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DANIELA ESPÍNDOLA ANTUNES
A EXPRESSÃO DA 11β-HIDROXISTERÓIDE
DESIDROGENASE TIPO 1 E REGULADORES CHAVE DA
ADIPOGÊNESE HUMANA NÃO ESTÃO AUMENTADOS NA
SÍNDROME DE CUSHING
Tese apresentada à Universidade Federal de São
Paulo – Escola Paulista de Medicina, para obtenção
do Título de Doutor em Ciências.
São Paulo
2008
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Livros Grátis
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Milhares de livros grátis para download.
DANIELA ESPÍNDOLA ANTUNES
A EXPRESSÃO DA 11β-HIDROXISTERÓIDE
DESIDROGENASE TIPO 1 E REGULADORES CHAVE DA
ADIPOGÊNESE HUMANA NÃO ESTÃO AUMENTADOS NA
SÍNDROME DE CUSHING
Tese apresentada à Universidade Federal de São
Paulo – Escola Paulista de Medicina, para obtenção
do Título de Doutor em Ciências.
Orientador:
Prof. Dr. Claudio Elias Kater
Co-orientador:
Prof. Dr. José Antônio Silva Júnior
São Paulo
2008
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Espíndola-Antunes, Daniela
A expressão da 11β-hidroxisteróide desidrogenase tipo 1 e reguladores chave
da adipogênese humana não estão aumentados na síndrome de Cushing. São
Paulo, 2008.
x, 71p
Tese (Doutorado) – Programa de Pós-graduação em Endocrinologia Clínica –
Universidade Federal de São Paulo. Escola Paulista de Medicina.
Orientador: Kater, Claudio Elias
Título em inglês: Expression of 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 and
key regulators of human adipogenesis are not overexpressed in Cushing’s syndrome
adipose depots.
1. GRα. 2. PPARγ. 3. Glicocorticóides. 4. Obesidade visceral.
5. Hipercortisolismo.
iii
UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO PAULO
ESCOLA PAULISTA DE MEDICINA
DEPARTAMENTO DE MEDICINA
DISCIPLINA DE ENDOCRINOLOGIA
CHEFE DO DEPARTAMENTO DE MEDICINA:
Prof. Dr. Ângelo Amato V. de Paola
COORDENADOR DO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO
EM ENDOCRINOLOGIA CLÍNICA:
Prof. Dr. Sérgio Atala Dib
iv
DANIELA ESPÍNDOLA ANTUNES
A EXPRESSÃO DA 11β-HIDROXISTERÓIDE
DESIDROGENASE TIPO 1 E REGULADORES CHAVE DA
ADIPOGÊNESE HUMANA NÃO ESTÃO AUMENTADOS NA
SÍNDROME DE CUSHING
Presidente da Banca:
Prof. Dr. Claudio Elias Kater
Banca examinadora:
Prof. Dr. Ayrton Custódio Moreira
Prof. Dr. Bruno Geloneze Neto
Prof. Dr. João Bosco Pesquero
Profa. Dra. Regina Célia Mello Santiago Moisés
Suplentes:
Prof. Dr. Alfredo Halpern
Prof. Dr.
Luiz Roberto Salgado
v
In Harvey Cushing everyone recognized a person of brilliant
intellect and of great personal charm. His influence upon all who
came in contact with him was deep and inspiring and especially to
his students and associates he had a lasting effect upon their lives.
W.G. Mac Callum in: Biographical Memoir of Harvey Cushing
(1869-1939). National Academy of Sciences of the United States of
America, 1940.
Harvey Cushing 1899. Courtesy of the Alan Manson Chesney Medical
Archives of the Johns Hopkins Medical Institution.
vi
Esta tese é dedicada
A minha mãe e melhor amiga, Lenita Espíndola Antunes, que com sua
sabedoria e humildade me ensinou a viver com alegria e vontade de acertar; a
valorizar a família, a profissão e os amigos. Também foi com ela que aprendi a
ser grata por todas as graças (e foram muitas) e ensinamentos que a
Inteligência Superior e a Natureza me proporcionaram!
Ao meu pai, Osmar Antunes da Silva Dorninger, exemplo de inteligência e
honestidade, que sempre acreditou na medicina como a melhor profissão para
sua filha. Meu companheiro e grande torcedor desde a época do segundo grau e
cursinho, até os dias de hoje na pós-graduação. Papai, eu não seria tão feliz em
qualquer outra profissão!
