando EtOAc-n-PrOH-HOAc-
H
2
O (4:2:2:1 v/v) como solvente e os carboidratos visualizados com orcinol-
H
2
SO
4
, onde foi possível detectar bandas correspondentes a manose, galactose e
glucose, não sendo evidenciados a presença de ácidos urônicos e
aminoaçúcares, essas informações foram confirmadas por CG-EM.
Os EPS foram analisados quanto a sua composição em monossacarídeos
na forma de acetatos de alditóis em CG-EM, através desta análise foi possível
confirmar os dados obtidos com a CCD e determinar o percentual de cada açúcar
presente nas amostras obtidas dos diferentes meios utilizados para o cultivo do
isolado de E. spinifera (Tabela 4). Os EPS produzidos apresentaram manose em
maior proporção seguido de galactose e glucose respectivamente, o meio Mínimo
apresentou o percentual de glucose maior em relação à galactose. A
determinação da composição monossacarídica em conjunto com as análises de
espectros de RMN-
13
C e de metilação auxiliou na visualização das da estruturas
presentes nos exopolissacarídeos obtidos nos meios de cultivo utilizados.
57
TABELA 4 - ACETATOS DE ALDITOL OBTIDOS APÓS HIDRÓLISE, SEGUIDO DE SUCESSIVA
REDUÇÃO E ACETILAÇÃO E ANÁLISE POR GC-MS (COLUNA DB-225)
Monossacarídeos (%)
Meios de cultura
MANOSE GLUCOSE GALACTOSE
Meio mínimo (MM)
53
23
24
Czapeck-Dox (CD)
61
23
16
Butterfield (BF)
43,3
31,4
25,3
4.4 ANÁLISE DE RESSONÂNCIA MAGNÉTICA NUCLEAR DE
13
C DOS
POLISSACARÍDEOS DE PAREDE CELULAR E EPS NOS MEIOS
CZAPECK-DOX (CD) E MEIO MÍNIMO (MM)
Analisando em conjunto os espectros de RMN de
13
C (Figuras 11 A e B) da
parede do fungo nos meios CD e MM pode-se observar que ambos apresentam
algumas semelhanças.
A região anomérica apresenta uma menor complexidade de sinais quando
comparados aos espectros de RMN de
13
C dos EPS obtidos para os meios CD e
MM. A alteração mais evidente é a ausência do sinal de β-Galf em δ 107,7,
entretanto, deve-se ressaltar que existe uma grande variedade de sinais de
unidades de α-Manp 2,6-di-O-substituidas, unidades terminais de α-Galp ligadas
em C-2 em δ 102,6. O sinal em δ 101.2 foi atribuído a unidades de α-Manp (1→6)
ligadas e esta atribuição pode ser suportada pela presença dos sinais em δ 65,9 e
δ 66.1. Outras atribuições de assinalamento não foram realizadas devido a falta
de congruencia com os dados de metilação.
O espectro de
13
C-RMN (Figura 10 C) do EPS obtido no meio CD mostra-
se extremamente complexo pela grande quantidade de sinais na região de
carbono anomérico onde observamos pelo menos 15 sinais majoritários.
Comparando-se com os dados de literatura pode-se destacar a presença de
unidades terminais e substituídas em C-6 de β-Galf em δ 107,7 e δ 107,5
respectivamente. O sinal em δ 100.5 foi atribuído a unidades de α-Manp (1→2)
ligadas e o sinal em δ 98.7 foram atribuídas a unidades de α-Manp 2,6-di-O-
substituidas, que podem ser sugeridas através da presença de sinais na região de
58
78,3 a 78,7 PPM e pelos sinais em δ 66,8 e δ 66.9. O sinal em δ 99,9 corresponde
unidades terminais de α-Glcp e o sinal em δ 97,6 foi atribuído a unidades de α-
Glcp substituído em C-6, sendo sustentada pela presença do sinal em δ 68,5.
O espectro de
13
C-RMN (Figura 10 D) do EPS obtido no meio MM também
é extremamente complexo, entretanto não apresenta grandes quantidades de
terminais de β-Galf. Pode-se atribuir o sinal em 102,4 à unidades terminais de α-
Manp. Como observado aos espectros anteriores, o sinal em δ 101.2 foi atribuído
a unidades de α-Manp (1→6) substiuídas e confiramadas pelos sinais em δ 65,9 e
δ 66.1. A presença do sinal em δ 100.3 foi atribuída as unidades de α-Manp 2,6-di-
O-substituidas, e que podem ser confirmadas através da presença dos sinais na
região de 78.3 a 78.7 PPM. O sinal em δ 99,9 corresponde unidades terminais de
α-Glcp, o sinal em δ 97,6 foi atribuído a unidades de α-Glcp substituídas em C-6,
sendo sustentada pela presença do sinal em δ 68,5.
59
FIGURA 11 - ESPECTROS DE RMN DAS AMOSTRAS MM-PAREDE (A), CD-PAREDE (B), CD-
EPS (C) E MM-EPS (D)
A
B
C
D
60
TABELA 5 - ANÁLISE DE METILAÇÃO DOS POLISSACARÍDEOS DE PAREDE CELULAR E EPS
OBTIDAS A PARTIR DO CULTIVO DE E
xophiala spinifera
NOS MEIOS CZAPECK-DOX
(CD) E MEIO MÍNIMO (MM)
(1)
Analisado em GC-MS após metilação, hidrólise ácida total, redução (NaB
2
H
4
) e acetilação.
(2)
Baseado nos derivados acetilados parcialmente O-metilados.
(+)
Ação antigênica discreta
(++)
Ação antigênica moderada
(+++)
Ação antigênica forte
Fração (mol %)
Acetatos alditóis
parcialmente O-
metilados
(1)
MM
PAREDE
(+)
CD
PAREDE
(+)
CD EPS
(++)
MM EPS
(+++)
Tipo de ligação
(2)
2,3,4,6-O-Me
4
Man
10,3 9,1 6,2 10,9
Manp(1→
2,3,4,6-O-Me
4
Glc
7,1 5,4 4,9 6,5
Glcp(1→
2,3,5,6-O-Me
4
Gal
5,1 3,1 9,0 1,0
Galf(1→
2,3,4,6-O-Me
4
Gal
13, 7 5,1 5,3 15,9
Galp(1→
2,3,4- O-Me
3
Gal
- 5,9 - -
→6)Galp(1→
2,3,6- O-Me
3
Gal
- 9,2 4,2 -
→4)Galp(1→
3,4,6- O-Me
3
Gal
- - 1,6 -
→2)Galp(1→
2,4,6- O-Me
3
Man
- - 1,8 -
→3)Manp(1→
3,5,6- O-Me
3
Gal - - 1,7 - (2)Galp(1(
2,3,6- O-Me3Man
- - 1,8 - (4)Manp(1(
3,4,6- O-Me3Man
3,0 5,1 17,6 25,6 (2)Manp(1(
2,4,6- O-Me3Gal 2,4 3,3 - - (3)Galp(1(
2,3,4- O-Me3Man
34,6 28,6 4,3 28,4 (6)Manp(1(
2,3,4- O-Me3Glc 5,0 4,9 8,6 3,7 (6)Glcp(1(
2,3,6- O-Me3Glc 2,7 - - - (4)Glcp(1(
2,3,5- O-Me3Gal 1,5 - 4,8 - (4)Galf(1(
4,6- O-Me2Gal 2,0 - - - (2,3)Galp(1(
3,6- O-Me2Man 0,2 - 1,3 - (2,4)Manp(1(
2,4- O-Me2Glc 1,0 - - - (3,6Glcp(1(
2,3- O-Me2Glc 8,1 9,7 - - (4,6)Glcp-(1(
3,4- O-Me2Man - 2,0 14,2 - (2,6Manp(1(
2,6- O-Me2Gal - 1,1 1,9 - (3,4)Manp-(1(
2,4- O-Me2Man - 1,8 3,2 - (3,6)Manp-(1(
4,6- O-Me2Man
- - 3,5 -
→2,3)Manp(1→
2,3-O-Me
2
Gal
2,3 4,6 3,7 7,8
→4,6Galp(1→
3-O-Me-Man
0,9 1,2 - -
→2,4,6)Manp(1→
61
A análise de metilação (Tabela 5) das amostras de EPS (EPS CD e EPS
MM) e dos polissacarídeos obtidos da parede celular do fungo cultivado no Meio
Mínimo (Parede MM) e no meio Czapeck-Dox (Parede CD), respectivamente
Figuras 1, 2, 3 e 4 do anexo II, mostraram grande diversidade de unidades de
hexose tri-O-metil de manose, galactose e glucose, mostrando-se de acordo com
os espectros de
13
C-RMN. Também, foi observado em todas as amostras
quantidades superiores a 20% de terminais não redutores de manose, galactose e
glucose e a presença considerável de quantidades variadas unidades di-O-metil
dos mesmos açúcares exceto em EPS MM que apresenta apenas 2,3-Me
2
Gal .
