( PDF ) Estudos citogenéticos em algumas espécies de Loricariidae (Teleostei, Siluriformes) da região de transposição do rio Piumhi para o rio São Francisco

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO CARLOS

CENTRO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS E DA SAÚDE

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM GENÉTICA E EVOLUÇÃO

ESTUDOS CITOGENÉTICOS EM ALGUMAS ESPÉCIES DE LORICARIIDAE

(TELEOSTEI, SILURIFORMES) DA REGIÃO DE TRANSPOSIÇÃO DO RIO

PIUMHI PARA O RIO SÃO FRANCISCO

Ernani de Oliveira Mendes Neto

SÃO CARLOS

2008

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO CARLOS

CENTRO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS E DA SAÚDE

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM GENÉTICA E EVOLUÇÃO

ESTUDOS CITOGENÉTICOS EM ALGUMAS ESPÉCIES DE LORICARIIDAE

(TELEOSTEI, SILURIFORMES) DA REGIÃO DE TRANSPOSIÇÃO DO RIO

PIUMHI PARA O RIO SÃO FRANCISCO

Ernani de Oliveira Mendes Neto

Dissertação de Mestrado apresentada ao Programa

de Pós-Graduação em Genética e Evolução do

Centro de Ciências Biológicas e da Saúde da

Universidade Federal de São Carlos, como parte

dos requisitos para a obtenção do título de Mestre

em Genética e Evolução, área de concentração:

Genética e Evolução.

SÃO CARLOS

2008

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Ficha catalográfica elaborada pelo DePT da

Biblioteca Comunitária da UFSCar

M538ec

Mendes Neto, Ernani de Oliveira.

Estudos citogenéticos em algumas espécies de

Loricariidae (Teleostei, Siluriformes) da região de

transposição do rio Piumhi para o rio São Francisco / Ernani

de Oliveira Mendes Neto. -- São Carlos : UFSCar, 2008.

74 f.

Dissertação (Mestrado) -- Universidade Federal de São

Carlos, 2008.

1. Citogenética de peixes. 2. Loricariidae. 3. Transposição

de águas. 4. Fish - DNAr 18S. 5. Fish - DNAr 5S . I. Título.

CDD: 597.087322 (20

)

Orientador

Prof. Dr. Orlando Moreira Filho

Dedico este trabalho aos meus pais

Denise e Ernani

AGRADECIMENTOS

Os meus agradecimentos vão para toda a estrutura institucional e humana

que possibilitaram a realização deste trabalho.

À Fundação de Amparo e à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP),

pela bolsa concedida (Proc.: 06/54290-6), a qual foi muito útil durante o

desenvolvimento deste trabalho.

Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq)

pelo auxílio concedido durante toda a minha formação científica e durante a

elaboração deste trabalho.

Ao Programa de Pós-graduação em Genética e Evolução, ao Laboratário de

Citogenética de Peixes do Departamento de Genética e Evolução da Universidade

Federal de São Carlos e ao Laboratório de Citogenética e Evolução da Universidade

Estadual de Ponta Grossa pelo suporte e auxílio no desenvolvimento deste trabalho.

Ao meu orientador, Prof. Dr. Orlando Moreira Filho, por ter acreditado em mim

e me ter proporcionado a realização deste mestrado.

Ao meu co-orientador, Prof. Dr. Marcelo Ricardo Vicari, por toda ajuda e

ensinamento a mim concedida durante toda a minha formação científica. Ao amigo

Marcelo pelo apoio e pelos momentos de descontração.

Aos Profs. Drs. Mara Cristina de Almeida Matiello e Roberto Ferreira Artoni do

Laboratório de Citogenética e Evolução da UEPG, por terem acreditado em mim e

me dado a oportunidade de ingressar no meio científico.

Aos meus pais Denise e Ernani que mesmo com alguma dificuldade me

possibilitaram realizar meus estudos. Aos meus irmãos Erenise, Edelize, Rodrigo e

Giovanna.

Aos meus melhores amigos Camila Gadens, Camila Sanches e Fabiano pelos

momentos de descontração e principalmente por me “agüentarem” nos momentos

mais estressantes.

Aos amigos Camila e Cleverson por toda ajuda e hospitalidade, sempre que

eu precisava de um abrigo em Ponta Grossa.

Aos amigos e colegas do Laboratório de Citogenética de Peixes da UFSCar:

Daniel Blanco, Elisângela, Rosângela, Wellington, Daniel “Magrão”, Viviane, Karina,

Marcelo, Celeste, Débora, Marceléia e Maressa.

Aos amigos que fiz em São Carlos: Vagner, Tathianna, Simone, Tatiana,

Andréa, Thaís e Eder.

Aos amigos e colegas do Departamento de Genética e Evolução.

Aos amigos do Laboratório de Citogenética e Evolução da UEPG.

A todos aqueles que direta ou indiretamente me ajudaram neste trabalho, mas

que me esqueci de nomear, meu muito obrigado.

Nós vamos morrer, e isso nos torna afortunados. A

maioria das pessoas nunca vai morrer, porque nunca vai

nascer. As pessoas potenciais que poderiam estar no

meu lugar, mas que jamais verão a luz do dia, são mais

numerosas que os grãos de areia da Arábia. Certamente

esses fantasmas não nascidos incluem poetas maiores

que Keats, cientistas maiores que Newton. Sabemos

disso porque o conjunto das pessoas possíveis

permitidas pelo nosso DNA excede em muito o conjunto

das pessoas reais. Apesar dessas probabilidades

assombrosas, somos você e eu, com toda nossa

banalidade, que aqui estamos.

Richard Dawkins

RESUMO

A família Loricariidae é a segunda mais numerosa entre os peixes, com 716

espécies distribuídas entre 96 gêneros e seis subfamílias. Neste trabalho foram

caracterizadas citogeneticamente, por meio de ferramentas convencionais e

moleculares, cinco espécies desta família que ocorrem na região de cabeceira da

bacia do rio São Francisco, município de Piumhi: quatro espécies do gênero

Hypostomus (Hypostomus sp.1a, Hypostomus sp.1b, Hypostomus sp.2 e

Hypostomus regani) e uma espécie do gênero Rineloricaria (Rineloricaria cf.

latirostris). Hypostomus sp.1a e Hypostomus sp.1b foram consideradas pelo

especialista como uma única espécie. Entretanto, os marcadores cromossômicos

utilizados no presente trabalho mostraram-se concisos, podendo demonstrar que se

trata de duas espécies distintas. A ocorrência de Hypostomus regani e Rineloricaria

cf. latirostris para o rio São Francisco é relatada pela primeira vez. Os dados

citogenéticos para estas duas espécies sugerem que elas são formas invasoras para

o rio São Francisco, originadas da bacia do Alto Paraná. A citogenética molecular

mostrou-se útil na identificação e diferenciação de espécies da família Loricariidae.

Principalmente o cístron 5S demonstrou ser um conciso marcador

espécie/específico. Este estudo demonstra claramente que as ferramentas

citogenéticas foram muito eficientes na distinção de algumas espécies crípticas e/ou

problemáticas sobre o ponto de vista taxonômico, bem como no rastreamento e no

mapeamento de algumas espécies da família Loricariidae do rio Piumhi,

consideradas invasoras para a bacia do rio São Francisco.

ABSTRACT

The Loricariidae is the second largest family among fishes, with 716 species,

distributed in 96 genera and 6 subfamilies. Five species of this family, four species of

the Hypostomus genus (Hypostomus sp.1a, Hypostomus sp.1b, Hypostomus sp.2 e

Hypostomus regani) and one specie of the Rineloricaria genus (Rineloricaria cf.

latirostris), which are found in the headwaters of the São Francisco River, in Piumhi

town, were cytogenetically characterized using conventional and molecular tools.

One specialist considered Hypostomus sp.1a and Hypostomus sp.1b to be only one

specie. However, the chromosomal markers used in this present work have been

shown concise, so they could demonstrate that those two species are, in fact,

distinct. The occurrence of Hypostomus regani and Rineloricaria cf. latirotris in the

São Francisco River is reported for the first time. The cytogenetic data for these two

species suggest that they are invasive forms for the São Francisco River, originated

from the upper Paraná River basin. The molecular cytogenetic has been shown

useful for the identification and differentiation of species of the Loricariidae family.

Mainly, the cistron 5S ended up as a very concise specie/specific marker. This study

clearly shows that the cytogenetic tolls were very efficient at distinguishing some

cryptic and/or problematic species in the taxonomic point of view, so as at finding and

mapping of some species of the Loricariidae family of the Piumhi River, considered

invasive for the headwaters of the São Francisco River.

LISTA DE FIGURAS

Figura 01 – Bacia do rio São Francisco..................................................................

Figura 02 – Em a): Rio Piumhi antes da construção da Represa da Usina

Hidroelétrica de Furnas. O ribeirão da

gua Limpa está indicado

pelo número 1. Em b): Transposição das águas do rio Piumhi: (1)

canal de transposição, (2) , (3) lago artificial formado pela drenagem

do baixo Piumhi após a construção do dique de Capitólio, (4) dique

de Capitólio, (5) lago de furnas, (6) Represa de Furnas no rio

Grande. (Fonte: MOREIRA-FILHO & BUCKUP,

2005)....................................................................................................

Figura 03 – Local de coleta dos espécimes analisados. Quadrado Azul =

Hypostomus regani, Estrela Laranja = Rineloricaria cf. latirostris,

Círculo Amarelo = Hypostomus sp.1a, Círculo Verde = Hypostomus

sp.1b e Triângulo Vermelho = Hypostomus sp.2. (Fonte: MOREIRA-

FILHO & BUCKUP, 2005 modificado por Wellington Adriano

Moreira Peres)........................................................................

Figura 04 – Cariótipo de Hypostomus regani corado com Giemsa em (a). (b)

apresenta o padrão de distribuição da heterocromatina constitutiva

evidenciada pelo bandamento C. A caixa (c) apresenta os

cromossomos impregnados pelo Nitrato de Prata...............................

Figura 05 – Cromossomos mitóticos de Hypostomus regani submetidos à

hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S (a) e 5S

(b). Setas= sítios evidenciados pela técnica. Barra= 10µm…………...

Figura 06 – Cariótipo de Hypostomus sp.1a. (a) coloração convencional; (b)

bandamento C; (c) cromossomos portadores de Ag-RONs................

Figura 07 – Hibridação fluorescente in situ evidenciando a localização de sítios

de DNAr 18S (a) e 5S (b) em Hypostomus sp.1a. Setas= sítios

evidenciados pela técnica. Barra= 10µm.............................................

Figura 08 – Cariótipo de Hypostomus sp.1b corado com Giemsa em (a). (b)

apresenta o padrão de distribuição da heterocromatina constitutiva

evidenciada pelo bandamento C. A caixa (c) apresenta os

cromossomos impregnados pelo Nitrato de Prata...............................

Figura 09 – Cromossomos mitóticos de Hypostomus sp.1b submetidos à

hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S (a) e 5S

(b). Setas= sítios evidenciados pela técnica. Barra=

10µm....................................................................................................

Figura 10 – Cariótipo de Hypostomus sp.2. (a) coloração convencional; (b)

bandamento C; (c) cromossomos portadores de Ag-RONs................

Figura 11 – Hibridação fluorescente in situ evidenciando a localização de sítios

de DNAr 18S (a) e 5S (b) em Hypostomus sp.2. Setas= sítios

evidenciados pela técnica. Barra= 10µm.............................................

Figura 12 – Cariótipo de Rineloricaria cf. latirostris corado com Giemsa em (a).

(b) apresenta o padrão de distribuição da heterocromatina

constitutiva evidenciada pelo bandamento C. A caixa (c) apresenta

os cromossomos impregnados pelo Nitrato de Prata..........................

Figura 13 – Cromossomos mitóticos de Rineloricaria cf. latirostris submetidos à

hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S (a) e 5S

(b). Setas= sítios evidenciados pela técnica. Barra=

10µm....................................................................................................