A minha querida irmã, Denise Espíndola Antunes, minha alma gêmea, amiga
inseparável e segunda mãe. Meu exemplo de organização, de luta,
companheirismo e meiguice.
Ao meu namorado, Rafael Daher de Miranda, que mesmo longe se fez sentir
muito presente nos momentos de glória e nas dificuldades, tornando meus dias
mais leves e felizes. A você que me faz acreditar que tudo vai valer a pena!
À minha gatinha, Zinha, que torna minhas horas de estudo prazerosas. Minha
companheira ávida por novos artigos impressos a qualquer hora do dia, muito
confortáveis para se dormir em cima!
vii
AGRADECIMENTOS
Ao meu orientador e amigo, Prof. Dr. Claudio Elias Kater, quem eu já admirava pelos
conhecimentos, inteligência, didática e polidez desde a época de acadêmica. Agradeço a
oportunidade e confiança em mim depositada nesses quatro anos e meio, nos quais pude
trabalhar com o mestre e aprender sobre Adrenal e Hipertensão. Aquele professor que
falava sobre as doenças e fisiologia das adrenais nos congressos é muito mais que um
cientista. É um ser humano extraordinário, iluminado e de valores; uma pessoa de bem
com a vida que vibra com as nossas vitórias, mas que também apóia nas dificuldades.
Agradeço pelas manhãs de sábado, feriados, sem falar nas tardes e noites, que emprestou
seu raciocínio para a discussão dos projetos em quem eu estava trabalhando. Agradeço a
paciência em conciliar seus horários com os meus depois que passei a trabalhar também
em Goiânia. Toda a minha gratidão por ter me inspirado e proporcionado iniciar a vida
acadêmica na área de Adrenal e Esteróides. Finalmente, obrigada por me ensinar que o
raciocínio flui melhor quando se interrompe as atividades para um “cafezinho” ou para um
final de semana com a família e com os amigos. Muito obrigada por tudo, Dr. Claudio!
Ao meu co-orientador, Prof. Dr. José Antônio Silva Júnior, jovem pesquisador e já
detentor de grandes conquistas, pelo exemplo a ser seguido. Agradeço também a confiança
em mim depositada, a paciência em responder as incansáveis dúvidas e o incentivo para a
concretização deste trabalho.
Aos meus preceptores de residência médica do Hospital Geral de Goiânia, Dr. Nelson
Rassi, Dr. Luciano Sanches e Dra. Eldeci Cardoso, pelos ensinamentos valiosos para o
exercício da profissão com dignidade, ética, segurança e respeito com o paciente.
Agradeço o despertar e o incentivo pela área acadêmica. Sou-lhes muito grata por todo o
suporte durante a residência em Endocrinologia e pela compreensão durante minha jornada
em São Paulo.
viii
À Profa. Sílvia Leda F. M. de Paula, que solicitou a realização de um seminário sobre
esteroidogênese quando eu ainda era acadêmica do quarto ano de medicina na
Universidade Federal de Goiás. Obrigada pelo despertar pela Endocrinologia e pelo
exemplo como profissional e professora.
À Prof. Dra. Ieda Verreschi, pela receptividade no laboratório de esteróides e no
ambulatório de gônadas. Obrigada pelas discussões de casos complicados e pelos
ensinamentos científicos sempre recheados de muita ética e de um “olhar” especial para o
PACIENTE.
Ao grupo da Unidade de Adrenal e Hipertensão, Dra. Martha Huayllas, Dra. Regina do
Carmo Silva e Dra. Dolores Pardini, pelos ensinamentos, incentivo e coleguismo.
Aos meus colegas de Pós-Graduação, Flávia Amanda Costa Barbosa, Viviane Chaves de
Carvalho, Maria Sílvia S. Caetano e Marcos Neres, pela ajuda na seleção de pacientes com
síndrome de Cushing, pela amizade e torcida.
Ao grupo do laboratório de esteróides, Lílian Fukusima Hayashi, Sâmia S. Cavassani,
Kelly C. de Oliveira e Ivonne F. Bianco, pelo suporte técnico e pela convivência prazerosa.
Aos cirurgiões e residentes da UNIFESP, Hospital do Servidor Público Estadual e Hospital
Brigadeiro, que auxiliaram na coleta de amostras de tecido adiposo, em especial ao Prof.