EPS CD e EPS MM mostraram o derivado 3,4,6-Me
3
Man com percentual
considerável, 17,61% e 25,6% respectivamente.
As amostras obtidas de parede celular apresentam grande quantidade
(~30%) do derivado 2,3,4-Me
3
Man, como era previsto através dos espectros de
RMN e pequena quantidade de 3-O-Me-Man.
A presença de 2,3,4,6-O-Me
4
Gal e 2,3-O-Me
2
Gal em grandes quantidades
em conjunto com percentual elevado de unidades 2,3,4-O-Me
3
Man pode estar
relacionada a maior atividade antigênica observada para a amostra EPS MM,
pois esta contém estes derivados em maior proporção em relação as demais
amostras. A ausência de unidades di-O-metil derivados, também pode estar
envolvida no aspecto imunogênico, porém não se tem resultados suficientes para
estas afirmações. Diferentemente do observado para E. janselmei (CZESLUNIAK,
2005) as unidades de β-Galf não mostraram uma maior imunogenicidade.
Os testes de imunogenicidade foram realizados com as amostras: EPS
MM, EPS CD, Parede MM e Parede CD. Estas amostras foram fixadas em placa
de ELISA na concentração de 50 µg por poço, o anticorpo primário em teste foi
utilizado em diluições seriadas, partindo da diluição 1:50.
Com os experimentos de ELISA foi observado que o soro contendo os
anticorpos produzidos em camundongos reconhece as amostras de maneiras
diferentes. O EPS obtido da cultura em Meio Mínimo foi o mais imunogênico, pois
apresentou maior absorbância no método utilizado para avaliação da ligação dos
antígenos com os anticorpos, seguido do EPS obtido do meio de cultivo Czapeck-
Dox, as amostras obtidas de parede celular apresentaram baixas absorbâncias
62
indicando serem pouco imunogênicas (Figura 12).
FIGURA 12 - RESPOSTA DO ANTICORPO FRENTE A DIFERENTES AMOSTRAS
0
0,02
0,04
0,06
0,08
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
1:50 1:100 1:200 1:400 1:800 1:1600 1:3200
Diluição do anticorpo
Absorbancia
EPS MM
EPS CD
Parede MM
Parede CD
Através destas informações não é possível indicar a estrutura responsável
pela propriedade de exercer maior imunogenicidade. Para uma eventual
conclusão é necessário produzir e isolar todos os polissacarídeos presentes nas
frações, além de determinar suas estruturas e suas massas moleculares. Estes
resultados são extremamente interessantes, pois durante a imunização foi
utilizado o fungo inativado e não os EPS obtidos no cultivo no meio MM e CD.
Pode-se sugerir que o EPS serviria como uma barreira prévia e a melanina uma
segunda barreira, e ambos estariam protegendo o fungo contra o sistema de
defesa, o que permitiria o crescimento do fungo patogênico. Entretanto, estas
suposições necessitam de mais experimentos para sua confirmação
63
5 CONCLUSÕES
A linhagem HCEML de Exophiala spinifera caracterizada por meio de
morfologia e seqüência ITS apresentou a produção dos polissacarídeos manose,
galactose e glucose nas amostras cultivadas em meios de cultura pobres em
fontes de carbono. O estudo da produção de polissacarídeos revelou que estes
passam as ser consumidos quando os níveis dos açúcares diminuem, indicando
um mecanismo de reserva e conseqüentemente uma estratégia de sobrevivência
para este microrganismo.
A presença das diversas estruturas em quantidades variadas pode estar
relacionada a maior ou menor atividade antigênica observada, pois diferentes
quantidades e variedades estruturais de polissacarídeos de parede e EPS
reagiram com intensidades diferentes aos imunoensaios. A alta atividade
imunogênica dos exopolissacarídeos frente à baixa resposta contra os
polissacarídeos de superfície observada sugere um mecanismo potencial de
virulência da linhagem, o qual pode representar um meio de defesa à resposta
do hospedeiro, uma vez que os anticorpos parecem reconhecer os EPS em vez
dos antígenos da parede celular, o que pode ser um dos fatores que favorecem
a sobrevivência deste agente no tecido do hospedeiro.
64
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72
ANEXOS
73
ANEXO I - CARACTERIZAÇÃO MOLECULAR DO ISOLADO DE E. spinifera
POR MEIO DE SEQÜÊNCIAS ITS
FIGURA 1 - ELETROFORESE EM GEL DE AGAROSE 1,6%, PRODUTOS DA PCR
FIGURA 2 - SEQÜÊNCIA CONSENSO DAS REGIÕES ITS1 E ITS2 DO ISOLADO DE
E.