SUMÁRIO

1) INTRODUÇÃO:.......................................................................................................1

1.1) Família Loricariidae:.............................................................................................1

1.2) Estudos citogenéticos na família Loricariidae ......................................................2

1.3) Endemismo em riachos:.......................................................................................6

1.4) Bacia do rio São Francisco: .................................................................................7

1.5) Rio Piumhi..........................................................................................................11

1.6) Transposição do rio Piumhi................................................................................11

2) OBJETIVOS..........................................................................................................15

3) MATERIAL E MÉTODOS......................................................................................16

3.1) Material e Locais de Coleta................................................................................16

3.2) Metodologia........................................................................................................18

3.2.1) Indução de Metáfases.....................................................................................18

3.2.2) Obtenção dos Cromossomos Mitóticos...........................................................19

3.2.3) Análise Cromossômica....................................................................................20

3.2.4) Detecção das Regiões Heterocromáticas.......................................................20

3.2.5) Detecção das Regiões Organizadoras de Nucléolo (Ag-RONs) .....................21

3.2.6) Hibridação Fluorescente in situ.......................................................................21

3.2.7) Análises Cariotípicas.......................................................................................24

4) RESULTADOS......................................................................................................25

4.1) Hypostomus regani ............................................................................................25

4.2) Hypostomus sp.1a .............................................................................................28

4.3) Hypostomus sp.1b .............................................................................................31

4.4) Hypostomus sp.2 ...............................................................................................34

4.5) Rineloricaria cf. latirostri.....................................................................................37

5) DISCUSSÃO.........................................................................................................40

5.1) Diversidade Cromossômica na família Loricariidae ...........................................40

5.2) A Transposição do rio Piumhi e Espécies Invasoras .........................................60

6) CONCLUSÃO .......................................................................................................63

7) REFERÊNCIAS.....................................................................................................66

1) INTRODUÇÃO:

1.1) Família Loricariidae:

Os loricariídeos são comumente reconhecidos por possuírem o corpo

recoberto por placas dérmicas (o que lhes confere o nome popular de “cascudos”) e

a boca em forma de ventosa localizada na região ventral.

A família Loricariidae é a segunda mais numerosa entre os peixes, com 716

espécies, distribuídas entre 96 gêneros (FERRARIS, 2007). Estes peixes estão

distribuídos por toda a região Neotropical, estendendo-se da Costa Rica à Argentina

(REIS et al., 2003).

Desde o reconhecimento de Loricariidae como uma família, sob o nome de

Gonyodontes, por Spix e Agassiz em 1829 (GOSLINE, 1947), muitas formas de

agrupamento das espécies foram propostas por ictiólogos. Em 2003 REIS et al.

propuseram que a família Loricariidae seria composta por seis subfamílias:

Ancistrinae, Hypoptopomatinae, Hypostominae, Lithogeneinae, Loricariinae e

Neoplecostominae. ARMBRUSTER (2004), através da análise cladística de um

número maior de características reordenou esta distribuição, propondo a criação de

uma nova subfamília composta pelos gêneros Delturus e Upsilodus e a extinção das

subfamílias Ancistrinae e Lithogeneinae. Nesta proposta os integrantes da subfamília

Ancistrinae passariam para a subfamília Hypostominae na forma de tribo. Desta

forma a sub-família Hypostominae passaria a ter cinco tribos: Ancistrini,

Corymbophanini, Hypostomini, Pterygoplichthini e Rhinelipini. O único gênero

representante de Lithogeneinae, Lithogenes, passaria à família Astroblepidae,

juntamente com o gênero Astroblepus. Assim sendo, a família Loricariidae passaria a

ser dividida em cinco subfamílias: Delturinae, Hypoptopomatinae, Hypostominae,

Loricariinae e Neoplecostominae.

Entretanto, REIS et al. (2006) propuseram uma nova filogenia, similar à

apresentada por ARMBRUSTER (2004), onde eles descrevem a subfamília

Delturinae e alocam Ancistrinae como tribo de Hypostominae. No entanto, eles

mantêm Lithogeneinae como subfamília de Loricariidae. Seguindo este último estudo

cladístico realizado na família, têm-se seis subfamílias para Loricariidae:

Loricariinae, Hypoptopomatinae, Hypostominae, Neoplecostominae, Lithogeneinae e

Delturinae.

1.2) Estudos citogenéticos na família Loricariidae

Embora Loricariidae seja uma família muito ampla, apenas 111 das 716

espécies pertencentes a ela foram estudadas citogeneticamente.

A família Loricariidae possui grande variabilidade tanto no que se refere ao

número diplóide, que pode variar de 2n=34 em Ancistrus sp. 1 e Ancistrus sp. 2

(OLIVEIRA, 2006) a 2n=96 em Upsilodus sp. (KAVALCO, et al., 2004), quanto à

macroestrutura cariotípica, que podem apresentar fórmula cariotípica variando de

cariótipos formados apenas de cromossomos meta e submetacêntricos, como no

caso de Otocinclus affinis que possui 2n=54 e NF=108 (ANDREATA, et al., 1994) a

cariótipos formados predominantemente por cromossomos subtelo e acrocêntricos,

como no caso de Hypostomus strigaticeps que possui 2n=74 e NF=86 (MICHELE et

al., 1977), entre outros.

Os estudos citogenéticos já realizados na família Loricariidae não abrangem

espécies de todas as seis subfamílias. Entre as subfamílias analisadas, a

representatividade não é a mesma. Na subfamília Lithogeneinae, que possui apenas

uma espécie descrita taxonomicamente ainda não foram realizados estudos nesta

área.

A sub-família Hypostominae é sem dúvida a que apresenta o maior número de

espécies estudadas pela citogenética, com 61 representantes. Nesta subfamília

observa-se que o número modal varia de 2n=34 em Ancistrus sp. 1 e Ancistrus sp. 2

(OLIVEIRA, 2006) a 2n=80 em Hypostomus sp. E (ARTONI & BERTOLLO, 1996).

A subfamília Loricariinae apresenta 21 espécies com estudos cromossômicos

e apresenta uma variação no número cromossômico de 2n=36 em Rineloricaria

latirostris (GIULIANO-CAETANO, 1998) a 2n=74 em Sturisoma cf. nigrirostrum

(ARTONI & BERTOLLO, 2001).

Análises cromossômicas em 15 espécies de Hypoptopomatinae

demonstraram em 13 espécies (ANDREATA et al., 1992, 1993, 1994, 2006; CAMILO

& MOREIRA-FILHO, 2005) o número cromossômico conservado de 2n=54, e

apenas duas espécies com números diplóides divergentes. Em Hisonotus gibbosos

evidenciou-se 2n=58 (ANDREATA et al., 2000) enquanto em Otocinclus aff. vestitus

foi relatado 2n=72 (ANDREATA et al., 1994). Entre as seis subfamílias de

Loricariidae, doze espécies foram estudadas de Neoplecostominae, (ALVES, 2000;

ALVES et al., 2003, 2005; KAVALCO et al., 2004), mantendo o número

cromossômico (2n= 54) conservado. Delturinae apresenta apenas uma espécie

(Upsilodus sp.) estudada, a qual apresenta 2n=96 (KAVALCO et al., 2004).

Sistemas de cromossomos sexuais têm sido relatados na família Loricariidae.

Os sistemas de cromossomos sexuais encontrados vão desde os sistemas simples,

como o XX/XO em Ancistrus n. sp. 1 (ALVES et al., 2003), o XX/XY em Hypostomus

ancistroides e H. macrops (Michele et al., 1977), Pseudotocinclus tietensis

(ANDREATA et al., 1992), Ancistrus cf. dubius (MARIOTTO & MIYAZAWA, 2006),

Ancistrus sp.1, Ancistrus sp.2 e Ancistrus n.sp.5, (Oliveira, 2006) e o ZZ/ZW em

Microlepdogaster leucofrenatus (ANDREATA et al., 1993), Loricariichthys

platymetopon (SCAVONE & JULIO JR., 1995), Hypostomus sp. G (ARTONI et al.,

1998) e Ancistrus cf. dubius (MARIOTTO et al., 2004), Ancistrus ranunculus,

Ancistrus sp. 6 e Hemiancistrus spilomma (Oliveira, 2006; Oliveira et al., 2007), até

sistemas de cromossomos sexuais múltiplos, como o XX/XY

em Harttia carvalhoi

(CENTOFANTE et al., 2006) e Ancistrus sp. 8 (Oliveira, 2006) e

.em Ancistrus sp. 3 (OLIVEIRA, 2006).

Polimorfismos cromossômicos interpopulacionais também foram relatados em

algumas espécies da família Loricariidae, como no caso de Ancistrus cf. dubius

(MARIOTTO et al., 2004; MARIOTTO & MIYAZAWA, 2006) que apresenta entre as

populações tanto em número cromossômico como aestrutura cariotípica divergente.

Hypostomus ancistroides, apesar de manter o número cromossômico de 2n=68,

demonstra fórmulas cromossômicas diferentes para cada uma das sete populações

estudadas, sendo que uma delas evidencia sistema de cromossomos sexuais do tipo

XX/XY (MICHELE, 1977; ARTONI & BERTOLLO, 1996; ALVES et al., 2006;

RUBERT, 2007). Em duas populações de Hypostomus paulinus e as seis

populações de Hypostomus strigaticeps (MICHELE, 1977; RUBERT, 2007) foram

evidenciados números cromossômicos distintos. Já em duas populações de

Neoplecostomus microps (ALVES et al., 2005; KAVALCO et al., 2005) evidenciaram-

se fórmulas cariotípicas divergentes. A mesma situação foi evidenciada em três

populações de Hypostomus regani que apresentaram 2n=72 (ARTONI &

BERTOLLO, 1996; ALVES et al., 2006; RUBERT, 2007). Em Liposarcus anisitsi o

número diplóide de 2n=52 também se manteve conservado nas três populações

estudadas (ALVES et al., 2006; ARTONI & BERTOLLO, 1999), mas a fórmula

cariotípica variou.

Polimorfismos cromossômicos intrapopulacionais também foram relatados,

como no caso descrito por GIULIANO-CAETANO (1998) para Rineloricaria latirostris,

que apresentou variação no número cromossômico dentro de cada uma das quatro

populações estudadas, além de ter evidenciado que alguns espécimens de uma das

populações não apresentaram um número modal característicos.

Outro tipo de polimorfismo cromossômico encontrado nesta família refere-se à

presença de cromossomos supranumerários. Estes foram relatados apenas em

Microlepdogaster leucofrenatus (ANDREATA et al., 1993), Loricaria prolixa, Loricaria

sp. (SCAVONE & JULIO JR., 1994) e Rineloricaria pentamaculata (ERRERO-

PORTO, 2007).

Muitas espécies deste grupo de peixes têm sido estudadas

citogeneticamente, entretanto, somente em poucas foram realizados estudos de

citogenética molecular, através de hibridização fluorescente in situ, sendo que estes

se referem à localização dos sítios de DNAr 18S e 5S.

Um estudo realizado por KAVALCO et al. (2004, 2005), localizou os sítios de

DNAr 5S e 18S em quatro espécies de Loricariidae, sendo elas: Neoplecostomus

microps, pertencente à subfamília Neoplecostominae; Harttia loricariformis,

pertencente à subfamília Loricariinae, Upsilodus sp., pertencente à subfamília

Delturinae e Hypostomus affinis, pertencente à subfamília Hypostominae. As

espécies analisadas apresentaram apenas um par cromossômico marcado com a

sonda de DNAr 18S, o qual correspondeu com os sítios de Ag-RON, exceto H. affinis

que apresentou cinco cromossomos marcados com a sonda de DNAr 18S e de dois

a cinco sítios de Ag-RON.

Os sítios de DNAr 5S variaram de dois a oito. Sua localização foi mais

freqüente na região intersticial dos braços cromossômicos, sendo que apenas

Hypostomus affinis apresentou sítios localizados na região terminal. Harttia

loricariformis apresentou sítios de DNAr 5S em sintenia com o sítio de DNAr 18S.

CENTOFANTE et al. (2006), analisando uma população de Harttia carvalhoi,

pertencente a subfamília Loricariinae, verificou que nesta espécie o sítio de DNAr

18S encontra-se em um único par cromossômico, coincidindo com a posição das

RONs e que a espécie possui dois pequenos loci de DNAr 5S, sendo que um dos

loci encontra-se em sintenia com o sítio de DNAr 18S.

1.3) Endemismo em riachos:

Espécies endêmicas são aquelas restritas a uma região ou localidade

específica. Uma vez que uma espécie recém formada ocupa uma área restrita, sua

distribuição fica limitada por barreiras que circundam sua área de origem.

O tamanho absoluto dos sistemas de rios tropicais de grande porte é um

importante fator no processo evolutivo dos peixes, pois permite que muitas espécies

de peixes se isolem geograficamente nas cabeceiras de seus tributários através de

barreiras físicas, químicas ou bióticas (LOWE-MCCONNEL, 1969).

As espécies de peixes descritas em riachos são, geralmente, de pequeno

porte e apresentam caracteres “redutivos” (CASTRO, 1999). Estes peixes, de modo

geral possuem uma capacidade de deslocamento relativamente baixa, não

realizando migrações extensas durante suas vidas (CASTRO, op. cit.). Este fato

deve facilitar em muito a ocorrência de eventos de vicariância, levando à

multiplicação, por especiação alopátrica, de espécies de peixes de riacho

caracterizadas por distribuição geográfica restrita (CASTRO, 1999).

BUCKUP (1999) afirma que a identificação de áreas de endemismo

associadas à ocorrência de eventos de vicariância é um campo bastante promissor

para estudos de diversidade e conservação, corroborando as recomendações de

BÖHLKE et al. (1978) que enfatizaram a necessidade de se coletar e estudar peixes

de áreas com endemismo acentuado, como cabeceiras de rios.