Dr. Cássio Andreoni.
À amiga Gláucia Carneiro, que me acolheu desde os primeiros dias de estágio na
UNIFESP, quando ainda éramos residentes de Endocrinologia. Obrigada pela amizade e
prontidão na ajuda e solução de problemas de qualquer ordem. Muito obrigada também
pelas calorosas discussões de estatística e qualquer assunto que dissesse respeito às nossas
teses. Você foi e é a família que não tenho em São Paulo.
ix
À minha grande amiga Monike Lourenço Dias Rodrigues, pela amizade, força e
companheirismo em todos os momentos da realização desse trabalho. Ao mesmo tempo
em que agradeço todo o suporte durante minha estada em São Paulo, desejo que essa troca
de idéias continue em Goiânia e, estou certa, que mais cedo ou mais tarde, teremos o
prazer de trabalharmos juntas e construir mais sonhos. Você é uma pessoa muito especial e
uma mente brilhante!
Às minhas tias Leide, Leni e Lênis Espíndola pelo carinho e pelas orações.
À minha avó Maria Antonieta de Amorim, pelas palavras confortantes e pelo carinho.
Às secretárias da pós-graduação Amarylis Cândida Salsano e Yeda Queiroga Confessor
pela atenção, prontidão e paciência.
Aos pacientes, sem os quais não seria possível a realização desse estudo.
À Inteligência Superior por todos os pequenos milagres de cada dia da minha Vida!
x
SUMÁRIO
Dedicatória . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . vi
Agradecimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . vii
1. INTRODUÇÃO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 01
2. ARTIGO 1: . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
11β-Hydroxysteroid Dehydrogenase Type 1 and Key Regulators of Human
Adipogenesis Are Not Overexpressed in Cushing’s Syndrome Adipose Depots.
09
3. ARTIGO 2: . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Adipose Tissue 11β-Hydroxysteroid Dehydrogenase Type 1 in Obesity and in
Cushing’s Syndrome.
36
5. PRINCIPAIS ACHADOS, CONCLUSÕES E NOVAS DIREÇÕES. . . . . . . . . . . 45
6. ANEXOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 51
1. Introdução
INTRODUÇÃO
2
Pacientes com síndrome de Cushing têm adipogênese anormal e desenvolvem
obesidade de distribuição central com adelgaçamento de tecido subcutâneo, alterações
parcialmente reversíveis após tratamento ou suspensão do glicocorticóide (1,2). As
conseqüências metabólicas deletérias do hipercortisolismo crônico, como hipertensão,
dislipidemia, intolerância a glicose, obesidade visceral e osteoporose, entre outras, são bem
conhecidas. Entretanto, os mecanismos envolvidos na distribuição do tecido adiposo
mediados pelos glicocorticóides não são completamente compreendidos.
O cortisol aumenta, direta ou indiretamente, a massa total de tecido adiposo e o
redistribui da periferia para depósitos viscerais. A gordura visceral é biologicamente mais
ativa e associada às complicações da obesidade e à morte cardiovascular prematura (3,4). Os
glicocorticóides são conhecidos como hormônios catabólicos e, agudamente, ativam a
lipólise, liberando ácidos graxos livres na circulação. Entretanto, em 1997, Bujalska et al. (5-)
realizaram estudo in vitro com pré-adipócitos humanos e sugeriram que a obesidade poderia
ser “uma doença de Cushing do omento”. A enzima apontada como responsável pela
superprodução local de cortisol era a 11β-hidroxiesteróide desidrogenase tipo 1 (11β-HSD1),
descrita por Lakshmi e Monder em 1988 (6). Inicialmente, a 11β-HSD1 foi referida como
uma versão menos potente da 11β-HSD tipo 2, que tem ação de desidrogenase, inativando o
cortisol à cortisona e protegendo os receptores mineralocorticóides não seletivos (7).
Contudo, sabe-se, atualmente, que a 11β-HSD1 é dependente de NADP(H) e funciona como
uma redutase na maioria das células e tecidos in vivo, convertendo a cortisona ao ativo
cortisol (8).