spinifera
CCCATTGTTTATGATACTCAGTGTTGCTTCGGCAGGCTTGGTCTTTGYCCTGCCGGAGGG
CCGTAACACGCCCCCCGGAGAGCGCCTGCCGMCGGCCCCAACTTCAAAATTCTTAACTAA
ACATGTCTTTGTCTAAGTACAGTCTTTAATAAAAGCAAAACTTTCAACAACGGATCTCTT
GGTTCTGGCATTCGATGAAGAACGCAGCGAAATGCGATAAGTAATGSGAATTGCAGAATT
CTCGTGAGTCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCTTTGGTATTCCGAAGGGCATGC
CTGTTCGAGCGTCATTTTCACCCCTCAAGCCCCCGGCTTGGTGTTGGACGGTTTGGTCCC
GGGACCCCCCTGGACCCCTCCCAAAGACAATGACGGCGGGCTGTCGGCACCCCCGGTACA
CTGAGCATCTTCACGGAGCACGTACCGGTCTCCAGGGTCGACGGCACCCGGTCTNACACT
Legenda:
ITS1
5.8s
ITS2
74
FIGURA 3 - SEQÜÊNCIA CONSENSO
Exophiala spinifera BMU 00045 internal transcribed spacer 1, partial sequence;
5.8S ribosomal RNA gene and internal transcribed spacer 2, complete sequence;
and 28S ribosomal RNA gene, partial sequence Length=945
Score = 934 bits (471), Expect = 0.0, Identities = 473/474 (99%),
Gaps = 0/474 (0%) Strand=Plus/Plus
Query 1 ATTGTTTATGATACTCAGTGTTGCTTCGGCAGGCCTGGTCTTTGACCTGCCGGAGGGCCG
60
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Sbjct 207 ATTGTTTATGATACTCAGTGTTGCTTCGGCAGGCCTGGTCTTTGACCTGCCGGAGGGCCG
266
Query 61 TAACACGCCCCCCGGAGAGCGCCTGCCGACGGCCCCAACTTCAAAATTCTTAACTAAACA
120
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Sbjct 267 TAACACGCCCCCCGGAGAGCGCCTGCCGACGGCCCCAACTTCAAAATTCTTAACTAAACA
326
uery 121 TGTCTTTGTCTAAGTACAGTCTTTAATAAAAGCAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGT
180
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Sbjct 327 TGTCTTTGTCTAAGTACAGTCTTTAATAAAAGCAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGT
386
Query 181 TCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGCGATAAGTAATGCGAATTGCAGAATTCTCG
240
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Sbjct 387 TCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGCGATAAGTAATGCGAATTGCAGAATTCTCG
446
Query 241 TGAGTCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCTTTGGTATTCCGAAGGGCATGCCTGT
300
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Sbjct 447 TGAGTCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCTTTGGTATTCCGAAGGGCATGCCTGT
506
Query 301 TCGAGCGTCATTTTCACCCCTCAAGCCCCCGGCTTGGTGTTGGACGGTTTGGTCCCGGGA
360
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Sbjct 507 TCGAGCGTCATTTTCACCCCTCAAGCCCCCGGCTTGGTGTTGGACGGTTTGGTCCCGGGA
566
Query 361 CCCCCCTGGACCCCTCCCAAAGACAATGACGGCGGGCTGTCGCACCCCCGGTACACTGAG
420
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Sbjct 567 CCCCCCTGGACCCCTCCCAAAGACAATGACGGCGGGCTGTCGCACCCCCGGTACACTGAG
626
Query 421 CATCTTCACGGAGCACGTACCGGTCTCCAGGGTCGACGGCACCCGGTCTNACAC 474
||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||| ||||
Sbjct 627 CATCTTCACGGAGCACGTACCGGTCTCCAGGGTCGACGGCACCCGGTCTCACAC 680
75
ANEXO II - ESPECTROS DE MASSAS
FIGURA 1 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA EPS CD
C h ro m a t o g r a m P lo t
F ile : c : \ s a tu r n w s \ d a ta \ h i g o r -c d m e t 2 6 -0 9 - 0 6 1 1 ; 1 3 ;2 5 .s m s
S a m p l e : H I G O R - C D M E T O p e r a t o r : R O S A N E b
S c a n R a n g e : 1 - 2 4 0 7 T i m e R a n g e : 0 . 0 0 - 3 9 . 9 7 m in . D a t e : 2 6 /0 9 / 0 6 1 1 : 1 3
5 1 0 1 5 2 0 2 5 3 0 35
m in u te s
0 . 0 0
0 . 2 5
0 . 5 0
0 . 7 5
1 . 0 0
1 . 2 5
1 . 5 0
M C o u n t s
R I C a l l H IG O R - C D M E T 2 6 - 0 9 -0 6 1 1; 1 3 ; 25 .S M S
3.161 m in Area: 590895
3.882 m in Area: 93 4494
6.384 m in Area: 1334091
6.759 min Area: 643106
6.901 min Area: 5318 14
7.181 m in Area: 884104
7.619 min Area: 556955
7.741 min Area: 652017
7.873 m in Area: 82 7536
8.289 min Area: 580104
8.481 min Area: 504715
8.796 min Area: 677913
9.068 m in Area: 852236
9.131 min Area: 654939
9.263 m in Area: 521753
9.347 min Area: 2356795
9.443 m in Area: 1875042
9.712 min Area: 3445973
9.820 m in Area: 1125592
10.005 min Area: 2041719
10.16 6 min Area: 652931
10.29 4 min Area: 684387
11.239 min Area: 573388
11.58 3 min Area: 679009
11.773 min Area: 629923
12.104 min Area: 6704601
12.417 min Area: 7 0542612.465 m in Area: 661089
12.703 min Area: 2048761
13.158 min Area: 1603115
13.327 min Area: 1636134
13.47 0 min Area: 327 2105
13.680 m in Area: 700153
14.350 min Area: 863161
14.579 min Area: 571176
14.845 m in Area: 1819902
15.469 m in Area: 1335617
16.054 min Are a: 713158
16.47 8 min Area: 517 765
17.297 min Area: 515312
17.482 m in Area: 580051
19.034 min Area: 2800427
19.476 min Area: 5 394075
19.750 min Area: 1235183
20.248 m in Area: 1414558
23.940 min Area: 588811
25.964 min Area: 556138
26.997 min Area: 780603
29.457 min Area: 594148
33.411 min Area: 1 715427
36.653 min Area: 6638704
S e g 1 S e g m e n t 2
3 0 1 6 0 2 9 0 2 1 2 0 3 1 5 0 5 1 8 0 7 2 1 0 8 S c an s
76
FIGURA 2 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA EPS MM
C h r o m a t o g r a m P lo t
F ile : c : \ s a tu rn w s \ d a t a \ h i g o r -m m m e t 2 6 -0 9 - 0 6 1 0 ; 2 0 ;5 5 . s m s
S a m p l e : H I G O R - M M M E T O p e r a t o r : R O S A N E b
S c a n R a n g e : 1 - 2 3 9 5 T i m e R a n g e : 0 . 0 0 - 3 9 . 9 7 m in . D a t e : 2 6 /0 9 / 0 6 1 0 : 2 0
5 1 0 1 5 2 0 2 5 3 0 3 5
m in u te s
0 . 0 0
0 . 2 5
0 . 5 0
0 . 7 5
1 . 0 0
1 . 2 5
1 . 5 0
M C o u n t s
R I C a l l H I G O R - M M M E T 2 6 - 0 9 - 0 6 1 0 ; 2 0 ;5 5 . S M S
3.136 min Area: 1336016
3.877 min Area: 2949555
4.897 min Area: 518436
4.952 m in Area: 670572
6.377 min Area: 864376
7.185 m in Area: 824018
9.999 min Area: 516476
12.099 min Area: 611981
12.702 min Area: 976688
13.456 m in Area: 695811
19.539 min Area: 511953
36.595 min Area: 837135
36.62 3 min Area: 932 880
S e g 1 S e g m e n t 2
3 0 1 6 0 2 9 0 0 1 2 0 0 1 5 0 0 1 8 0 0 2 0 9 8 S c a n s
77
FIGURA 3 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA PAREDE CD
C h ro m a to g r a m P lo t
F ile : c :\sa tu rn w s\d at a \h i go r -c d -p a re d e - m e t 0 01 .sm s
S a m p le : H I G O R - C D - P A R E D E -M E T O p e r a t o r: R O S A N E
S ca n R a n g e : 1 - 1 5 1 4 T im e R a n g e : 0 .0 0 - 2 4 . 9 7 m in . D a t e : 1 7 /0 1 / 0 7 0 9 :4 2