De modo geral, a fauna de peixes de riachos é formada por um conjunto de

espécies pouco conhecidas e ameaçadas pela ação antrópica, especialmente no

sudeste do Brasil (MENEZES et al., 1990 apud BUCKUP, 1999).

Nos últimos anos o número de publicações sobre a citogenética de peixes

tem aumentado consideravelmente, mas referem-se, principalmente, a espécies que

habitam calhas de rios ou ambientes lênticos. Trabalhos relativos a ambientes de

cabeceiras de rios são raros, restringindo-se, geralmente, a levantamentos

faunísticos, abordagens taxonômicas ou distribuição longitudinal de espécies

(CARAMASCHI, 1986; LANGEANI-NETO, 1989; GARUTTI, 1998).

1.4) Bacia do rio São Francisco:

A bacia hidrográfica do rio São Francisco (Figura 01), em seu sentido amplo,

de recepção, transporte e deposição de toda a drenagem superficial e subterrânea,

abrange uma área de 645.067,2 km², o que equivale a cerca de 7,4% do território

nacional, contida aproximadamente entre as coordenadas de 13°-21° Lat. S e 36°-

48° Log. W Gr. Trata-se da terceira bacia hidrográfica do Brasil, e a primeira contida

inteiramente em território brasileiro, segundo o mesmo critério. Considerando-se o

trecho tradicional ou histórico, o rio São Francisco nasce no Chapadão dos Zagaias,

nos altos orientais da Serra da Canastra e percorre 2.814 km até a foz. Para o trecho

geográfico, considerando-se suas nascentes verdadeiras nas nascentes do rio

Samburá, sua extensão passa a ser de 2.863 km. O rio São Francisco abrange as

regiões Nordeste, Sudeste e Centro-Oeste, cortando os estados de Pernambuco,

Alagoas, Sergipe, Bahia, Minas Gerais, Goiânia e o Distrito Federal (PAIVA, 1982,

1983, CETEC apud KOHLER, 2003; SILVA et al., 2003). Ao longo do seu curso, o

São Francisco estende-se por superfícies de altitude variável (entre 400 e 1000m)

sendo caracterizado como um típico rio de planalto, com algumas corredeiras,

quedas e cascatas.

A bacia é tradicionalmente dividida em três segmentos: superior, médio e

inferior. O vale superior compreende da nascente até a corredeira de Pirapora, numa

extensão de 630 km; o médio, com 1.776 km, estende-se da corredeira de Pirapora

até a cachoeira de Paulo Afonso (onde se encontra o complexo hidrelétrico de Paulo

Afonso) e, finalmente, o trecho mais curto com 274 Km – o baixo, que se estende de

Paulo Afonso até a foz (PAIVA, 1982). O alto curso é caracterizado por águas

rápidas, frias e oxigenadas; o médio por ser rio de planalto, com menor velocidade e

sujeito a grandes cheias; o submédio está praticamente barrado e o baixo, por ser

trecho de planície, é mais lento e encontra-se sob influência marinha (SATO &

GODINHO, 1999).

Excluídas as espécies diádromas (aquelas que migram entre o mar e a água

doce), são registradas cerca de 158 espécies de peixes de diversas famílias, sendo

muitas delas caracterizadas pelo endemismo (BRITSKI et al. 1988; SATO &

GODINHO, 1999), mas novas espécies tem sido descritas com freqüência. PAIVA

(1983) sugere que, com relação à distribuição de peixes pelo rio São Francisco,

devem ser levadas em consideração algumas características: 1) o São Francisco é

um rio perene e que cruza o Brasil de oeste para leste; 2) na região do vale superior,

as águas são torrenciais, frias e com pouco material em suspensão; 3) no vale

médio, as águas possuem pequena velocidade, com temperaturas mais elevadas e

com um pouco mais de material orgânico em suspensão; 4) no vale inferior, nas

proximidades do estuário, as lagoas marginais são verdadeiros criadouros de peixes,

com água sedimentada, rica em nutrientes.

Grande parte da fauna de peixes do São Francisco concentra-se em seus

afluentes permanentes e de água com pouco material em suspensão, sendo que

são nas lagoas marginais que muitas espécies desovam, principalmente durante a

piracema. A época predominante de reprodução tem início em outubro, antecedendo

os meses mais chuvosos, com a chegada dos quais tem início a piracema (PAIVA,

1983).

Figura 01 – Bacia do rio São Francisco.

1.5) Rio Piumhi

A cabeceira do rio Piumhi está localizada entre os municípios de Vargem

Bonita e Piumhi, no centro oeste do estado de Minas Gerais, Brasil a

aproximadamente 930 metros de altitude (MOREIRA-FILHO & BUCKUP, 2005).

Segundo as folhas cartográficas de Vargem Bonita, rio Piumhi, Piumhi e

Capitólio (escala 1:50.000), os principais afluentes do rio Piumhi, à margem direita,

são córregos da Jorça, da Confusão e da Estiva, ribeirão dos Pavões, córregos dos

Bois, da Onça, do Servo, Campão Grande, do Fumo, Mutuca, Penedo, ribeirão da

Cachoeira e córregos Àgua Limpa, dos Soares e Araujo. Os afluentes da margem

esquerda são córregos do Destêrro, das Almas, ribeirão dos Almeidas, córrego

Capão da Olaria, ribeirão das Minhocas e os córregos Pari Velho e Engenho da

Serra. Ressalta-se que até o inicio dos anos 60 os córregos da Onça, Mutuca, do

Servo, Campão Grande, do Fumo e Capão da Olaria não desaguavam diretamente

nas margens do rio Piumhi, mas sim no grande pantanal por onde percorria o rio

Piumhi (Figura 02a)

1.6) Transposição do rio Piumhi

Em julho de 1958 iniciou-se a construção da Usina Hidrelétrica de FURNAS, a

qual está localizada no curso médio do rio Grande, no trecho denominado

"Corredeiras das FURNAS", entre os municípios de São José da Barra e São João

Batista da Glória, no estado de Minas Gerais. O reservatório, um dos maiores do

Brasil, com altura máxima de 127m, 1.440 km

e 3.500 km de perímetro, banha 34

municípios de Minas Gerais e é alimentado pelos rios Grande e Sapucaí.

Após o fechamento das comportas dessa hidrelétrica as águas da bacia do rio

Grande escoariam até a bacia do rio São Francisco alagando o município de

Capitólio. Esse problema foi contornado pela construção de um dique (dique de

Capitólio) nessa cidade. Entretanto, o dique represou também o rio Piumhi.

Aproveitando a topografia da região do pantanal (por onde corria o leito do rio

Piumhi, suas lagoas marginais e seus 22 afluentes) foi efetuado um sistema de

drenagem, com a construção de aproximadamente 18 km de canais, alterando o

curso do rio Piumhi, o qual foi desviado para o leito do córrego Água Limpa, que

deságua no ribeirão Sujo, um dos afluentes da margem direita do rio São Francisco.

Para efetuar o desvio, foi necessário alterar o leito do córrego Água Limpa, que foi

totalmente dragado e alargado para receber todo o volume de águas vindas do rio

Piumhi, de seus afluentes e da drenagem do pântano. O mesmo procedimento teve

de ser feito em parte do leito do ribeirão Sujo (Figura 02b).

Assim, a transposição do rio Piumhi, da bacia do rio Grande para a bacia do

rio São Francisco, acarretou diversas alterações ambientais, tais como (a) a

formação de um conjunto de lagos no antigo leito do rio Piumhi, na região do

município de Capitólio, (b) a construção de canais, por onde corre atualmente o rio

Piumhi, (c) a drenagem do pântano e, finalmente, (d) a alteração dos leitos dos

córregos e ribeirões.

Além dos impactos comumente associados à implantação das grandes

represas, a construção de FURNAS trouxe outro problema ainda pouco conhecido, a

transposição de fauna (MOREIRA-FILHO & BUCKUP, 2005).

Inevitavelmente, a transposição de águas colocou em contato peixes de

distintas bacias hidrográficas, que estavam separados há milhões de anos. Assim,

toda a ictiofauna do rio Piumhi (bacia rio Grande), que representava uma parcela da

ictiofauna do sistema hídrico do Alto Paraná, foi transposta para a bacia do rio São

Francisco.

Dentre todos os impactos ambientais ocasionados pela transposição do rio

Piumhi para a bacia do rio São Francisco, a mistura das duas ictiofaunas, sem

dúvida alguma, é o que mais chama a atenção dos ictiologistas. Entretanto, o

contato dessas duas importantes bacias passou despercebido por mais de 40 anos

pela comunidade científica (MOREIRA-FILHO & BUCKUP, 2005).

Figura 02 – Em a): Rio Piumhi antes da construção da Represa da Usina Hidroelétrica de

Furnas. O ribeirão da Água Limpa está indicado pelo número 1. Em b):

Transposição das águas do rio Piumhi: (1) canal de transposição, (2) , (3) lago

artificial formado pela drenagem do baixo Piumhi após a construção do dique

de Capitólio, (4) dique de Capitólio, (5) lago de furnas, (6) Represa de Furnas

no rio Grande. (Fonte: MOREIRA-FILHO & BUCKUP, 2005)

2) OBJETIVOS

a) Com o intuito de contribuir para a compreensão da evolução cariotípica da

família Loricariidae, propôs-se neste trabalho caracterizar citogeneticamente, através

das ferramentas convencionais e moleculares, algumas espécies desta família que

ocorrem na região de cabeceira da bacia do rio São Francisco.

b) Testar a citogenética como uma ferramenta na identificação de espécies

invasoras na bacia do São Francisco devido à transposição do rio Piumhi para o rio

São Francisco.

3) MATERIAL E MÉTODOS

3.1) Material e Locais de Coleta

Foram analisados exemplares de quatro espécies de Loricariidae

pertencentes a cinco populações distribuídas por riachos da cabeceira do rio São

Francisco na região dos municípios de Piumhi e Pimenta – MG (Figura 03).

Foram analisados oito exemplares machos e oito exemplares fêmeas de

Hypostomus regani coletados na foz do rio Piumhi no rio São Francisco (Figura 03),

quatro exemplares machos, seis exemplares fêmeas e um exemplar de sexo não

definido de Rineloricaria cf. latirostris coletados na foz do rio Piumhi no rio São

Francisco (Figura 03), onze exemplares machos, quinze exemplares fêmeas e um

exemplar cujo sexo não foi identificado de Hypostomus sp.1a coletados no ribeirão

dos Patos (Figura 03), trinta e quatro exemplares machos e vinte e seis exemplares

fêmeas de Hypostomus sp.1b coletados no ribeirão das Araras (Figura 03) e

dezessete exemplares machos e dez exemplares fêmeas de Hypostomus sp.2

coletados no ribeirão das Araras (Figura 03).

A Autorização de Coleta número 472897 foi concedida pelo IBAMA e a

Licença de Pesca número 091/07 foi concedida pelo Instituto Estadual de Floresta

de Minas Gerais.

Figura 03 – Local de coleta dos espécimes analisados. Quadrado Azul = Hypostomus

regani, Estrela Laranja = Rineloricaria cf. latirostris, Círculo Amarelo =

Hypostomus sp.1a, Círculo Verde = Hypostomus sp.1b e Triângulo Vermelho =

Hypostomus sp.2. (Fonte: MOREIRA-FILHO & BUCKUP, 2005 modificado por

Wellington Adriano Moreira Peres)

3.2) Metodologia

Os espécimens analisados foram coletados com tarrafas e transportados

vivos para o Laboratório de Citogenética de Universidade Federal de São Carlos,

onde foram mantidos em aquários até o processamento para obtenção das

suspensões celulares e análise dos materiais.

3.2.1) Indução de Metáfases

Para uma boa análise cromossômica, faz-se necessária a obtenção mais

consistente de cromossomos metafásicos, tanto em qualidade como em quantidade.

Uma vez que para a obtenção de cromossomos necessita-se de células em divisão,

o primeiro passo em um estudo citogenético é observar locais (tecidos, órgãos) no

organismo onde atividades de divisão celular estejam ocorrendo, quer seja de forma

natural quer sobre determinados estímulos. Em peixes, o órgão utilizado para

obtenção destas células é o rim que também possui função hematopoiética, ou seja,

produzir células de defesa do organismo.

Visando aumentar o índice mitótico nos animais a serem preparados foi

utilizada a técnica descrita por LEE & ELDER (1980:

1. Injetar intraperitonialmente suspensão de levedura (0,5g de fermento biológico +

1,5g de dextrose + 6mL H

O) na proporção de 1mL/100g de peso animal.

Transcorridas 48 horas processa-se o material para a preparação de cromossomos

mitóticos.

3.2.2) Obtenção dos Cromossomos Mitóticos

Os cromossomos mitóticos foram obtidos de células do rim dos animais, por

meio da técnica de preparação cromossômica segundo FORESTI et al. (1993) com

algumas adaptações.