Desde a descrição da 11β-HSD1 e, principalmente, após a associação da super-
expressão dessa enzima com a obesidade visceral, houve um grande interesse da comunidade
científica na compreensão de suas funções na fisiopatologia da obesidade e da síndrome
metabólica. Apesar da expressão da 11β-HSD1 ser um assunto controverso, a maioria dos
estudos apontam para uma super-expressão da enzima em tecido adiposo subcutâneo na
obesidade humana (9,10,11), sendo poucos os estudos realizados em omento (11). A
expressão aumentada da 11β-HSD1 também tem sido associada à resistência à insulina e às
citocinas pró-inflamatórias (9,10,11). Além disso, inibição farmacológica da 11β-HSD1
melhora a sensibilidade insulínica em humanos (13). A 11β-HSD1 tornou-se, então, um alvo
promissor para o tratamento da síndrome metabólica e do diabetes melito. Paralelamente, a
idéia de expressão aumentada da enzima em depósitos de gordura visceral tornou-se atraente
INTRODUÇÃO
3
para explicar uma questão não resolvida na síndrome de Cushing, o acúmulo de gordura
visceral. Um dos artigos que compõem essa tese faz revisão da história da 11β-HSD1 e suas
correlações com obesidade, síndrome metabólica e síndrome de Cushing.
A ação biológica dos glicocorticóides é mediada pela sua interação com receptores de
glicocorticóide (GR), cuja expressão correlaciona-se com a expressão de 11β-HSD1. Fígado
e pulmão de ratos, no período embrionário imediatamente anterior ao nascimento, período no
qual o nível sérico de corticosterona diminui, mostram maior expressão de 11β-HSD1 para
compensar sua diminuição e aumentar a densidade de GR (14). Os GR pertencem à
superfamília dos receptores de esteróide, tiróide e retinóides. Duas isoformas de GR foram
descritas em humanos: GRα e GRβ, que se originam do mesmo gene por variantes de
processamento de RNA. GRα é a isoforma predominante e mostra atividade de ligação com
esteróide. Em condições fisiológicas, o splice alternativo leva à produção de GRα (15).
Estudos têm reportado expressão de GRβ em tipos celulares específicos, maioria
inflamatória, com super-expressão em estados de resistência aos glicocorticóides, como
asma, colite ulcerativa, leucemia linfocítica e polipose nasal (16). GRβ é inativo e incapaz de
se ligar a todos os agonistas e antagonistas já testados.
A ação dos corticosteróides é, então, em parte regulada pela 11β-HSD1 antes da sua
ligação ao receptor. Estudos prévios mostraram que a ação de redutase da 11β-HSD1 leva à
diferenciação de pré-adipócitos em adipócitos maduros (17) e, provavelmente, à maior
expressão de GR. Pedersen et al. (18), mostraram que o tecido adiposo visceral contem
quatro vezes mais GR que o depósito subcutâneo. Recentemente, foi investigada a relação
entre obesidade e diferenciação de pré-adipócitos in vitro (19) e, ao contrário do que se
esperava, os resultados indicaram potencial limitado de diferenciação de pré-adipócitos em
indivíduos com obesidade central, concluindo que o baixo potencial de diferenciação deve
ser, pelo menos em parte, conseqüente a menor expressão de GR. Por outro lado,
administração de metilprednisolona por uma semana diminuiu os níveis de GR e da proteína
de GR em tecido adiposo subcutâneo de indivíduos saudáveis (20).
A expressão da 11β-HSD1 é regulada por diversos fatores, dentre eles o receptor
gama ativado pelo proliferador do peroxissomo (PPARγ). Os PPARγ estão entre os fatores de
transcrição mais importantes no processo de diferenciação dos adipócitos. São o terceiro
membro do subtipo de receptores nucleares, que também incluem PPARα e PPARδ.
Diferentes promotores e splicing alternativo levam a produção de três isoformas de RNAm:
PPARγ1 e PPARγ3 que codificam o mesmo produto protéico e PPARγ
2, o qual contém 28
INTRODUÇÃO
4
aminoácidos adicionais na porção amino-terminal (21). Os PPARγ2 são expressos
exclusivamente em tecido adiposo, enquanto os PPARγ1 são mais amplamente expressos,
apesar de mais abundantes no tecido adiposo (22).