7 . 5 1 0.0 1 2 .5 15 .0 1 7 .5
m in u tes
0 .0 0
0 .2 5
0 .5 0
0 .7 5
1 .0 0
1 .2 5
1 .5 0
M C ou n t s
R IC a ll h igo r- c d -pa re de -m et0 0 1 .s m s
6.154 min
6.221 min
6.395 min
6.527 min
7.592 min
7.642 m in
7.868 min
8.221 m in
8.324 min
8.413 m in
9.145 min
9.524 m in
11.400 min
11.546 m in
11.917 min
14.448 m in
15.222 m in
18.54 8 min
S e gm en t 2
4 5 2 60 4 7 56 9 0 8 1 0 5 9 S can s
78
FIGURA 4 - ESPECTRO DE MASSAS DA AMOSTRA PAREDE MM
C h ro m a to g r a m P lo t
F ile : c :\sa tu rn w s\d at a \h i go r -2 r- m m -p a r e d e . sm s
S a m p le : H I G O R - 2 R -M M -P A R E D E O p e r a t o r: R O S A N E
S ca n R a n g e : 1 - 1 5 0 1 T im e R a n g e : 0 .0 0 - 2 4 . 9 8 m in . D a t e : 1 8 /0 1 / 0 7 0 9 :2 7
7 .5 1 0. 0 1 2 . 5 15 .0 1 7 .5 2 0 .0 2 2.5
m in u tes
0 .0 0
0 .2 5
0 .5 0
0 .7 5
1 .0 0
1 .2 5
1 .5 0
M C ou n t s
R IC a ll h igo r- 2 r- m m - par ed e.sm s
5.705 min
5.756 min
5.822 m in
5.855 min
5.971 m in
6.042 min
6.171 min
6.237 min
6.406 m in
6.537 min
6.672 min
6.805 m in
6.975 min
7.099 min
7.218 min
7.321 min
7.406 min
7.611 min
7.888 min
8.239 m in
8.346 min
8.433 min
8.486 m in
8.693 m in
8.915 min
9.082 m in
9.166 m in
9.241 min
9.412 min
9.694 m in
10.223 min
10.391 min
10.661 min
11.344 min
11.427 m in
11.576 m in
11.95 2 min
14.504 min
15.26 9 min
15.708 min
16.207 m in
16.843 min
16.948 min
18.603 min
18.952 m in
19.354 min
19.401 m in
19.503 min
20.266 min
20.504 min
20.888 min
21.217 min
22.136 min
22.433 min22.44 4 min
22.890 min
23.318 min
23.776 min
24.289 min
24.732 min
24.760 min
S e gm en t 2
4 5 1 6 0 1 75 1 9 0 2 1 0 5 2 1 2 03 13 5 3 S c an s
79
APÊNDICE
80
Polissacarídeos e antígenos de parede celular de Exophiala spinifera
Guerim, H.
2
, Vicente, V.A.
2
; Czelusniak, P.A.
1,2
; Zanata, S. M.
2
;Atilli D.; Hoog S;
Sassaki, G.L.
1
1
Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular,
2
Departamento de Patologia
Básica, Universidade Federal do Paraná, CP 19046, CEP 81531-990, Curitiba -
PR, Brazil.
e-mail: [email protected]
Resumo
Os fungos dematiáceos constituem um grupo grande e heterogêneo, caracterizado por possuírem
um pigmento escuro, dihidroxinaftaleno melanina, na parede celular de suas células. Esses fungos
estão reunidos na família Herpotrichiellaceae e podem ser patogênicos em hospedeiros
vertebrados. Entre as principais doenças causadas por estes agentes, destacam-se a
cromoblastomicose, ocorrida após implantação traumática destes agentes no tecido subcutâneo
com formação de corpos muriformes e a feohifomicose com verificação de elementos fúngicos não
diferenciados no tecido do hospedeiro. O presente trabalho objetivou caracterizar o fungo
Exophiala spinifera,
agente de feohifomicose, por meio de morfologia e seqüências ITS e
caracterizar os polissacarídeos sintetizados por este agente visando determinar o potencial
patogênico desta linhagem através de imunoensaios. O fungo foi cultivado sob agitação constante
por sete dias à temperatura de 36ºC em meio mínimo (MM), que tem como fonte de carbono a
glucose e em meio Czapeck-Dox (CD) cuja fonte de carbono é a sacarose. Exopolissacarideos
(EPS) foram recuperados do meio de cultivo por centrifugação e precipitação etanólica (3:1, v/v).
Da biomassa foram obtidos polissacarídeos através de extração aquosa. Para caracterizar os
polissacarídeos foi determinada a composição monossacarídica (Man:Gal:Glc), avaliado espectros
de ressonância magnética nuclear de
13
C e de GC-MS, sugerindo moléculas complexas. Durante a
obtenção de anticorpos para a realização dos testes imunológicos utilizou-se a linhagens
E.
spinifera
inativada pelo calor. A imunização foi feita via intraperitonial utilizando camundongos
isogênicos balbC. Os anticorpos produzidos foram testados contra os polissacarídeos obtidos da
parede celular e EPS e o que apresentou maior atividade imunogênica foi o EPS extraido a partir
do cultivo em meio mínimo, seguido do meio czapeck-dox. Quanto aos polissacarídeos de parede
verificou-se baixa atividade imunogênica.
Palavras-Chave: Exophiala spinifera
, exopolissacarídeos, antígenos, parede celular
Introdução
E. spinifera
é fungo dematiáceo pertence à família Herpotrichiellaceae com potencial
patogênico em pacientes imunodeprimidos, os quais são responsáveis por uma diversidade de
quadros clínicos, tais como, cromoblastomicose e feohifomicose (MCGINNIS, 1983; DUGGAN et
al, 1995, HOOG, 1997).
A cromoblastomicose caracteriza-se por uma infecção normalmente limitada a região
subcutânea com a formação de corpos muriformes, sendo
Fonsecaea pedrosoi
seu principal
agente etiológico. (SALGADO et al. 2004). O termo feohifomicose abrange um amplo espectro de
micoses oportunistas causadas por fungos dematiáceos, que ocorrem desde forma superficial,
cutânea, subcutânea até sistêmica (OHIRA et al, 2002; MATSUMOTO & NISHIMOTO, 2003).
Nas infecções causadas por fungos dematiáceos, a produção de anticorpos no hospedeiro
é conseqüência da sensibilização por estruturas complexas presentes na parede celular, tais como
a dihidroxinaftaleno melanina, os lipídios e polissacarídeos, os quais podem estar envolvidos na
formação de tumores, característicos de alguns quadros clínicos, desencadeado por estes
agentes. (DIXON & POLAK-WYSS, 1991).
Estruturas como EPS também podem ser consideradas
81
como um fator de virulência com um importante papel na patogenicidade, participando nos
processos de adesão, agregação e simbiose (PYROG 2001).
Polissacarídeos são antigenicamente importantes, como antígenos e também podem estar
envolvidos em mecanismo de reconhecimento célula-célula ou célula-hospedeiro (AHRAZEM et al,
1997). No processo de adesão o fungo invasor conecta-se com resíduos de manose presentes na
membrana plasmática da célula e utiliza resíduos de
N-
acetilglucosamina no processo de ingestão
(LIMONJI et al., 1997). Os fungos da família Herpotrichiellaceae utilizam resíduos de polissacarídeos
para aderirem e entrarem em células a serem parasitadas.