1. Anestesiar o exemplar em solução de benzocaína 0,01% e sacrificar o animal

em seguida;

2. Retirar uma porção do rim anterior, colocar em solução de Hanks, dissociar e

incubar durante 25 minutos com 1-2 gotas de colchicina 0,025%;

3. Centrifugar a 900 rpm por 10 minutos. Descartar o sobrenadante com o

auxílio de uma pipeta pasteur e acrescentar 10mL de solução hipotônica de

KCl 0,075mol/L;

4. Incubar a solução celular por 25 minutos em estufa a 37°C;

5. Adicionar seis gotas de fixador Carnoy I (3 partes de metanol para 1 parte de

ácido acético glacial), homogeneizar o material e centrifugar por 10 minutos a

900 rpm;

6. Descartar o sobrenadante. Adicionar cerca de 10mL de fixador, re-suspender

o material. Centrifugar por 10 minutos a 900 rpm;

7. Repetir o passo 6 por mais duas vezes;

8. Adicionar de 0,5 a 1mL de fixador, homogeneizar e acondicionar o material

em frascos do tipo Ependorff. Nesta etapa o material pode ser armazenado

em freezer a -20°C.

Alternativamente, utilizou-se a técnica descrita por BERTOLLO et al. (1978):

1. Injetar intraperitonialmente colchicina 0,025% na proporção de 1mL para cada

100g do animal;

2. Após 30 minutos sacrificar o animal, retirar o rim e dissociar em solução

hipotônica de KCl 0,075mol/L;

3. Incubar a solução celular por 25 minutos em estufa a 37°C;

4. Proceder a fixação conforme o protocolo anterior, a partir do passo 5.

3.2.3) Análise Cromossômica

Foram colocadas de duas a três gotas da suspensão celular sobre uma

lâmina de vidro coberta por uma lâmina d’água a 50ºC. A lâmina foi corada com

Giemsa 5% em tampão fosfato (pH= 6,8) por 10 minutos.

3.2.4) Detecção das Regiões Heterocromáticas

A identificação das regiões de heterocromatina constitutiva foi feita através da

técnica de obtenção de bandas C, descrita por SUMNER (1972), com algumas

adaptações.

1. Tratar uma lâmina contendo a suspensão celular com HCl 0,2 N à

temperatura ambiente durante 9 minutos;

2. Lavar a lâmina em água corrente e deixar secar ao ar.

3. Colocar a lâmina em solução aquosa de hidróxido de bário (Ba(OH)

5%, recém-preparada e filtrada, a 28

C, durante 1 a 2 minutos;

4. Para interromper a ação da solução de hidróxido de bário, submergir

rapidamente a lâmina em solução de HCl 0,2 N, lavar em água corrente e

deixar secar ao ar.

5. Colocar a lâmina em solução salina 2xSSC a 60

C durante 20 minutos;

6. Lavar a lâmina em água corrente e secar ao ar.

7. Corar com solução de Giemsa diluída a 2% em tampão fosfato (pH=6,8),

durante 8 minutos.

3.2.5) Detecção das Regiões Organizadoras de Nucléolo (Ag-RONs)

A identificação das Regiões Organizadoras de Nucléolo seguiu a técnica de

impregnação pelo nitrato de prata descrita por HOWELL & BLACK (1980), com

algumas adaptações.

1. Colocar sobre uma lâmina contendo as preparações cromossômicas 3 gotas

de solução aquosa de gelatina a 2% (acrescida de ácido fórmico na proporção

de 1 ml para cada 100 ml de solução);

2. Adicionar 6 gotas de solução aquosa de nitrato de prata a 50%. Misturar bem

e cobrir com lamínula;

3. Incubar em estufa a 60°C o tempo necessário para que os cromossomos e

núcleos assumam uma coloração amarelada e os nucléolos e as RONs uma

coloração marrom escura ou preta. Este tempo varia de 2 a 3 minutos;

4. Retirar a lamínula com um jato de água destilada, lavar bem e deixar secar ao

ar.

3.2.6) Hibridação Fluorescente in situ

A localização dos sítios de rDNA 18S e 5S nos cromossomos foram

mapeadas usando hibridação fluorescente in situ (FISH) de acordo com PINKEL et

al. (1986), com sondas obtidas de Prochilodus lineatus (Teleostei, Prochilodontidae)

obtidas por HATANAKA & GALETTI JR. (2004) e de Leporinus elongatus (Teleostei,

Anostomidae) obtidas por MARTINS & GALETTI JR. (2001), respectivamente.

Marcação da Sonda

As sondas foram marcadas com biotina através da reação de “Nick

Translation” com o kit Bionick

Labeling System da Invitrogem, seguindo-se as

instruções do fabricante.

A solução de hibridação consistiu de 200µL de formamida (50% de

formamida), 80µL de Sulfato de Dextrano a 50% (concentração final de 10%), 40µL

de 20xSSC (concentração final 2xSSC) e 80µL de H

O q.s.p., à qual foram

adicionados 1,5µg de sonda (DNA marcado com biotina). A solução de hibridação foi

submetida a um banho fervente, por 10 minutos, e imediatamente transferida par um

recipiente com gelo, impedindo a renaturação por choque térmico.

Preparação das Lâminas

As lâminas contendo as preparações cromossômicas foram lavadas em PBS

por 5 minutos em temperatura ambiente. Desidratadas em série alcoólica de etanol a

70%, 85% e 100%, 5 minutos cada banho.

As lâminas foram tratadas em solução de RNAse (100µg/mL) por 1 hora em

câmara úmida, a 37°C. Foram lavadas duas vezes em solução salina de 2XSSC por

10minutos cada e em solução PBS por 5 minutos.

Seguiu-se fixação em formaldeído 1% / PBS 1x / MgCl

50mM por 10 minutos

em temperatura ambiente. Lavagem em PBS 1x por 5 minutos e desidratação em

serie de etanol 70%, 85% e 100%, 5 minutos cada.

As lâminas foram então tratadas em formamida 70%, diluída em 2xSSC a

70°C por 5 minutos e desidratas novamente em série alcoólica de etanol 70%, 85%

e 100% por 5 minutos cada banho.

Hibridação e Detecção dos Sinais

Foram aplicados sobre as lâminas cerca de 50µL de solução de hibridação

contendo solução de formamida 60% em 2xSSC pH 7,0. As lâminas foram

incubadas em câmara úmida a 37°C, “overnight”.

As lâminas foram lavadas em solução de formamida 50% em 2xSSC pH 7,0

por 20 minutos a 42°C e, em seguida, lavadas em 0,1xSSC a 60°C por 15 minutos.

Logo a seguir foram lavadas em Tween 20, por e minutos, seguido de incubação em

tampão NFDM a 5% por 15 minutos.

Para a detecção das ondas marcadas com biotina foram colocadas sobre as

lâminas 90µL de avidina-FITC (Fluoresceina Isotil Cianato-avidina conjugada) a

0,25µg/µL, permanecendo por 30 minutos a 37°C, em câmara úmida. As Lâminas

foram lavadas 3 vezes em Tween 20, cinco minutos cada. O sinal de hibridação foi

intensificado colocando-se cerca de 90µL de anti-avidina biotina-conjugada sobre as

lâminas, por 30 minutos, seguindo-se 3 lavagens com solução de Tween 20, 5

minutos cada. Este ciclo foi repetido por mais uma vez e complementado novamente

pelo tratamento com avidina-FITC e posterior lavagem com Tween 20.

Seguiu-se desidratação em série de etanol a 70%, 85% e 100% à temperatura

ambiente, 5 minutos em cada banho. Os cromossomos foram então corados com

DAPI + antifade (0,2 µg/mL).

3.2.7) Análises Cariotípicas

As preparações cromossômicas convencionais foram analisadas em

microscópio de campo claro, estabelecendo-se o número diplóide modal presente

em cada espécie/população amostrada no presente trabalho. As melhores

metáfases foram capturadas em um foto microscópio Olympus BX50, com a

utilização do software CoolSNAP-pro, Image Pro Plus, 4,1 (Media Cybernetics).

Os cromossomos foram classificados em metacêntricos (m),

submetacêntricos (sm), subtelocêntricos (st) e acrocêntricos (a), de acordo com o

tamanho e razão de braços, segundo proposta de LEVAN et al. (1964). A montagem

dos cariótipos foi feita de acordo com o tamanho e morfologia dos cromossomos, os

quais foram dispostos em ordem decrescente e em pares, em cada grupo

cromossômico. Os pares foram numerados e os cromossomos homólogos

tentativamente emparelhados, para facilidade de apresentação e comparação. O

Número Fundamental (NF) foi calculado levando-se em consideração que os

cromossomos metacêntricos, submetacêntricos e subtelocêntricos apresentam dois

braços e os cromossomos acrocêntricos apenas um.

4) RESULTADOS

4.1) Hypostomus regani

Todos os exemplares de Hypostomus regani analisados apresentaram 2n=72

cromossomos, com fórmula cariotípica composta de 4 pares de cromossomos

metacêntricos, 8 submetacêntricos, 10 subtelocêntricos e 14 acrocêntricos

(8m+16sm+20st+28a) e Número Fundamental (NF) = 116 (Figura 04a).

A heterocromatina constitutiva encontra-se distribuída em pequenos blocos

(Figura 04b). A região intersticial dos braços longos dos pares cromossômicos 15, 18

e 20 (subtelocêntricos) e 23, 25, 26, 27 e 33 (acrocêntricos) apresentaram blocos

bem evidentes. O par cromossômico metacêntrico 1 mostra uma marcação mais

pálida na região intersticial do braço curto. Os pares cromossômicos 13, 15 e 36

apresentam blocos heterocromáticos na região centromérica e o par cromossômico

31 apresenta a região telomérica do braço longo heterocromática. As regiões

organizadoras de nucléolo marcadas pelo Nitrato de Prata foram evidentes apenas

no braço curto do par cromossômico submetacêntrico 8 (Figura 04c). Todas as

células analisadas apresentaram heteromorfismo em relação ao tamanho das Ag-

RONs.

A hibridação fluorescente in situ confirmou a presença de DNAr 18S

coincidente com as Ag-RONs, bem como o heteromorfismo de tamanho dos sítios

(Figura 05a). Os sítios de DNAr 5s foram localizados em cinco pares

cromossômicos, sendo localizados na região terminal do braço curto de três pares

acrocêntricos e na região centromérica de dois pares submetacêntricos (Figura 05b).

Figura 04 – Cariótipo de Hypostomus regani corado com Giemsa em (a). (b) apresenta o

padrão de distribuição da heterocromatina constitutiva evidenciada pelo

bandamento C. A caixa (c) apresenta os cromossomos impregnados pelo

Nitrato de Prata.

Figura 05 – Cromossomos mitóticos de Hypostomus regani submetidos à hibridação

fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S (a) e 5S (b). Setas= sítios

evidenciados pela técnica. Barra= 10µm.

4.2) Hypostomus sp.1a

Dos exemplares de Hypostomus sp.1a coletados no Ribeirão dos Patos

apenas três machos e uma fêmea não deram resultados. Os demais espécimens

apresentaram 2n= 76 cromossomos distribuídos em seis cromossomos

metacêntricos, oito submetacêntricos, dezesseis subtelocêntricos e quarenta e seis

acrocêntricos (6m+8sm+16st+46a) e NF= 106 (Figura 06a).

A heterocromatina constitutiva localizou-se na região centromérica do par

cromossômico 13 e do par acrocêntrico 16, no telômero dos pares cromossômicos

acrocêntricos 24, 25 e 27 e na região intersticial do braço longo do par

cromossômico acrocêntrico 31 (Figura 06b). A RON foi observada no telômero do

braço longo do par cromossômico subtelocêntrico 13 (Figura 06c).

As marcações encontradas com as sondas de DNAr 18S utilizadas na

hibridação fluorescente in situ coincidiram com as marcações encontradas com

Nitrato de Prata (Figura 07a). A hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr

5S evidenciou dois pares cromossômicos marcados (Figura 07b). Um par de

cromossomos acrocêntricos que apresentou a marcação na região centromérica e

um par de cromossomos subtelocêntricos que também apresentou marcação na

região centromérica.

Figura 06 – Cariótipo de Hypostomus sp.1a. (a) coloração convencional; (b) bandamento C;

Figura 07 – Hibridação fluorescente in situ evidenciando a localização de sítios de DNAr

18S (a) e 5S (b) em Hypostomus sp.1a. Setas= sítios evidenciados pela

técnica. Barra= 10µm.

4.3) Hypostomus sp.1b

Dos 60 exemplares de Hypostomus sp.1b coletados no Ribeirão das Araras,

51 deram resultados. O cariótipo desta população é constituído por 76

cromossomos, com fórmula cariotípica 6m+8sm+16st+46a e NF=106 (Figura 08a).