Os PPARγ são induzidos precocemente no processo de diferenciação dos pré-
adipócitos. A exposição de pré-adipócitos humanos a agonistas dos PPARγ, tiazolidinedionas
(TZD), induz diferenciação dos mesmos (23). Por outro lado, a transdução prévia destas
células com adenovírus expressando um mutante negativo e dominante do PPARγ bloqueia
esse processo (21). Vários estudos têm mostrado que o aumento da gordura corporal
associada ao tratamento com TZD é mediado principalmente pelo acúmulo de gordura
subcutânea, enquanto que o volume de gordura visceral é reduzido ou não se altera (22,24).
Ligantes do PPARγ estão envolvidos na regulação do metabolismo lipídico e
glicídico, sendo utilizados no tratamento do diabetes melito tipo 2 como drogas
sensibilizadoras da insulina. É provável que o PPARγ no tecido adiposo seja o alvo principal
das TZD que aumentam a sensibilidade à insulina no tecido hepático e muscular, sugerindo
que os PPARγ controlem a expressão de genes envolvidos na sinalização do tecido adiposo
para outros tecidos. Além disso, ligantes dos PPARγ regulam outros genes adipocitários que
devem contribuir para a sensibilidade à insulina, como a adiponectina e a 11β-HSD1.
Ligantes do PPARγ, TZD e não-TZD, diminuem a expressão desta enzima em adipócitos
3T3-L1 (25) e em tecido subcutâneo humano (26). Há sugestão de que a redução da
expressão de 11β-HSD1 nos adipócitos deva promover a sensibilidade insulínica, seja pela
redução da expressão de genes induzidos pelos glicocorticóides nos adipócitos, seja pela
redução da secreção dos glicocorticóides (27).
Adicionalmente, as TZD induzem mudanças fenotípicas em adipócitos de ratos,
reduzindo o tamanho de adipócitos viscerais e aumentando seu potencial de estoque de
lipídeos (28). A ocorrência natural de mutantes do PPARγ também atesta o papel crucial
desse promotor na adipogênese e na distribuição de gordura. Mutações com perda de função
no domínio de ligação PPARγ humano causam lipodistrofia, com perda de gordura
subcutânea de membros e região glútea e relativa preservação de depósitos subcutâneos e
viscerais (22). Contudo, estudos a respeito da expressão dos PPARγ1 e PPARγ2 em tecido
adiposo humano são conflitantes, dado o pequeno número de pacientes estudados e a
variabilidade de parâmetros considerados.
Esse conjunto de informações nos motivou a avaliar a expressão da 11β-HSD1 e de
reguladores chave da adipogênese na síndrome de Cushing humana, condição caracterizada
INTRODUÇÃO
5
por hipercortisolismo crônico e distribuição anormal de depósitos de gordura, cujos
mecanismos permanecem não solucionados. Assim, os objetivos do presente estudo foram:
(i) quantificar a expressão gênica da 11β-HSD1, GRα, PPARγ1 e PPARγ2 em tecido adiposo
subcutâneo e visceral de pacientes do sexo feminino com síndrome de Cushing e controles
obesas e não obesas, (ii) avaliar os efeitos da exposição ao hipercortisolismo crônico na
expressão dos referidos genes, e (iii) correlacionar os achados moleculares com dados
clínicos
Abreviações:
Circunferência abdominal: CA
11β-Hidroxisteróide desidrogenase Tipo 1: 11β-HSD1
Índice de massa corporal: IMC
Receptor glicocorticóide isoforma alfa: GRα
Receptor gama ativado pelo proliferador do peroxissomo: PPARγ
Tecido adiposo subcutâneo: SAT
Tecido adiposo visceral: VAT
INTRODUÇÃO
6
REFERÊNCIAS
1. Lonn L, Kivist H, Ernest I, Sjostrom L. Changes in body composition and adipose
tissue distribution after treatment of women with Cushing’s syndrome. Metabolism,
1994;43(12):1517-1522.
2. Pivonello R, De Martino MC, De Leo M. Cushing’s syndrome: Aftermath of the cure.
Arq Bras Endocrinol Metab 2007;51(8):1381-1391.
3. Wajchenberg BL. Subcutaneous and visceral adipose tissue: their relation to the
metabolic syndrome. Endocr Rev 2000;21(6):697-738.
4. Fox CS, Massaro JM, Hoffmann U, Pou KM, Maurovich-Horvat P, Liu CY et al.
Abdominal visceral and subcutaneous adipose tissue compartments: association with
metabolic risk factor in the Framingham heart study. Circulation 2007;116:39-48.