De acordo com (MATSUYAMA et al. 1999),
D
-glucose,
D
-galactose e
D
-manose estão
presentes em muitos EPS na forma piranosídica. Yurlova e Hoog, (2002), observaram que a
quantidade de EPS produzida é diferente quando se cultiva fungos dematiáceos em variados
meios de cultura. A caracterização destes polímeros possibilita esclarecer o papel destas
estruturas durante o processo infeccioso (ALVIANO et al, 1992).
Sendo assim, o objetivo deste trabalho foi estudar a linhagem HCEML do fungo
Exophiala
spinifera,
agente de feohifomicose sistêmica, por meios de marcadores morfológicos, moleculares
e bioquímicos caracterizando os polissacarídeos sintetizados por este agente visando determinar
o potencial patogênico desta linhagem através de imunoensaios.
Material e métodos
Extração e quantificação do DNA
A amostra foi cultivada em ágar Sabouraud por sete dias a 28°C. Em seguida 1 cm² do
micélio foi macerado em uma mistura esterilizada com 300
µ
L de tampão CTAB e sílica gel/celite
2:1 por cinco minutos. Adicionou-se 200
µ
L de tampão CTAB, misturando bem em agitador de
tubos e incubado por dez minutos a 65 °C. Após a incubação foram adicionados 500
µ
L de
clorofórmio seguida de centrifugação por cinco minutos a 20500 G. O sobrenadante foi transferido
para outro tubo tipo “eppendorf”, ao qual foram adicionados 800
µ
L de etanol 96% gelado e
colocado no freezer (-20°C) por trinta minutos, para precipitação do DNA. Foi feita nova
centrifugação a 20500 G por cinco minutos seguida da retirada do sobrenadante. O precipitado de
DNA foi lavado com 500
µ
L de álcool 70% gelado e misturado cuidadosamente. Em seguida foi
realizado nova centrifugação a 20500 G por cinco minutos, retirada do sobrenadante e o DNA foi
deixado desidratando a temperatura ambiente por 15 minutos (com o tubo aberto e vertido). O
pellet
foi ressuspendido em solução contendo 97,5
µ
L de tampão TE e a mistura incubada a 37°C
por cinco minutos. A integridade do DNA foi verificada em gel de agarose 0,8% e os DNAs
armazenados à temperatura de -20ºC.
PCR – Ribotipagem e Purificação dos Produtos da PCR
Fragmentos de DNA ribossômico foram amplificados usando os pares de
primers
V9D e
LS266. Para a reação de PCR foi utilizado um volume de 50,3
µ
L contendo 25
µ
L de água ultra
pura; 10 mM tris-HCl; 1,5 mM MgCl
2
6H
2
O; 200 mM de cada deoxinucleotídeo trifosfatado; 50
pmol de cada
primer
; 0,5 U de Taq DNA polimerase, 2
µ
L de DMSO e entre 10 - 100 ng de DNA
total. O programa de amplificação utilizado consistia de 30 ciclos (30s de desnaturação a 99°C;
60s de anelamento a 55°C; 60s de síntese a 72°C), utilizando dois minutos para a desnaturação
inicial e três minutos de extensão final. Os produtos foram aplicados em gel de agarose 1,6%
(utilizando 7
µ
L de amostra e 3
µ
L de tampão de amostra). O gel foi corado em solução de
Brometo de etídio e os fragmentos de amplificação obtidos foram visualizados em foto-
documentador de gel. O marcador de peso molecular utilizado foi de 1 Kb. Ao tubo da amplificação
foi adicionado 2/3 do volume já existente de acetato de amônia 7,5 M e 2,5 vezes o volume de
amplificação com etanol 96°, foi incubado por 5 minutos. Em seguida realizou-se centrifugação a
20500 G por 15 minutos e o sobrenadante foi descartado. Ao precipitado foi acrescido 100
µ
L de etanol
70% e nova centrifugação a 20500 G por 15 minutos foi realizada. O sobrenadante foi descartado e o
pellet
de DNA secado a vácuo e em seguida suspenso em 15
µ
L de água ultra-pura. Os produtos da
purificação foram visualizados em gel de agarose 1,6% utilizando fago lambda (
λ
Ø) digerido como
marcador de peso molecular referencial para a determinação da concentração do DNA.
82
Reação de Seqüenciamento
Na PCR realizada para o seqüênciamento foram utilizados os
primers
ITS1 e ITS4. Para
cada reação foram usados 2
µ
L do mix “Bigdie terminador” (
Terminator Ready Reaction
da
Perkin-
Elmer Applied Biosystem
), 30 ng do produto de PCR purificado, 0,5
µ
L do
primer
(ITS1 ou ITS4) e
água ultra pura a completar 10
µ
L de reação. O programa de amplificação consistiu de 25 ciclos
de 10 segundos a 96°C; 5 segundos a 50°C e 4 minutos a 60°C. Após 25 ciclos foi realizada
refrigeração a 4°C. Para o volume de 10
µ
L de reação foram adicionados 1
µ
L de solução de
acetato de amônio 7,5M, 10
µ
L de água ultra pura, 65
µ
L de etanol a 96°C. A mistura foi incubada
por 5 minutos a temperatura ambiente e centrifugada a 20500 G por 20 minutos. O sobrenadante
foi retirado e o
pellet
de DNA lavado com 100
µ
L de etanol 70% e centrifugado a 20500 G por 15
minutos. O sobrenadante foi novamente retirado e o
pellet
secado a vácuo por 15 minutos na
ausência de luz. Cada amostra foi suspensa em 5
µ
L de água ultra pura e submetida à
eletroforese no seqüenciador automático de DNA modelo “Prism ABI” (377) da “Perkin-Elmer”.
Edição, Análise das Seqüências e construção das árvores filogenéticas
As seqüências obtidas foram alinhadas e editadas com o auxílio do programa BioEdit
(HALL, 1999), analisadas e comparadas com outras seqüências existentes no banco de dados do
NCBI (2004) pelo programa BLAST (ALTSCHUL et al., 1997). Uma tentativa de alocação da
espécie patogênica dentro de uma unidade taxonômica (táxon) mais limitada foi realizada através
de análises filogenéticas das seqüências obtidas no
GenBank
de subunidades (táxons) do grupo
mais inclusivo e outros grupos irmãos. As seqüências de nucleotídeos foram processadas com o
auxílio do programa BIOEDIT (HALL, 1999) e alinhadas através do uso do programa Clustal W
(THOMPSON et al., 1994), sendo que as áreas de alinhamento ambíguo foram excluídas.
A reconstrução filogenética com dados moleculares foi executada utilizando o método de
máxima parcimônia (HILLIS et al., 1996) (utilizando dados não pesados e pesagem maior para
transversões - 2:1). Os programas Paup*4.0 b10 (SWOFFORD, 2003) foram usados, de acordo
com os métodos de reconstrução empregados. A busca da árvore mais parcimoniosa em cada
análise foi realizada através da comparação de resultados de dez adições aleatórias de táxons.
Suporte de ramos das hipóteses filogenéticas resultantes obtidas através das análises de
parcimônia foi determinado através de reamostragem por Bootstrap (FELSENSTEIN, 1985). Um
total de cem réplicas foi utilizado para cada análise.