O padrão de distribuição da heterocromatina constitutiva foi de poucos blocos

heterocromáticos pálidos. Estes localizados na região telocêntrica de alguns

cromossomos acrocêntricos, na região intersticial do braço longo do par

cromossomômico subtelocêntrico número 9. O braço curto dos cromossomos

submetacêntricos 4 apresentou-se totalmente heterocromático (Figura 08b). Foi

observada uma constrição secundária na região terminal do braço longo do par

cromossômico metacêntrico número 2, coincidindo com as marcações com Nitrato

de Prata (Figura 08).

A hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S confirmou a

localização do cístron ribossômico 18S na região telomérica do par cromossômico 2

(Figura 09a). A sonda de DNAr 5S apresentou 6 cromossomos marcados (Figura

09b). Estas marcações aparecem no centrômero de dois pares cromossômicos

acrocêntricos e de um par cromossômico submetacêntrico.

Figura 08 – Cariótipo de Hypostomus sp.1b corado com Giemsa em (a). (b) apresenta o

padrão de distribuição da heterocromatina constitutiva evidenciada pelo

bandamento C. A caixa (c) apresenta os cromossomos impregnados pelo

Nitrato de Prata.

Figura 09 – Cromossomos mitóticos de Hypostomus sp.1b submetidos à hibridação

fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S (a) e 5S (b).

Setas= sítios

evidenciados pela técnica. Barra= 10µm.

4.4) Hypostomus sp.2

Todos os espécimens da população de Hypostomus sp.2 do Ribeirão das

Araras apresentaram 2n= 74 cromossomos, organizados em 10m+6sm+16st+42a e

NF= 106 (Figura 10a). Não se observou diferença na constituição cromossômica

entre machos e fêmeas.

A heterocromatina constitutiva foi localizada na região centromérica dos

cromossomos meta e submetacêntricos, e na região intersticial do braço longo de

quase todos os cromossomos acrocêntricos. Os pares 23 e 30 apresentam blocos

bem evidentes de heterocromatina (Figura 10b). Esta população apresentou a RON

localizada na região telomérica do braço longo de um par de cromossomo

submetacêntrico, sendo provavelmente o par 6 (Figura 10).

O hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S mostrou 4

cromossomos com marcações na região telomérica (Figura 11a). A sonda de DNAr

5S revelou 6 marcações, sendo duas na região telomérica dos cromossomos e uma

na região centromérica (Figura 11b).

Figura 10 – Cariótipo de Hypostomus sp.2. (a) coloração convencional; (b) bandamento C;

Figura 11 – Hibridação fluorescente in situ evidenciando a localização de sítios de DNAr

18S (a) e 5S (b) em Hypostomus sp.2. Setas= sítios evidenciados pela técnica.

Barra= 10µm.

4.5) Rineloricaria cf. latirostri

Os espécimens de Rineloricaria cf. latirostris analisados apresentaram 2n=48

com fórmula cromossômica 14m/sm+34st/a e NF=62 (Figura 12a). O par

cromossômico 6 apresentou uma constrição secundária em toda a extensão do

braço curto. Dos onze espécimens examinados uma fêmea não apresentou

resultados, nas análises comparativas entre os exemplares não foi observado

polimorfismo cromossômico.

A heterocromatina constitutiva encontra-se distribuída pela região

centromérica de quase todos os cromossomos (Figura 12b). As RONs foram

evidentes em apenas um par cromossômico, o número dez, coincidindo com a

constrição secundária (Figura 12).

A hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S mostrou duas

grandes marcações no braço curto de um cromossomo acrocêntrico, coincidente

com as marcações com Nitrato de Prata e com a constrição secundária (Figura 13a).

As sondas de DNAr 5r mostrou dois pares cromossômicos acrocêntricos marcados

na região centromérica (Figura 13b).

Figura 12 – Cariótipo de Rineloricaria cf. latirostris corado com Giemsa em (a). (b)

apresenta o padrão de distribuição da heterocromatina constitutiva

evidenciada pelo bandamento C. A caixa (c) apresenta os cromossomos

impregnados pelo Nitrato de Prata.

Figura 13 – Cromossomos mitóticos de Rineloricaria cf. latirostris submetidos à hibridação

fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S (a) e 5S (b). Setas= sítios

evidenciados pela técnica. Barra= 10µm.

5) DISCUSSÃO

5.1) Diversidade Cromossômica na família Loricariidae

Com 716 espécies e 96 gêneros a família Loricariidae é a segunda maior

família entre os peixes, e provavelmente também uma das mais taxonomicamente

complexa (ISBRÜCKER apud DE PINNA, 1998; FERRARIS, 2007).

Sua morfologia altamente especializada faz dos loricariídeos um dos grupos

de Siluriformes melhor caracterizados, reconhecidos como um táxon desde as

primeiras classificações. As evidências para a monofilia dos Loricariidae são muito

fortes, uma vez que este grupo possui muitas sinapomorfias morfológicas (DE

PINNA, 1998).

Entretanto, devido à complexidade da família, os taxonomistas encontram

algumas dificuldades em agrupar as espécies em subfamílias. Os trabalhos mais

recentes reconhecem seis subfamílias para este grupo (REIS et al., 2006), mas

estudos posteriores podem reorganizar estas famílias, bem como excluir algumas ou

descrever novas, como vem ocorrendo nos últimos anos (REIS et al., 2003;

ARMBRUSTER, 2004).

A família Loricariidae apresenta uma grande diversidade morfológica e muita

divergência entre os taxonomistas, em relação a alguns grupos. Entretanto, algumas

subfamílias são relativamente bem definidas.

Uma revisão dos dados de citogenética disponíveis para as espécies da

família Loricariidae foi realizada e resumida na Tabela 01. Através desta, é possível

verificar que a alta diversidade encontrada em relação às características

morfológicas também é encontrada em nível cromossômico, tanto no número

diplóide como na estrutura cariotípica.

Tabela 01 – Lista das espécies de Loricariidae estudadas citogeneticamente. As espécies estão separadas por subfamílias.

Espé e órmula cariotípica Sex. Bs Ref. cie Localidad 2n F

Delturinae

Hemi p. cit. como

Upsil

Rio Paraitinga, SP 96 16m+8sm+72a 23,24,25

psilichthys s

odus sp.

Hypoptopomatinae

Coru

beirão da Lapa, SP 14m+10sm+3st/a

mbataia cuestae

Ri 54 15

Hison it.

como

depre

Inácio, SP 54 14m+28sm+2st+10a 07

otus depressicauda c

Microlepdogaster

ssicauda

Rio Santo

Hisonotus gibbosos

58 - 08 Rio Betari, SP

Hison

Ribeirão Cavalo, SC 54 22m+24sm+6st+2a 09

otus leucofrenatus

Hisonotus leucofrenatus

Microlepdogaster leucofrenatus

cit. como

Grande, SP

+5st

06 Rio Poço 54-56

f 24m+25sm

m 24m+26sm+4st

ZZ/ZW 0-2

Hisonotus leucofrenatus cit. como

Rio Marumbi, PR 54-56 f22m+25sm+3a ZZ/ZW 0-2 06

Microlepdogaster leucofrenatus

Hison

Micro .

o Jacutinga, S

otus sp. cit

lepdogaster sp

. como

Ribeirã P 54 - 43

Hison omo

Micro

Ribeirão Quinta, SP 54 - 44

otus sp. Ci

lepdogaster sp.

t. c

Hisonotus nigricauda

Rio Guaíba, RS m+8st 54 26m+20s 09

Hison otus sp. A Rio Paraitinga, SP 54 26m+26sm+2st 09

Hison Ribeirão Grande, SP 54 26m+26sm+2st 09 otus sp. D

Microlepdogaster sp. 1 Rio Alambari, SP 54 30m+20sm+4st 07

Micro Ribeirão Moia, SP 54 22m+28sm+4st 07 lepdogaster sp. 2

Rio Biguá, SP m 54 46m+8s 07

Otoci

Rio Bonito, RJ 54 40m+12sm+2st 07

nclus affinis

Otoci us Rio Livramento, PA 72 22m+12sm+4st+34a 07 nclus aff. Vestit

Parot da

ço Grande, SP 54 20m+32sm+2st 07

ocinclus maculicau

Rio Po

Pseu inclus obtusa

, SP 54 26m+18sm+4st+6a

dotoc

Rio Itanhaém 07

Continua

Tabel

a 01 – Continuação

Hypoptopomatinae

Pseudotocinclus

tietensis

Rio Tietê, SP 54

+6st

XX/XY 05

f 26m+22sm

m 27m+21sm+6st

Hypostominae - Ancistrini

Ancistrus cf. dubius

a Serra

s, MT

44 16st/a ZZ/ZW 28

Rib. D

das Arara

18m+10sm+ 27,

Ancistrus cf. dubius Rio Coxipó,

Córrego do

Pari,

do,

42 24m+10sm+8st XX/XY 27,29

Ribeirão das

Flechas, MT

Córrego Fun

Ancistrus multispinnis

C 52 Rio Itapocu, S 28m/sm+24st/a 02

Ancistrus ranunculus

io Xingu, PA 48

6st+14a

ZZ/ZW 36,34 R f 19m+9sm+6st+14a

m 20m+8sm+

Ancistrus n. sp. 1 isco, 38 02 São Franc

30m/sm+8st

Ancistrus n. sp. 1 Rio Vermelho,

39 m 33m+6sm

XX/X0 04 f 34m+6sm

Ancistrus n. sp. 2 Rio Betari, SP 52 32m/sm+20st/a 02

Ancistrus n. sp. 2 Rio Garuva, SC 52 10m+16sm+12st+14a 04

Ancistrus sp. Rio Iguaçu, PR 48 4a 26 18m+14sm+12st+

Ancistrus sp. Rio Alto Alegre,

a 50 12m+14sm+14t+10 42

Ancistrus sp. 1 Rio Purus, AM 34 20m+12sm+2st XX/XY 34

21m+11sm+2st

Ancistrus sp. 2 Lago Catalão,

34 22m+8sm+4st

21m+9sm+4st

XX/XY 34

Ancistrus sp. 3 52 11m+11sm+3st+27a Z

/ 34 Rio Demeni, AM

12m+12sm+2st+26a Z

Ancistrus sp. 4 AM 42 26m+6sm+4st+6a 34 Rio Demeni,

Ancistrus n. sp. 5 46 18m+12sm+6st+10a

18m+11sm+6st+11a

XX/XY 34 Rio Branco, RR

Continua

Tabel

Ancistrini

a 01 – Continuação

Hypostominae -

Ancistrus sp. 6

“Piagaçú”

Lago Aiapuá,

R. Purus, AM

52 ZZ/ZW 36,34 f 16m+9sm+2st+25a

m 16m+8sm+2st+26a

Ancistrus sp. 7 Igarapé

Dimona, AM

52 16m+8sm+2st+26a 34

Ancistrus sp. 8 I 38

XX/XY

3garaé

Barretinho, AM

6m+10sm+2st

7m+10sm+2st

Y 4

Ancistrus sp. 9 38 22m+8sm+5st+3a 34 Rio Trombetas,

Baryancistrus a

Niveatus

ff. 52 16 3Rio Xingu, PA m+32sm+4st 7

Hemiancistrus

spilomma

R 52 f

ZZ/ZW 35 io Araguaia,

25m+21sm+6st

24m+22sm+6st

Hemiancistrus

spinosissimus

Rio Araguaia,

52 26m+22sm+4st 35

Hemiancistrus sp. R 52 2 10,io Araguaia 0m+20sm+8s+4a 14

Megalancistrus

aculeatus

Rio Iguaçu, PR 52 2 26m+26sm 6

Panaque cf. Rio Araguaia,

52 2

nigrolineatus

6m+20sm+6st 10,14

Hypostominae - Corymbophanini

Corymbophanes n. sp.

Rio Chopotó,

54 20m+20sm+14st 03

Hypostominae - Hypostomini

Hypostomus affinis

, Córrego Jacuí 66 14m+14sm+12st+26a 23,24,25

Hypostomus

albopunctatus

Rio Mo

Guaçu, SP

gi-

74 10m+20sm+44st/a 10,11

Hypostomus

ancistroides

Rio Araquá, SP 68 18m+10sm+12st+28a 04

Hypostomus

ancistroides

Rio Mogi-

Guaçu, SP

68 16m+18sm+34st/a 10,11

Hypostomus

ancistroides

- 68

f 10m+28sm+30a

m 10m+27sm+31a

XX/XY 30

Hypostomus

ancistroides

Rio Taquari, P

Rio Água do

Pato, SP

Rio Água das

Pedras, OS

Ribeirão Três

Bocas, PR

68 10m+26sm+32st/a 39

Hypostomus aff.

auroguttatus

Rio Mogi-

76 8m+30sm+38st/a 10,11

Guaçu, SP

Hypostomus

goyazensis

Rio Vermelho,

72 10m+16sm+10st+36a 04

Continua

Tabel

Lo 2n Sex. Bs

a 01 – Continuação

Espécie calidade Fórmula cariotípica Ref.