5. Bujalska IJ, Kumar S, Stewart PM. Does central obesity reflect “Cushing’s disease of
the omentum”? Lancet 1997;349:1210-1213.
6. Lakshmi V, Monder C. Purification and characterization of the 11β-dehydrogenase
component of the rat liver 11β-hydroxysteroid dehydrogenase complex.
Endocrinology 1988;123:2390-2398.
7. Ulick S, Levine LS, Gunczler P, Zanconato G, Ramires LC, Raul W, Rosler A,
Bradlow HL, New MI. A syndrome of apparent mineralocorticoid excess associated
with defects in the peripheral metabolism of cortisol. J Clin Endocrinol Metab
1979;49:757-764.
8. Tomlinson JW, Walker EA, Bujalska IJ, Draper N, Lavery GG, Cooper MS, Hewison
M, Stewart PM. 11β-Hydroxysteroid dehydrogenase type 1: A tissue especific
regulator of glucocorticoid response. Endocr Rev 2004;25:831-866.
9. Wake DJ, Rask E, Livingstone, Sodeberg S, Olsson T, Walker BR. Local and
systemic impact of transcriptional upregulation of 11β-hydroxysteroid dehydrogenase
type 1 in adipose tissue in human obesity. J Clin Endocrinol Metab 2003;88:3983-
3988.
10. Lindsay RS, Wake DJ, Nair S, Bunt J, Livingstone DE, Permana PA, Tataranni PA,
Walker, BR. Subcutaneous adipose 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 activity
and messenger ribonucleic acid levels are associated with adiposity and insulinemia in
Pima indians and caucasians. J Clin Endocrinol Metab 2003;88:2738-2744.
INTRODUÇÃO
7
11. Engeli S, Bohnke J, Feldpausch M, Gorzelniak K, Heintze U, Janke J, Luft FC,
Sharma AM. Regulation of 11β-HSD genes in human adipose tissue: influence of
central obesity and weight loss. Obes Res 2004;12:9-17.
12. Goedeck JH, Wake DJ, Levitt NS, Lambert EV, Collins MR, Morton NM, Seckl JR,
Walker BR. Glucocorticoid metabolism within superficial rather than visceral adipose
tissues is associated with features of the metabolic syndrome in South African
women. Clin Endocrinol 2006; 65:81-87.
13. Andrews RC, Rooyackers O, Walker BR. Effects of the 11β-hydroxysteroid
dehydrogenase inhibitor carbenoxolone on insulin sensitivity in men with type 2
diabetes. J Clin Endocrinol Metab 2003;88:285-291.
14. Yang K, Han VKM, Thompson, A. Differential expression of 11β-hydroxysteroid
dehydrogenase trypes 1 and 2 mRNA and glucocorticoid receptor protein during
mouse embryonic development. J Ster Biochem Molec Biol 2004; 88:367-375.
15. Zennaro MC, Farman N, Bonvalet JP, Lombes M. Tissue-specific expression of α e
β mRNA isoforms of the human mineralocorticoid receptor in normal and
pathological states. J Clin Endocrinol Metab 1997;82:1345-1352.
16. Longui CA, Vottero A, Adamanson PC, Cole DE, Kino T, Monte O, Chrousos GP.
Low glucocorticoid receptor alpha/beta ratio in T-cell limphoblastic leukemia. Horm
Metab Res 2000;32:401-406.
17. Bujalska IJ, Kumar S, Hewison M, Stewart PM. A switch in the dehydrogenase to
reductase activity of 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 upon differentiation of
human omental adipose stromal cells. J Clin Endocrinol Metab 2002;87:1205-1210.
18. Pedersen, SB, Jonler M, Richelsen B. Caracterization of regional and gender
differences in glcocorticoid receptors and lipoprotein lipase activity in human adipose
tissue. J Clin Endocrinol Metab 1994;78:1354-1459.
19. Permana PA, Nair S, Lee YH, Luczy-Bachman G, Vozarova de Courten B, Tataranni
PA. Subcutaneous abdominal pre-adipocyte differentiation in vitro inversily correlates
with central obesity. Am J Endocrinol Metab 2004;286(6):958-962.
20. Bronnegar M, Reynisdottir S, Marcus C, Stierna P, Arner P. Effect of
glucocorticosteroids treatment on glucocorticoid receptor in human adipocyte. J Clin
Endocrinol Metab 1995;80:3608-3612.