Curvas de Crescimento
Amostras do isolado HCEML de
Exophiala
sp. foram inoculadas em 250 mL dos meios de
cultura, Czapeck-Dox (CD) à base de sacarose e Meio Mínimo (MM) composto por glucose,
contidos em frascos erlenmeyer, estes foram incubados a uma temperatura de 37ºC sob agitação
durante 24 horas. Após 24 horas de incubação foi retirado, de cada meio de cultura, uma alíquota
de 10 mL utilizando pipeta de vidro esterilizada. Do volume retirado, 1 mL foi separado para
dosagens dos açúcares, os outros 9 mL restantes foram filtrados a vácuo e realizou-se
precipitação etanólica. Todo esse processo foi repetido a cada 24 horas de incubação durante oito
dias. As curvas de crescimento e de produção de EPS foram elaboradas utilizando o peso da
biomassa retida na filtragem, após a liofilização, e com o precipitado de EPS dialisado e liofilizado.
Além das curvas de crescimento e produção de EPS foi analisado o consumo de sacarose
no meio CD e glucose no meio de MM. A metodologia empregada na quantificação de glucose
procedeu-se com o uso do kit de glucose oxidase, por espectrofotometria. Para a dosagem de
sacarose o método utilizado foi CCD, como padrões foram utilizados soluções de sacarose em
diferentes concentrações. Os resultados observados com a revelação (com orcinol) da placa de
cromatografia foram transmitidos e analisados com o auxilio do programa
Scion Image
, onde
procedeu-se a digitalização da imagem para realizar a densitometria da curva padrão de sacarose
e as amostras obtidas nos diferentes dias de crescimento. Após a desitometria das áreas, os
dados foram plotados em gráficos no programa Microsoft Excel 2000.
83
Extração dos Exopolissacarídeos
Após o cultivo da linhagem em estudo, o EPS nativo foi obtido por precipitação etanólica
(3:1,v/v) do meio residual, separado da biomassa por centrifugação a 12.000 G por vinte minutos,
deixado a -20 ºC
overnight
. Após este período, a solução resultante foi centrifugada a 8.400 G por
dez minutos. A purificação dos polissacarídeos foi realizada por diálise aberta, através de
membranas com limite de exclusão de 16 kDa por 48 horas, o produto da diálise foi, então,
liofilizado e pesado para o cálculo de rendimento de cada amostra coletada.
Extração dos Polissacarídeos de Micélio
A extração aquosa foi realizada em autoclave sob pressão de 1atm a 120ºC por quarenta
minutos. O polissacarídeo foi obtido por precipitação etanólica (3:1v/v) da solução obtida após
centrifugação do micélio.
Hidrólise Ácida Total
Alíquotas de polissacarídeos (~ 1 mg) foram tratadas com 1 mL de TFA (ácido
trifluoracético) 2 M, durante oito horas a 100ºC (SASSAKI et al., 1999). Após este tempo o ácido
foi eliminado por evaporação até secura. Os monossacarídeos formados foram submetidos ao
processo de redução e acetilação.
Redução e Acetilação
Os monossacarídeos obtidos pela hidrólise foram reduzidos com NaBH
4
(borohidreto de
sódio) (WOLFROM, 1963; THOMPSON, 1994) em temperatura ambiente, pH 9-10, por 16 horas.
Após este período, as soluções reduzidas foram tratadas com resina catiônica, até pH 7, para
remoção do sódio, a amostras foram então filtradas e levadas à secura sob pressão reduzida. O
ácido bórico formado foi eliminado por co-evaporação com metanol (4x), na forma de borato de
trimetila. Os alditóis formados foram acetilados com mistura de anidrido acético (Ac
2
O)/piridina 1:1
(v/v)
overnight
(WOLFROM, 1963; THOMPSON, 1994), a temperatura ambiente. O processo foi
interrompido por adição de gelo e o material acetilado foi extraído com clorofórmio. A piridina e o
anidrido acético residual presente no extrato clorofórmico foram removidos por sucessivas
lavagens com solução de sulfato de cobre a 5%. Após a lavagem, a fração clorofórmica foi
desidratada com sulfato de sódio anidro e filtrada por algodão, e os acetatos de alditóis foram
analisados por CG-EM.
Cromatografia Gasosa Acoplada a Espectrometria de Massas (CG-EM)
As análises cromatográficas em fase gasosa acoplada ao espectrômetro de massas foram
realizadas em cromatógrafo a gás, marca VARIAN, modelo SATURN 2000R, equipado com
coluna capilar de sílica fundida (30 m x 0,25 mm d.i.) modelo DB-225. As análises foram
realizadas com temperatura inicial do cromatógrafo de 50°C (mantida por um minuto), seguindo-se
um aumento gradual em uma razão de 40°C.min
-1
até 210°C (acetatos de alditóis parcialmente
O
-
metilados) ou 220°C (acetatos de alditóis), sendo mantida isotermicamente até o final da análise
por quarenta minutos. Hélio ultra puro foi utilizado como gás de arraste, a um fluxo de 1,0 ml.min
-1
.
84
Ressonância Magnética Nuclear (RMN)
As análises de RMN de
13
C foram realizadas em espectrômetro BRUKER, modelo
AVANCE-DRX-400 com transformador de Fourier. As amostras foram analisadas em “probe” de
5mm de diâmetro, à temperatura de 50ºC, utilizando como solventes água deuterada (D
2
O) ou
dimetilsulfóxido deuterado (Me
2
SO-d
6
), foram utilizados acetona ou Me
2
SO-d
6
como padrões
internos e os deslocamentos químicos (
δ
) foram expressos em PPM.
Metilação
Uma alíquota (1 mg) do EPS foi solubilizada em 1 mL de DMSO, a esta solução foi
colocado excesso de NaOH e 1 mL de iodeto de metila, agitado vigorosamente em vortex por 40
minutos, foi adicionado água, ácido acético e clorofórmio e lavado até ficar com pH 7, a água foi
removida e o filtrado contendo clorofórmio foi evaporado à temperatura ambiente. Os
polissacarídeos
per
-
O
-metilados foram hidrolisados com 0,5 mL de H
2
SO
4
72% em banho de gelo,
após uma hora, foram adicionados 4 mL de água e o material mantido em estufa a 100° C por 21
horas. A solução foi neutralizada com carbonato de bário e centrifugada, o sobrenadante foi
filtrado e os monossacarídeos per-O-metilados foram reduzidos (NaBD
4
), acetilados e analisados
por CG-EM.
Produção e Avaliação de Anticorpos
Camundongos isogênicos (balb c) foram imunizados via intraperitoneal com emulsão
contendo a biomassa do fungo
E. spinifera
previamente autoclavada e congelada com o objetivo
de esterilizar a amostra. Em seguida testava-se a viabilidade da amostra através de repique em
ágar Sabouraud e posterior incubação à 36ºC durante dez dias. Na ausência de crescimento as
amostras eram, então, utilizadas para aplicação nos animais. Uma aplicação era realizada a cada
15 dias, foram feitas três aplicações, passados noventa dias da primeira aplicação o animal foi
sangrado, e o sangue foi centrifugado para obtenção do soro contendo os anticorpos, os quais
foram utilizados nos testes de imunogenicidade.
Preparação da Placa de ELISA
O experimento de ELISA foi realizado com o antígeno contendo carboidrato, para isto, a
placa de reação foi tratada para se formar uma matriz de sílica Gel G na superfície de cada poço
(o carboidrato não adsorve em plástico) para que o carboidrato fosse imobilizado.