Hypostominae - Hypostomini

Hypostomus

macrops

- 68 10m+14sm+44a XX/XY 30

Hypostomus

nigromaculatus

Rib

Ribeirão dos

Apertados, R

eirão Três

Bocas, PR

Rio Mogi-Guaçu,

+20sm+50st/a

m+20sm+50st/a

8m+20sm+48st/a

Hypostomus

paulinus

74 10m+20sm+44ª 30 -

Hypostomus

paulinus

Rib

76 6m+16sm+54st/a 39

eirão Três

cas, PR

Hypostomus

plecostomus

- 54 36m/sm+18st/a 31

Hypostomus regani

Rio 72 12m+18sm+26st+16a 04 Araquá, SP

Hypostomus regani

72 1 1

Rio Mogi-Guaçu,

10m+20sm+42st/a 0,1

Hypostomus regani

Rio Jacutinga,

72 10m+18sm+44st/a 39

Hypostomus regani

MG Rio Piumhi, 72 8m+16sm+20st+28a 43

Hypostomus sp. A

Ribe

Rincã

irão do

o, SP

70 18m+14sm+38st/a 10,11

Hypostomus sp. B 72 12m+18sm+42st/a 10,11,13

Rio Mogi-Guaçu,

Hypostomus sp. C

çu,

10,11

Rio Mogi-Gua

72 10m+18sm+44st/a

Hypostomus sp. D

10,11

Rio Mogi-Guaçu

72 10m+26sm+36st/a

Hypostomus sp. D

Mogi-Guaçu,

72 14m+20sm+38st/a 10,11

Rio

Hypostomus sp. E 80 8m+16sm+56st/a 10,11,13

Rio Mogi-Guaçu,

Hypostomus sp. F

Francisco, MG t/a

10,13

Rio São 76

10m+16sm+50st/a

10m+17sm+48s

Hypostomus sp. G

Rio Araguaia,

1 2

f 15m+24sm+25st/a

m 14m+24sm+26st/a

ZZ/ZW 0,1

Hypsotomus sp 1

Ribeirão Quinta,

72 - 44

Hypostomus sp 2 Ribeirão 68 - 44

Alambari, SP

Hypostomus sp 3

Rio

ma, Paranapane

66 - 44

Hypostomus sp 4

Ribeirão Hortelã,

76 - 44

Hypostomus sp.1a

Ribeirão dos

Patos, MG

76 6m+8sm+16st+46a 46

Continua

Tabela 01 – Continuação

cariotípica Sex. Bs Ref. Espécie Localidade 2n Fórmula

Hypostominae - Hypostomini

Hypostomus sp.1b

erião das

Rib

Araras, MG

76 6m+8sm+16st+46a

Hypostomus sp.2 46

Riberião das

Araras, MG

74 10m+6sm+16st+42a

Hypostomus

strigaticeps

- 74 30 8m+4sm+62a

Hypostomus

strigaticeps

Jacutinga,

Pato, SP

Pedras, PR

10m+16sm+46st/a 39

Rio

Rio Taquari,

Rio Água do

Rio Água das

Ribeirão Trê

Bocas, PR

Hypostomus

Rio

Paranapanema

68 14m+12sm+42st/a 32

tietensis

, SP

Squaliforma

52 16m+30sm+6st/a 10,14

emarginata cit.

como Hypostomus

Rio

emarginatus

Araguaia

Hypostominae - Pterygoplichthini

Liposarcus anisitsi

Rio Tietê, SP 52 28m+12sm+8st+4a 04

Liposarcus anisitsi

t+16a

Rio Miranda,

52 8m+14sm+14s 04

Liposarcus anisitsi

Rio Preto, SP 52 16m+24sm+8st+4a 10

Liposarcus

multiradiatus

52 22m+18sm+12st 04

Rio Orinoco,

Venezuela

Liposarcus sp. 52 - 44 Rio Tietê, SP

Pterygoplichth

joselimaianus

52 28m+16sm+8st/a 35 Lago Quatro

Bocas, MT

Pterygoplichthys

gibbiceps cit. como

Glyptoperichthys

gibbiceps

52 20m+24sm+8st 04

Rio Orinoco,

Venezuela

Pterygoplichthys

limões 52 - 18

multiradiatus

Rio So

Hypostominae - Rhinelepini

Pogonopoma

wertheimeri

Rio Mucuri, BA 54 20m+30sm+4st

10,14

Rhinelepis aspera

Rio Paraná, PR 54 20m+26sm+8st 10,14

Loricariinae

Harttia carvalhoi

Ribeirão

Grande, SP

52 f18m+18sm+8st+8a

XX/XY

53 m17m+18sm+8st+1

Continua

Tabel

Espé cariotípica Sex. Bs Ref.

a 01 – Continuação

cie Localidade 2n Fórmula

Loricariinae

Hartti

SP 58 40m/sm+18st 0

a kronei

Rio Betari, 2

Hartti

, SP +20st/a 0

a loricariformis

Rio Grande 52 32m/sm 2

Harttia loricariformis

Rio Paraitinga, SP 2sm+10st+8a 23,24,25 56 16m+2

Hartti Rio Itabapoana, MG 56 14sm+42a 16 a sp.

Loric

, Argentina 64 - 38

aria carinata

Rio Paraná

Loric

sm+38a 30

aria macrodon

- 58 18m+2

Loric

- 48 - 22

aria parva

Loric

Rio Paraná, PR 62 20m+4sm+38a 0-5 40

aria prolixa

Loric es 62 - 18 aria sp. Rio Solimõ

Loric Rio Paraná, PR 64 10m+6sm+4st+44a 0-5 40 aria sp.

Loric - aria sp. Rio Jari 52 33

Loric ulata

ariichthys mac

Rio Paraná, Argentina 56 38

Loric etopon

0sm+4st+23a

m6m+20sm+4st+24a

ZZ/ZW

ariichthys platym

Rio Paraná, 54

f7m+2

Lorica metopon

raná, Argenti - ZZ/ZW 20

riichthys platy

Rio Pa na 54

Loricariichthys sp. Rio Paraná, Argenti st+18a na 54 6m+26sm+4 19

Loricariichthys sp. Rio Itabapoana, MG 54 28m+26a 16

Rineloricaria cadeae

Rio Guaíba, RS 66 2m+64st/a 02

Rineloricaria kronei

Rio Itapocu, SC 64 6m/sm+58st/a 02

Continua

Tabel

Espé Loc dade la cariotípica Sex. Bs Ref.

a 01 – Continuação

cie ali 2n Fórmu

Loricariinae

Rio Mogi-Guaçu, SP

m+12st/a

23m/sm+14st/a

22m/sm+16st/a

st/a

20m/sm+20st/a

36 24m/s

39 21m/sm+18

Rio Três Bocas, PR

17m/sm+26st/a

16m/sm+28st/a

st/a

t/a

st/a

46 14m/sm+32

13m/sm+34s

12m/sm+36

Rio Pass

Palmeira,

a Cinco, Fazenda

16m/sm+28st/a

15m/sm+30st/a

st/a

13m/sm+34st/a

46 14m/sm+32

Rinel

co, Fa da

6m/sm+28st/a

m/sm+29st/a

m+32st/a

4st/a

12m/sm+36st/a

oricaria latirotris

Rio Passa Cin zen

Artarujo, SP

44 1

m/s

13m/sm+3

Rineloricaria latirostris

Ribeirão Maringá 46 14m/sm+32st/a 45

Rineloricaria cf. latirostris Rio Piumhi, MG 48 14m/sm+34st/a 46

Rineloricaria n. sp. Rio Betari, SP 70 2m+64a 02

Rineloricaria pentamaculata

Ribeirão Keller, PR 56 8m/sm+48st/a 21

Rineloricaria pentamaculata

Córrego Tatupeba, PR

Córrego Tauá, PR

Rio Keller, PR

56-59

8m/sm+48st/a

9m/sm+47st/a

8m/sm+48st/a

0-3

Sturisoma cf. nigrirostrum 74 sm+36st/a 10Rio Araguaia, MT 20m+18 ,14

Continua

Tabel o

a 01 – Continuaçã

Espécie lidade ípica Sex. Bs Ref. Loca 2n Fórmula cariot

Neoplecostominae

Neoplecostomus microps

Rio Paraitinga, SP 54 st 23,24,25 24m+20sm+10

Neoplecostomus microps

Ribeirão Grande, SP 54 st 03 20m+20sm+14

Neoplecostomus paranensis

Ribeirão Sapateiro, MG 54 st 03 20m+20sm+14

Neoplecostomus paranensis

54 st 03 Ribeirão Hortelã, SP 20m+20sm+14

Isbrueckerichthys alipionis

54 01 Rio Betari, SP 38m/sm+16st/a

Isbrueckerichthys duseni

Rio Betari, SP 54 st 03 20m+20sm+14

Kronichthys heylandi

Rio Betari, SP 54 01 50m/sm+4st/a

Kronichthys lacerta

54 st 03 Rio Morumbi, PR 20m+20sm+14

Kronichthys subteres

54 st 03 Rio Betari, SP 20m+20sm+14

Pareiorhaphis n. sp. Cit. como

Hemipsilichthys n. sp.

Rio Patos 54 st 03 20m+20sm+14

Pareiorhaphis splendens cit. como

Hemipsilichthys splendens

54 03 Rio Morumbi, PR 20m+30sm+4st

Pareiorhaphis splendens cit. como

Hemipsilichthys splendens

Rio São João, SC 54 03 20m+30sm+4st

Parei t.

como

stein

54 st 03

rhaphis steindachneri ci

Hemipsilichthys

dachneri

Ribeirão Cavalo, SC 20m+20sm+14

Pareiorhaphis vestigipinnis cit.

como ys vestigipinnis

54 20m+20sm+14st

Hemipsilichth

Rio Caveiras, SC 03

Parei

orhina rudolphi

Ribeirão Convento, SP 26m+16sm+12st 03

Referências:

03- A ., 2005

., 2006

05- A

06- A

08- A et al., 2000

09- A 6

10- A 96

11- A , 1996

12- A 1998

13- A , 1999

14- A LO, 2001

15- C ILHO, 2005

16- CARNEIRO et al., 1998

17- CENTOFANTE et al., 2006

18- DELLA-ROSA et al., 1980

FENOCCHIO, 1

FENOCCHIO,

21- GIULIANO-CAETANO, 1998

22- GYLDENHOLM & SCHEEL, 1971

O et al

CO et al

26- LARA, 1998

7- MARIOTTO, 200

RIOTTO et al

OTTO & MIYAZAWA, 2006

MICHELE, 1977

31- MURAMOTO et al., 1968

32- OLIVEIRA & FOREST, 1993

33- OLIVEIRA et al., 1998

34- OLIVEIRA, 2006

35- OLIVEIRA ET AL., 2006

36- OLIVEIRA ET AL., 2007

37- PAES DE SOUZA ET AL., 2004

38- RONCATI et al., 1999

39- RUBE T, 2007

40- SCAVONE & JULIO JR., 1994

41- SCAVONE & JULIO JR., 1995

42- TCHAI KA & MARGARIDO, 1999

43- CARVALHO et al., 1998

44- FENERICH, 1998

45- ERRERO-PORTO, 2007

46- PRESENTE ESTUDO

01- ALVES, 2000

02- ALVES et al., 2003

LVES et al

04- ALVES et al

NDREATA et al., 1992

NDREATA et al., 1993

07- ANDREATA et al., 1994

NDREATA

NDREATA et al., 200

RTONI, 19

RTONI & BERTOLLO

RTONI et al.,

RTONI & BERTOLLO

RTONI & BERTOL

AMILO & MOREIRA-F

19-

20-

993

2003

23- KAVALC

24- KAVAL

., 2004ª

., 2004b

25- KAVAL ., 2005

28- MA

., 2004

29- MARI

30-

Apesar da subfamília Lithogeneinae, ser considerada o grupo irmão de todos

os outros Loricariidae, por possuir uma morfologia aparentemente intermediária

) e as outras famílias representantes da

superfamília Loricarioidea (mais basais) (DE PINNA, 1998), ressalta-se que nenhum

dado citogenético foi relato, o que poderia ser muito importante para auxiliar estudos

filogenéticos.

A subfamília Hypostominae, composta por 19 gêneros (ISBRÜCKER apud

TONI, 1996), é a maior, a mais diversificada e a mais problemática em relação à

xonomia entre as subfamílias de Loricariidae. Esta subfamília possui numerosas

pécies mina om status incerto, além de possuir muitas espécies ainda não

descritas. Esta subfamília vem sofrendo várias modificações em relação às tribos e

s gên qu compõem, com vários grupos sendo adicionados, retirados e

renomeados nos últimos anos (ARMBRUSTER, 2004; REIS et al., 2006).

A variabilidade cromossômica na subfamília Hypostominae é maior do que

ava s o re da. Observa-se pela Tabela 01 uma variação do número

Ancistrus sp. 1 e Ancistrus sp. 2 a 2n=80 em

osto sp fórmula cariotípica também é muito variável. A existência de

uma correlação entre o aumento do número diplóide e o aumento do número de

êntrico e acrocêntrico foi observada, demonstrando

sonianos desempenharam também um papel importante na

deste grupo de peixes, conforme descrito por ARTONI &

especialmente no gfênero Hypostomus.

écies de Hypostominae também apresentam sistemas de

cromossomos sexuais (Tabela 01). Os sistemas relatados com maior freqüência

foram os simples, tanto de heterogametia feminina (ZZ/ZW) como de heterogametia

entre os loricariídeos (mais especializados

es no is c

ao eros e a

est

cromossômico de 2n=34 em

Hyp

end

mus

lata

. E. A

cromossomos do tipo subteloc

que os rearranjos Robert

evolu

BERT

ção cariotí

OLLO (199

Algumas

pica

9),

esp

masculina (XX/X0 e XX/XY). Sistemas de cromossomos sexuais múltiplos do tipo

XX/XY e d Z

também foram observados (Tabela 01).

ra g muito variado, até o presente momento não foram

somos supranumerários para esta subfamília.

007) o gênero Hypostomus possui 117 espécies

ecífica neste gênero é particularmente alta no que se

o de coloração levando muitos pesquisadores a

descrever novos taxa que são mal entendidos em termos desta variabilidade

(WEBER, 2003). Entre os gêneros de Hypostominae este é o mais bem relatado

citogene mente com 27 pécies estudadas como demonstrado na Tabela 01.

s cariotípicos ra o gênero mostram uma diversidade cromossômica

e e número diplóide neste grupo, o qual pode variar de

MOTO et al., 1968) a 2n=80 em Hypostomus sp. E

ntretanto, espécies nominadas como uma mesma

ersidade cromossômica interpopulacional (Tabela

1).

Um fato interessante é que até pouco tempo o menor número diplóide

relatado para o gênero Hypos era 2n=52 para Hypostomus emarginatus

(ARTONI & BERT O ). Entretanto, esta espécie foi recentemente

renom nd p nero Squaliforma, o que permite concluir que o

c gênero Hypostomus é 2n=54, o mesmo número

tral para a família Loricariidae.

na Tabela 01, foram realizados estudos cariotípicos

localidades distintas. As coletas foram realizadas

em duas localidades do estado de São Paulo, nos rios Mogi-Guaçu (ARTONI &

. A

o t

ipo

ilid

ça

rom

esp

vá

lid

rit

pre

ari

int

refere à morfologia e padrã

tica

tam

fer

uit

pé

o g

. p

ém

cos

). E

div

tomus

001

gê

a o

OLL

r o

ara

l p

o a

o d

e c

, p

lói

sid

o p

rad

nú

pló

tra

em Hypostomus regani em quatro

BERTO

pendendo do local onde os espécimens foram coletados. Nenhuma

das q

xemplares

foi aplicada apenas nas

popula

LLO, 1996), Araquá (ALVES et al., 2006), um exemplar amostrado no rio

Jacutinga no estado do Paraná (RUBERT, 2007) e uma população na confluência do

rio Piumhi com o rio São Francisco, em Minas Gerais (Presente Estudo). Todos os

exemplares analisados apresentam 2n=72 (Tabela 01).

No entanto, a constituição cariotípica de Hypostomus regani sofre pequenas

alterações, de

uatro populações estudadas apresentou a mesma fórmula cariotípica.

Entretanto, o mesmo número fundamental foi observado em duas populações.

Embora estas variações estruturais sejam encontradas, podem ser devido a artefato

durante a classificação dos cromossomos e montagem do cariótipo, realizada por

diferentes autores.

Diferenças mais marcantes no cariótipo de Hypostomus regani são

encontradas quanto ao número, posição e localização das RONs. Os e

analisados neste estudo apresentam apenas dois sítios de Ag-RONs, enquanto as

populações estudadas por ALVES et al. (2006) e RUBERT (2007) evidenciam quatro

cromossomos marcados pelo Nitrato de Prata. Entretanto, estes sítios divergem em

relação à posição que eles ocupam nos cromossomos. Na população do rio Araquá,

SP (ALVES et al., 2006) as RONs são evidenciadas na região subterminal do braço

longo de dois pares de cromossomos acrocêntricos, enquanto na população do rio

Jacutinga, PR (RUBERT, 2007) estas regiões localizam-se na posição terminal do

braço curto de dois pares de cromossomos do grupo st/a.

A técnica de bandeamento C em Hypostomus regani

ções do rio Jacutinga–PR (RUBERT, 2007) e na confluência do rio Piumhi

com o rio São Francisco–MG. RUBERT (2007) descreve a distribuição da

heterocromatina como sendo apenas na região intersticial da maioria dos

cromossomos do grupo st/a e centromérica de um par metacêntrico. Os exemplares

da população do presente estudo evidenciaram na região intersticial dos braços

longos

região

interst

quanti

ITSKI et al., 1988; LOWE-MCCONNELL, 1999; REIS et al., 2003, BUCKUP et al.

2007;

o descritas para o

gênero

de oito pares cromossômicos subtelocêntricos e acrocêntricos blocos

conspícuos de heterocromatina, além de uma marcação mais pálida na

icial do braço curto de um par cromossômico metacêntrico. Blocos

heterocromáticos na região centromérica de alguns cromossomos e na região

telomérica do braço longo do par 31 também foram observados (Figura 04b).

Os resultados obtidos com bandeamento C para Hypostomus regani da

confluência do rio Piumhi com o São Francisco mostraram-se diferentes do relatado

por RUBERT (2007) para o exemplar do rio Jacutinga, principalmente em termos

dade e localização no complemento cariotípico.

A localidade tipo de Hypostomus regani é o Rio Piracicaba, no estado de São

Paulo, esta espécie encontra-se distribuída pelas Bacias do Paraná, Paraguai e

Uruguai (CARVALHO & BOCKMANN, 2007). Entretanto, para a bacia do rio São

Francisco não havia citação da ocorrência desta espécie nas revisões taxonômicas

(BR

FERRARIS, 2007). Desta forma, o presente trabalho descreve a primeira

ocorrência desta espécie para o rio São Francisco. Provavelmente Hypostomus

regani é uma espécie originada da bacia do Alto Paraná, e poderia ser considerada

uma espécie invasora para o rio São Francisco, uma vez que esta espécie só foi

encontrada na região do município de Piumhi (Figura 03).

No presente estudo foram coletadas duas espécies nã

Hypostomus e foram denominadas no presente trabalho como Hypostomus

sp.1 e Hypostomus sp.2. Os exemplares de Hypostomus sp.1 foram coletados no

Ribeirão das Araras e no Ribeirão dos Patos enquanto os espécimens de

Hypostomus sp.2 foram encontrados somente no Ribeirão das Araras, ambos os rios

são afluentes direto da margem direita do São Francisco (Figura 03).

Os exemplares de Hypostomus sp.1 das duas localidades foram reconhecidos

por especialista nesta família de peixes, como sendo uma única espécie. Entretanto,

os dad

ca entre as duas formas apresentaram pequena divergência em

relaçã

Em relação à técnica de Ag-RONs em Hypostomus sp.1a foi observada

marcações no telômero do braço longo do par cromossômico subtelocêntrico 13

(Figura

os citogenéticos para Hypostomus sp.1 demonstraram a existência de duas

formas cariotípicas diferentes e que foram denominadas no presente trabalho como

dois citótipos. Hypostomus sp.1a (citótipo para o Ribeirão dos Patos) e Hypostomus

sp.1b (citótipo para o Ribeirão das Araras).

Embora Hypostomus sp.1a e Hypostomus sp.1b tenham apresentado o

mesmo número diplóide de 2n=76 cromossomos, com o mesmo NF=106, a

constituição cariotípi

o ao número de cromossomos meta e submetacêntricos (Figuras 06a e 08a).

As diferenças mais acentuadas entre esses dois citótipos estão relacionadas

a marcadores cromossômicos utilizados neste estudo. Em relação ao bandamento

C, foi observado para Hypostomus sp.1a um maior número de regiões

heterocromáticas em relação às de Hypostomus sp.1b (Figuras 06b e 08b).

Entretanto, Hypostomus sp.1b apresentou o braço curto do par cromossômico

submetacêntrico 4 totalmente heterocromático com uma marcação forte. Essa região

de banda C positiva não foi observada em Hypostomus sp.1a.

06). Em Hypostomus sp.1b as marcações com Nitrato de Prata foram

evidenciadas no par cromossômico metacêntrico número 2 (Figura 08).

As marcações encontradas com as sondas de DNAr 18S utilizadas na

hibridação fluorescente in situ para Hypostomus sp.1a e Hypostomus sp.1b

coincidiram com as marcações encontradas com Nitrato de Prata (Figura 07a e 09a).

A hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 5S evidenciou dois pares

cromossômicos marcados em Hypostomus sp.1a (Figura 07b) enquanto seis pares

foram marcados em Hypostomus sp.1b (Figura 09b e 11b). A aplicação da

metodologia de FISH com sondas 18S e 5S mostraram-se resolutivas, indicando

provav

presentadas para as demais

espéc

cessária nas espécies já

estuda

elmente tratar-se de duas espécies distintas.

Os exemplares de Hypostomus sp.2 do Ribeirão das Araras evidenciaram

2n=74 cromossomos, organizados em 10m+6sm+16st+42a, com NF=106 (Figura

10a). Essa estrutura cariotípica difere de todas as a

ies de Hypostomus com 2n=74 (Tabela 01), no entanto é coerente com a

correlação proposta entre o aumento do número diplóide em função de fissões

cêntricas (ARTONI & BERTOLLO, 2001).

Em Hypostomus sp.2 evidenciou-se um par de RONs. Entretanto, a sonda 18

S marcou quatro sítios de cístrons ribossômicos. Para o gênero Hypostomus, a

quantidade e morfologia dos cromossomos portadores das RONs, bem como a sua

distribuição ao longo do cromossomo não é uma característica conservada (ARTONI

& BERTOLLO, 2001). KAVALCO et al. (2005) evidenciaram em Hypostomus affinis

uma variação de 2 a 5 marcações pela prata e 5 sítios de 18S. Portanto, a aplicação

destas técnicas de hibridação com sondas 18S se faz ne

das apenas pela técnica do Nitrato de Prata a fim de esclarecer o real número

de cístrons ribossômicos.

A hibridação fluorescente in situ com sondas 5S evidenciou para Hypostomus

sp.2 seis pares marcados. Para o gênero Hypostomus o único dado disponível na

literatura referente à localização de sítios 5S descrita para Hypostomus affinis, onde

foi verificado a existência de 5 sítios (KAVALCO et al., 2004a).

Os resultados do presente trabalho utilizando-se marcadores cromossômicos

foram úteis na localização de sítios de DNAr 18S não marcados pelo íon prata em

Hypostomus sp.2. Além disso, verificou-se mais uma vez, dentro da família

Loricariidae, uma grande variabilidade no que se refere à distribuição dos sítios 5S.

Através dos dados disponíveis na literatura e do presente trabalho pode-se afirmar

que o número de sítios 5S variam de 4 em Hypostomus sp.1a a 10 em Hypostomus

regani

caract

tores, que os eventos

de transposição de DNA repetitivo da heterocromatina telomérica dos pequenos

cromossomos acrocêntricos para a posição intersticial nos grandes acrocêntricos,

seria decorrente da evolução cariotípica do grupo.

a de quatro

espécies de Hypostomus, senfo três ainda não descritas. Através destes dados e os

da literatura, que estão disponíveis na Tabela 01, pode-se sugerir que alguns

, indicando ser um bom marcador cromossômico espécie/específico, quando

associado a outros caracteres taxonômicos.

Entre as quatro espécies de Hypostomus estudadas na região do presente

estudo, Hypostomus sp.2 foi a que apresentou o maior número de bandas C. Duas

erísticas referentes à heterocromatina constitutiva apontadas para o gênero

Hypostomus por ARTONI & BERTOLLO (1999) são marcações intersticiais

equilocais e eqüidistantes do centrômero em cromossomos do grupo st/a,

freqüentemente nos grandes acrocêntricos, e bandas localizadas nos telômeros de

alguns cromossomos acrocêntricos pequenos. Estas características foram

evidenciadas neste trabalho nos dois citótipos de Hypostomus sp.1 e em

Hypostomus sp.2, corroborando com a proposta feita pelos au

Os dados do presente estudo demonstram claramente a presenç

compl

bfamília mostram uma grande

divers

s dentro da subfamília. Em Loricariinae as

RONs

ria latirostris da bacia do Alto Paraná por GIULIANO-

CAETA

exos de espécies ocorrem na subfamília Hypostominae. A não existência de

similaridade entre a estrutura cariotípica das 3 espécies aqui estudadas com as

estruturas cariotípicas das espécies de outras bacias hidrográficas (Tabela 1), é uma

forte evidencia que elas provavelmente, são endêmicas da bacia do rio São

Francisco.