A matriz de Sílica Gel G da superfície de cada poço foi feita com uma solução de Bálsamo
do Canadá na concentração de 20 mg/mL de xilol (xileno) e como subseqüente adição de 100
µ
L
de sílica a 250 mg/mL em xilol, em cada poço da placa de ELISA. A placa foi seca a temperatura
ambiente, estando pronta para o uso após três dias de secagem.
Reação Imunoenzimática
Para adsorção do antígeno na placa foi feito uma diluição da solução estoque de
carboidrato na concentração de 50
µ
g por poço da placa que foi seca à temperatura ambiente.
Em seguida foi realizado o bloqueio da placa (esta etapa é necessária para que os lugares
onde não houve adsorção de antígeno sejam bloqueados com uma solução inerte, para que o
anticorpo não venha se ligar nesses espaços) com 100
µ
L de albumina bovina em PBS 1% por
uma hora à temperatura ambiente, então os poços foram lavados 5x com PBST
Para ligação do anticorpo primário na placa foi utilizada uma diluição seriada do anticorpo
85
nos poços e após três horas de incubação os poços foram lavados 5x com PBST.
A ligação do anticorpo secundário foi feita com adição de 100
µ
L de solução de anticorpo
anti mouse em diluição 1:4000 em cada poço da placa, incubou-se por uma hora à temperatura
ambiente na ausência de luz em seguida os poços foram lavados 5x com PBST.
Na revelação para visualização da reação foi utilizado OPD
(O-phenylenediamine
dihydrochloride
) na concentração de 0,2 mg/mL de tampão citrato e 2
µ
L de peróxido de
hidrogênio (H
2
O
2
) a reação foi bloqueada com 100
µ
L de H
2
SO
4
2N (1M). A placa foi lida em
espectrofotômetro com absorbância em 490 nm.
Resultados e Discussão
De acordo com a macro e micromorfologia o isolado de HCEML de
Exophiala
sp. foi
caracterizado como
Exophiala spinifera
. Segundo Hoog et al. (2004) esta espécie apresenta
colônias bem definidas de coloração esverdeada a negras, microscopicamente revelaram
conidióforos eretos, acastanhados, cilíndricos e multicelulares. Tais características foram
observadas neste isolado, através de técnicas de microscopia ótica de eletrônica de varredura
(Figura 1),
FIGURA 1 – ASPECTOS MICROMORFOLOGICOS DA LINHAGEM HCEML DE
Exophiala spinifera:
(A)
microscopia eletrônica de varredura, aumento 3300X seta 1 indica conídios cilíndricos dispostos à superfície do
conidióforo e a seta 2 indica a presença de cicatriz; (B) microscopia óptica, aumento 1000X, seta indicando
conidióforos eretos, cilíndricos e multicelulares.
O seqüenciamento das regiões ITS1 e ITS2 foi utilizado na confirmação da identificação
realizada por meio da morfologia. A seqüência consenso obtida, foi comparada com dados de
seqüências ITS de rDNA de linhagens referencia de
Exophiala
depositados no banco de dados do
GenBank
(
National Center for Biotechnology Information of the National Institutes of Health
) e
utilizando o programa Blast para o alinhamento (ALTSCHUL et al., 1997).
Para análise foram comparados 474pb em que o isolado apresentou 99% de identidade
com
Exophiala spinifera.
Diferentes análises, com dados pesados (Figura 2) e não pesados
(Figura 3) revelaram resultados semelhantes, onde foram verificados vários nós que oferecem
grande suporte, de acordo com as arvores apresentados nas figuras 2 e 3 verificou-se que o
isolado HCEML, de
Exophiala
sp. agrupou-se com
E. spinifera.
A
1
1
2
86
Figura 2 - Árvore filogenética representando as relações entre o isolado HCEML
e outros
representantes de fungos. máxima parcimônia (pesagem maior para transversões -
2:1)
Figura 3 - Árvore filogenética representando as relações entre o isolado HCEML
e outros
representantes de fungos. máxima parcimônia (dados não pesados)
87
Haase et al. (1999), demonstraram que
E. spinifera
e
E. jeanselmei
constituem um grupo
filogeneticamente delimitado dentro da família Herpotrichiellaceae e distinto de outras espécies de
Exophiala,
sendo a
E. spinifera
uma das espécies de maior virulência dentro do gênero e com
morfologia diferenciada dentro do grupo
(WANG et al., 1987).
Há diversos relatos de infecções a partir de inoculações por estes fungos (HOOG e
GUARRO, 1995) e um grande aumento no número de casos em pacientes imunodeprimidos, tais
como vítimas do câncer, AIDS e transplantados,
E. spinifera
é um microrganismo com potencial
patogênico para esses pacientes.
Sendo assim, o conhecimento dos fatores de virulência é de fudamental importância para
o esclarecimento da patogenicidade deste agente e conseqüentemente fornecer parâmetros para
entendimento da evolução clinica da doença. A caracterização dos polissacarídeos sintetizados
por este agente visa determinar a antigenicidade destes componentes através de imunoensaios.
Padronização da produção de exopolissacarídeos (EPS) em Exophiala spinifera
A avaliação do crescimento nos dois diferentes meios de cultivo analizados demonstrou a
estabilização do crescimento entre o sexto e o sétimo dia, porém obteve-se um peso maior de
biomassa produzida no meio CD, quando comparado à biomassa produzida no MM, indicando o
meio CD como melhor meio de cultivo para obtenção de biomassa. (Figura 4).
0
50
100
150
200
250
300
350
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Biomassa (mg)
CD
MM
Figura 4 - Curva de crescimento de
exophiala spinifera
nos meios mínimo e czapeck-dox.
Para determinação do perfil da produção de EPS pelo isolado de
E. spinifera
nos meios
Mínimo e Czapeck-DOX foi realizada uma curva de produção de EPS construída com o
monitoramento da produção destes polissacarídeos durante 13 dias. No meio Mínimo a produção
de EPS foi maior em relação ao meio Czapeck-dox. A partir do sétimo dia os isolados param de
produzir EPS e os níveis começam a baixar indicando que o fungo inicia o consumo do
exopolissacarídeo produzido por ele (Figura 5).
88
0
2
4
6
8
10
12
14
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Exopolissacarídeos (mg)
CD
MM
Figura 5- Exopolissacarídeos produzidos por
exophiala spinifera
nos meios minimo e czapeck-dox.
A partir das alíquotas retiradas diariamente do meio de cultura MM cuja fonte de açúcar é
a glucose, foi dosada a concentração de deste açúcar a cada dia de crescimento, para verificar o
consumo diário deste açúcar. A dosagem foi realizada através da reação da enzima glucose
oxidase. Esta curva foi elaborada a fim de avaliar o comportamento do fungo
E. spinifera
diante
desta fonte de carbono. Pode-se observar que os níveis de glucose do meio de cultura MM
diminuem ao longo dos dias, indicando que a glucose é totalmente consumida por volta do sétimo
dia (Figura 6).