A subfamília Loricariinae é a segunda mais numerosa entre os Loricariidae e é

também a segunda em número de espécies estudadas pelo ponto de vista

citogenético. Os dados apresentados para esta su

idade tanto no que se refere ao número de cromossomos quanto à fórmula

cariotípica, como se observa na (Tabela 01). O número diplóide encontrado para a

subfamília varia de 2n=36 em Rineloricaria latirostris (GIULIANO-CAETANO, 1998) a

2n=70 em Sturisoma cf. nigrirostrum (ARTONI & BERTOLLO, 2001).

Marcadores citogenéticos, como RONs, e sítios de DNAr 18S e 5S, mostram

relativa variabilidade de posição das RON

são encontradas em apenas um par cromossômico, geralmente

subtelocêntrico ou acrocêntrico, e sua posição é muito variada podendo localizar-se

tanto em regiões intersticiais como terminais do braço curto ou do braço longo do

cromossomo portador (SCAVONE & JULIO JR., 1995; GIULIANO-CAETANO, 1998;

ALVES et al., 2003; KAVALCO et al., 2005; CENTOFANTE et al., 2006).

As RONs em Rineloricaria cf. latirostris coletadas na região de confluência

entre os rios Piumhi e São Francisco foram evidenciadas ocupando toda a região do

braço curto do cromossomo dez do grupo st/a, diferente do verificado em

exemplares de Rinelorica

NO (1998).

A distribuição de heterocromatina constitutiva em Rineloricaria cf. latirostris da

região de estudo e em outras espécies da subfamília Loricariinae está restrita à

região centromérica de quase todos os cromossomos do complemento, sendo raro o

aparec

04b) e Harttia carvalhoi (CENTOFANTE

et al.,

em Loricariichthys platymetopon

(SCAV

imento de blocos heterocromáticos em outras regiões. É interessante notar

que em espécies que possuem RONs situadas em região intersticial são

encontrados em associação a estas, blocos conspícuos de heterocromatina

(SCAVONE & JULIO JR., 1995; KAVALCO et al., 2004b, 2005; CENTOFANTE et al.,

2006).

A hibridação fluorescente in situ com sondas de DNAr 18S tanto para os

exemplares de Rineloricaria cf. latirostris do presente estudo, como para exemplares

de Harttia loricariformis (KAVALCO et al., 20

2006) evidenciou sítios correspondentes às marcações com Nitrato de Prata.

Enquanto os sítios de 18S têm demonstrado um conservadorismo numérico

para esta subfamília, os sítios de 5S evidenciam uma maior variabilidade numérica,

de posição e de localização nos cromossomos. Estes sítios foram encontrados em

sintenia em duas espécies do gênero Harttia e não em sintenia em Rineloricaria cf

latirostris da região do rio Piumhi. É importante ressaltar, que mesmo com poucos

dados utilizando estes marcadores, eles demonstram-se uma boa ferramenta para

possíveis estudos filogenéticos.

Neste estudo não foi evidenciado heteromorfismo cromossômico ligado ao

sexo para Rineloricaria cf latirostris. Entretanto, sistemas de cromossomos sexuais

são relatados para Loricariinae e são representados tanto como sistemas simples de

heterogametia feminina do tipo ZZ/ZW encontrado

ONE & JULIO JR., 1995; FENOCCHIO et al., 2003) como o sistema mais

complexo de heterogametia masculina do tipo XX/XY

, descrita para Harttia

carvalhoi (CENTOFANTE et al., 2006).

Cromossomos supranumerários foram encontrados apenas em Loricaria

prolixa e Loricaria sp. (SCAVONE & JULIO JR., 1994).

Uma característica interessante verificada em Rineloricaria latirostris é a

grande quantidade de polimorfismos inter e intrapopulacionais descrita por

(GIULIANO-CAETANO, 1998). Em nenhuma outra espécie de Loricariidae estudada

mero diplóide e

eloricaria cf.

latiros

iumhi com o São Francisco possivelmente deve-se ao fato desta

popula

até o presente momento observou-se diversidade cariotípica tão acentuada em

relação ao número diplóide, quanto a encontrada em Rineloricaria latirostris,

apresentando número cromossômico de 2n=36 a 2n=48, como se verifica na Tabela

01.

Mesmo com uma variação cromossômica tão grande observada para

Rineloricaria latirostris o número fundamental (NF=60) da espécie mantém-se

conservado, obtendo-se uma relação direta entre a diminuição do nú

o aumento do número de cromossomos do tipo m/sm e conseqüente diminuição do

número de cromossomos do tipo st/a, o que representa um polimorfismo estável

nessas populações devido a traslocações Robertsonianas (GIULIANO-CAETANO,

1998).

Das populações de Rineloricaria latirostris estudadas por GIULIANO-

CAETANO (1998), a população do rio Mogi-Guaçu foi a que apresentou constituição

cariotípica com polimorfismo menos acentuado. Os exemplares de Rin

tris analisados neste estudo, por outro lado, apresentaram constituição

cariotípica mais uniforme com 2n=48 cromossomos, não sendo observado nenhum

polimorfismo cromossômico.

A não observação de polimorfismo em Rineloricaria cf latirostris na

confluência do rio P

ção estar atualmente isolada e ser originária de uma população maior que

estava localizada na periferia da bacia do Alto Paraná. Situação esta semelhante à

sugerida por MAYR (1977) para a distribuição geográfica dos polimorfismos

cromossomos em Drosophila.

5.2) A Transposição do rio Piumhi e Espécies Invasoras

Segundo ROCHA et al. (2005) as invasões biológicas representam hoje um

dos mais graves problemas a serem resolvidos para a proteção da biodiversidade e

comun

tituindo assim as bacias hidrográficas. Entre as

bacias há, no entanto, grandes diferenças faunísticas e florísticas representadas

pelas espécies endêmicas. Estas espécies, elementos exclusivos de uma dada

bacia hidrográfica, têm também sido alvo de translocação de uma bacia a outra

(ROCHA, 2005).

A transferência de fauna entre bacias hidrográficas diferentes, ou mesmo

entre distintos trechos de uma mesma bacia, pode ser ocasionada pela quebra de

barreiras naturais. Isto ocorre naturalmente através dos eventos denominados

a conservação das comunidades e ecossistemas naturais. A deliberada ou acidental

introdução de espécies exóticas e alóctones em comunidades e ecossistemas, aos

quais eles não pertencem, tem levado à extinção de muitas espécies nativas, a

modificações relevantes nas cadeias tróficas e no balanço populacional das

idades e alterações nos processos funcionais dos ecossistemas.

O termo espécies invasoras mencionado neste estudo refere-se ao termo

“Espécie Introduzida” definida por AGOSTINHO et al. (2007), significando qualquer

espécie, intencional ou acidentalmente transportada e liberada pelo homem em um

ambiente fora de sua área de distribuição original.

As águas doces continentais não são isoladas, ocorrendo em uma série de

sistemas interconectados, cons

“captu

onstrando que a espécie Gymnotus pantanal é considerada uma espécie

invasora para o Alto Paraná.

No presente trabalho Hypostomus regani e Rineloricaria cf latirostris estão

sendo consideradas possíveis espécies invasoras estabelecidas no rio São

Francisco, corroborando a hipótese de MOREIRA-FILHO & BUCKUP (2005), de que

parte da ictiofauna da bacia do Alto Paraná foi transferida para a bacia do rio São

Francisco após a construção do canal de transposição do rio Piumhi. Outras

espécies de Loricariidae podem ter sido transferidas, juntamente com toda a

ictiofauna, da bacia do rio Piumhi para a bacia do rio São Francisco. Entretanto, por

ridade cariotípica das espécies aqui

ra de cabeceiras” e “águas emendadas” e pela ação antrópica através da

transposição de rios e construção de barragens.

Um exemplo bem conhecido de remoção de barreiras naturais no Brasil foi a

inundação da cachoeira de Sete Quedas no Paraná (MARGARIDO et al., 2007). A

remoção desta barreira juntou províncias ictiofaunísticas do Alto e Baixo Rio Paraná

(AGOSTINHO et al., 1994).

MARGARIDO et al. (2007) detectou através de estudos citogenéticos a

presença de três espécies de Gymnotus em condição de simpatria e sintopia

dem

eventos de competição e/ou predação outras espécies não se estabeleceram no rio

São Francisco, ou ainda não foram capturadas.

A ausência de uma identificação concisa de Hypostomus sp.1a, Hypostomus

sp.1b e Hypostomus sp.2, a restrita região de estudo e baixo número de populações

estudadas dificulta a interpretação do possível deslocamento destas espécies na

região de transposição. A falta de simila

estudadas com as estruturas cariotípicas apresentadas na Tabela 01 indica que

provavelmente estas formas poderiam ser endêmicas do São Francisco.

Desta maneira, os dados aqui apresentados demonstram que a citogenética é

uma ferramenta muito eficiente no diagnóstico de espécies crípticas, no

deslocamento e no mapeamento da distribuição de espécies invasoras.

6) CONCLUSÃO

• A constituição cariotípica de Hypostomus regani descrita no presente trabalho é

sim

m do cariótipo, realizada por diferentes autores.

balho sugere que esta espécie trata-se de uma forma

• Os dados aqui apresentados para as espécies do gênero Hypostomus

demonstram claramente a presença de três espécies (Hypostomus sp.1a,

Hypostomus sp 1b e Hypostomus sp 2) ainda não descritas na cabeceira do rio

São Francisco.

resente mostraram-se concisos,

ra espécies

ilar as já descritas em estudos anteriores. Entretanto, as pequenas variações

observadas poderiam demonstrar certa diversidade cariotípica para esta espécie.

Estas variações também poderiam ser causadas durante a classificação dos

cromossomos e montage

• A ocorrência de Hypostomus regani no rio São Francisco está sendo

documentada pela primeira vez. Dados bibliográficos apontam esta

espécie como distribuída pelas bacias dos rios Paraná, Paraguai e

Uruguai. Este tra

invasora para o rio São Francisco, originada da bacia do Paraná.

• Hypostomus sp.1a, Hypostomus sp 1b foram consideradas pelo

especialista como uma única espécie. Entretanto, os marcadores

cromossômicos utilizados no p

podendo demonstrar que se tratam de duas espécies distintas. Assim,

estes marcadores poderiam ser utilizados como caracteres eficientes

para o diagnóstico destas espécies.

• A ausência de uma identificação concisa de Hypostomus sp.1a, Hypostomus

sp.1b e Hypostomus sp.2. e a falta de similaridade cariotípica das espécies aqui

estudadas comparada com as estruturas cariotípicas já descritas pa

escrita por

Giuliano-Caetano (1998) para Rineloricaria latirostris, não foram

evidenciados em Rineloricaria cf latirostris neste trabalho. A ausência

de polimorfismos deve-se provavelmente ao isolamento geográfico

sofrido por esta população, após a transposição do rio Piumhi da bacia

do rio Grande para a bacia do rio São Francisco. Esta população que

foi provavelmente originaria de uma região periférica da bacia do Alto

Paraná, provavelmente já possuía uma baixa variabilidade

cromossômica.

• Sugere-se, através dos dados obtidos neste estudo que Rineloricaria cf.

latirostris seja considerada uma espécie invasora para o rio São Francisco,

uma vez que este é o primeiro registro desta espécie para a bacia do rio São

Francisco.

• A citogenética molecular mostrou-se útil na identificação e

diferenciação de espécies da família Loricariidae. Principalmente o

cístron 5S demonstrou ser um conciso marcador espécie/específico.

• Este estudo demonstra claramente que as ferramentas citogenéticas foram

muito eficientes na distinção de algumas espécies cripticas e/ou

problemáticas sobre o ponto de vista taxonômico, bem como foram utilizadas

como marcadores, permitindo o rastreamento e o mapeamento de algumas

espécies da família Loricariidae do rio Piumhi, consideradas invasoras para a

bacia do rio São Francisco.

outras regiões, sugerem que provavelmente estas formas poderiam ser

endêmicas do São Francisco.

• Polimorfismos cromossômicos, característica marcante d

• Uma tendência aparente é que a distribuição de sítios 5S é mais

mica e

por

Hypos

diversa entre os Loricariídeos do que tem sido encontrado em outros

peixes neotropicais.

• Embora o gênero Ancistrus atualmente estejam integrando a mesma

subfamília (Hypostominae) que o gênero Hypostomus, parece peculiar que os

primeiros apresentam uma tendência a diferenciação sexual cromossô

ornamentos anatômicos sexo-específico em relação aos demais

tominae, inclusive Hypostomus.

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