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Biomassa / Exopilissacarideos
(gramas)
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
Concentração de glucose
(µg/µl)
EPS x100
Biomassa
Glucose
Figura 6 - Gráfico indicando o consumo de glucose, produção de EPS e biomassa no meio mínimo
Utilizando as alíquotas retiradas diariamente do meio de cultura CD cuja fonte de açúcar é
a sacarose, foi determinado o consumo deste açúcar a cada dia. Os valores das alíquotas diárias
foram determinados por densitometria em CCD com auxilio do programa
Scion Image
. A
concentração de sacarose no meio de cultivo CD foi monitorada durante 13 dias, pode-se observar
que os níveis de sacarose diminuem ao longo dos dias e houve a estabilização dos níveis a partir
do oitavo dia indicando a parada do consumo deste açúcar (Figura 7).
89
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13
Dias
Biomassa /
Exopolissacarideos (gramas)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Concentração de sacarose
(µg/µl)
EPS x100
Biomassa
Sacarose
Figura 7 - Gráfico indicando o consumo de sacarose, produção de eps e biomassa no meio de
cultivo czapeck-dox
Em ambos os meios de cultura foram observados que a partir do momento em que os
níveis dos açúcares baixam, os exopolissacarídeos começam a ser consumidos. Esse
comportamento pode ser encarado como uma estratégia de sobrevivência para este
microrganismo. No estudo realizado por Yurlova e Hoog, (2002) resultados semelhantes foram
obtidos, diferentes quantidades de EPS foram detectados em variados meios de cultura, porém
neste estudo a produção de EPS foi quantificada somente ao final do quinto dia não sendo feito o
controle diário.
Análise de ressonância magnética nuclear de
13
C dos polissacarídeos de parede celular e EPS
nos meios czapeck-dox (CD) e meio mínimo (MM)
Analisando em conjunto os espectros de RMN de
13
C (Figuras 8 A e B) da parede do
fungo nos meios CD e MM pode-se observar que ambos apresentam algumas semelhanças.
A região anomérica apresenta uma menor complexidade de sinais quando comparados
aos espectros de RMN de
13
C dos EPS obtidos para os meios CD e MM. A alteração mais
evidente é a ausência do sinal de
β-
Gal
f
em
δ
107,7, entretanto, deve-se ressaltar que existe uma
grande variedade de sinais de unidades de
α-
Man
p
2,6-di-
O
-substituidas, unidades terminais de
α-
Gal
p
ligadas em C-2 em
δ
102,6. O sinal em
δ
101.2 foi atribuído a unidades de
α-
Man
p
(1
→
6)
ligadas e esta atribuição pode ser suportada pela presença dos sinais em
δ
65,9 e
δ
66.1. Outras
atribuições de assinalamento não foram realizadas devido a falta de congruencia com os dados de
metilação.
O espectro de
13
C-RMN (Figura 8 C) do EPS obtido no meio CD mostra-se extremamente
complexo pela grande quantidade de sinais na região de carbono anomérico onde observamos
pelo menos 15 sinais majoritários. Comparando-se com os dados de literatura pode-se destacar a
presença de unidades terminais e substituídas em C-6 de
β-
Gal
f
em
δ
107,7 e
δ
107,5
respectivamente. O sinal em
δ
100.5 foi atribuído a unidades de
α-
Man
p
(1
→
2) ligadas e o sinal
em
δ
98.7 foram atribuídas a unidades de
α-
Man
p
2,6-di-
O
-substituidas, que podem ser sugeridas
através da presença de sinais na região de 78,3 a 78,7 PPM e pelos sinais em
δ
66,8 e
δ
66.9. O
sinal em
δ
99,9 corresponde unidades terminais de
α-
Glc
p
e o sinal em
δ
97,6 foi atribuído a
unidades de
α-
Glc
p
substituído em C-6, sendo sustentada pela presença do sinal em
δ
68,5.
90
O espectro de
13
C-RMN (Figura 8 D) do EPS obtido no meio MM também é extremamente
complexo, entretanto não apresenta grandes quantidades de terminais de
β-
Gal
f
.
Pode-se atribuir
o sinal em 102,4 à unidades terminais de
α-
Man
p
.
Como observado aos espectros anteriores
,
o
sinal em
δ
101.2 foi atribuído a unidades de
α-
Man
p
(1
→
6) substiuídas e confiramadas pelos
sinais em
δ
65,9 e
δ
66.1. A presença do sinal em
δ
100.3 foi atribuída as unidades de
α-
Man
p
2,6-
di-
O
-substituidas, e que podem ser confirmadas através da presença dos sinais na região de 78.3
a 78.7 PPM. O sinal em
δ
99,9 corresponde unidades terminais de
α-
Glc
p,
o sinal em
δ
97,6 foi
atribuído a unidades de
α-
Glc
p
substituídas em C-6, sendo sustentada pela presença do sinal em
δ
68,5.
Figura 8 - Espectros de RMN das amostras mm-parede (A), cd-parede (B), cd-eps (C) e mm-eps (D).
101,2
102,4
107,7
107,5
100,5
96,7
99,9
101,2
102,6
102,6
101,2
91
Produção de anticorpos
Com os experimentos de ELISA foi observado que o soro contendo os anticorpos
produzidos em camundongos reconhece as amostras de maneiras diferentes. O EPS obtido da
cultura em Meio Mínimo foi o mais imunogênico, pois apresentou maior absorbância no método
utilizado para avaliação da ligação dos antígenos com os anticorpos, seguido do EPS obtido do
meio de cultivo Czapeck-Dox, as amostras obtidas de parede celular apresentaram baixas
absorbâncias indicando ser pouco imunogênicas (Figura 9).
Através destas informações não é possível indicar a estrutura responsável pela
propriedade de exercer maior imunogenicidade. Estes resultados são extremamente
interessantes, pois durante a imunização foi utilizado o fungo inativado e não os EPS obtidos no
cultivo no meio MM e CD. Pode-se sugerir que o EPS serviria como uma barreira prévia e a
melanina uma segunda barreira, e ambos estariam protegendo o fungo contra o sistema de
defesa, o que permitiria o crescimento do fungo patogênico. Entretanto, estas suposições
necessitam de mais experimentos para sua confirmação
0
0,02
0,04
0,06
0,08
0,1
0,12
0,14
0,16
0,18
0,2
1:50 1:100 1:200 1:400 1:800 1:1600 1:3200
Diluição do anticorpo
Absorbancia
EPS MM
EPS CD
Parede MM
Parede CD
Figura 9 - Resposta do anticorpo frente a diferentes amostras
Conclusões
A linhagem HCEML de
Exophiala spinifera
caracterizada por meio de morfologia e
seqüência ITS apresentou a produção dos polissacarídeos manose, galactose e glucose nas
amostras cultivadas em meios de cultura pobres em fontes de carbono. O estudo da produção de
polissacarídeos revelou que estes passam as ser consumidos quando os níveis dos açúcares
diminuem, indicando um mecanismo de reserva e conseqüentemente uma estratégia de
sobrevivência para este microrganismo.
A presença das diversas estruturas em quantidades variadas pode estar relacionada a
maior ou menor atividade antigênica observada, pois diferentes quantidades e variedades
estruturais de polissacarídeos de parede e EPS reagiram com intensidades diferentes aos
imunoensaios. A alta atividade imunogênica dos exopolissacarídeos frente à baixa resposta contra
os polissacarídeos de superfície observada sugere um mecanismo potencial de virulência da
linhagem, o qual pode representar um meio de defesa à resposta do hospedeiro, uma vez que os
anticorpos parecem reconhecer os EPS em vez dos antígenos da parede celular, o que pode ser
um dos fatores que favorecem a sobrevivência deste agente no tecido do hospedeiro.
92
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