INTRODUÇÃO
8
21. Gurnell M, Savage DB, Chatterjee VK, O’Rahilly S. The metabolic syndrome:
Peroxisome proliferator activated receptor γ and its therapeutic modulation. J Clin
Endocrinol Metab 2003;88(6):2412-2421.
22. Sample RK, Chatterjee VK, O’Rahilly S. PPARγ and human metabolic disease. J
Clin Invest 2006;116(3):581-589.
23. Adams M, Montague CT, Prins JB, Holder JC, Smith SA, Sanders L, Digby JE,
Sewter CP, Lazar MA, CHatterjee VK, O’Rahilly. Activators of PPARγ have depot-
specific effects on human pre-adipocyte differentiation. J Clin Invest 1997; 100:3149-
3153.
24. Larsen TM, Toubro S, Astrup A: PPARgamma agonists in the treatment of type II
diabetes: is increased fatness commensurate with long-term efficacy? Int J Obes Relat
Metab Disord 2003, 27:147-161.
25. Berger J, Tanen M, Elbrecht A, Hermanoswisk-Vosatika A, Moller DE, Wright SD,
Thieringer R. Peroxisome proliferator-activated receptor γ ligands inhibit adipocyte
11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 expression and activity. J Biol Chem
2001;276(16):12629-12635.
26. Mai K, Andres J, Bobbert T, Maser G, Mohlig M, Bahr V, Pffeifer AFH, Spranger J,
Diederic S. Rosiglitazone decreases 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in
subcutaneous adipose tissue. Clin Endocrinol 2007;67:419-425.
27. Rangwala SM, Lazar MA. Peroxisome proliferator-activated receptor γ in diabetes
and metabolism. Trends Pharmacol Sciences 2004; 25:331-336.
28. Sharma AM, Staels B. Peroxisome proliferator-activated receptor γ (PPARγ) and
adipose tissue - understanding obesity-related changes in regulation of lipid and
glucose metabolism. J Clin Endocrinol Metab 2007;92(2):386-395.
2. Artigo 1
11β-Hydroxysteroid Dehydrogenase Type 1 and Key Regulators of Human
Adipogenesis Are Not Overexpressed in Cushing’s Syndrome Adipose Depots.
Espíndola-Antunes D, Goto EM, Guimarães AO, Pesquero JB, Silva JA Jr, Kater CE.
Formatado em 12/05/2008 para submissão à revista Diabetes.
ARTIGO 1
10
11β-Hydroxysteroid Dehydrogenase Type 1 and Key Regulators of
Human Adipogenesis Are Not Overexpressed in Cushing’s Syndrome
Adipose Depots
Daniela Espíndola-Antunes
1
, Eduardo M. Goto
2
, Alessander O. Guimarães
3
,
João B. Pesquero
3
, José A. Silva Junior
2,4
, Claudio E. Kater
1
1
Division of Endocrinology and Metabolism, Department of Medicine;
2
Department of
Pathology; and
3
Department of Biophysics, Federal University of Sao Paulo (UNIFESP),
and
4
Nove de Julho University (UNINOVE), Sao Paulo, SP, Brazil
Address for correspondence:
Claudio E. Kater, Associate Professor of Medicine
Division of Endocrinology, Department of Medicine
Universidade Federal de São Paulo
Rua Pedro de Toledo, 781 – 13o. andar
04039-032 São Paulo, SP - Brasil
Email: [email protected]
Running head: 11β-HSD1, GRα and PPARγ in Cushing’s syndrome
Abbreviations: 11β-HSD1, 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1; GRα,
glucocorticoid receptor alpha; PPARγ, peroxisome proliferator-activated receptor gamma;
AC, abdominal circumference; BMI, Body mass index; CS, Cushing’s syndrome; SF,
salivary cortisol; SAT, subcutaneous adipose tissue; VAT, visceral adipose tissue.
ARTIGO 1
11
ABSTRACT
Objective: To quantify and evaluate the effects of chronic exposure to
hypercortisolism on the expression of 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 (11-
βHSD1), glucocorticoid receptor-α (GRα) and peroxisome proliferator-activated receptor-
γ (PPARγ) in adipose depots of patients with Cushing’s syndrome.
Design and methods: Samples of visceral (VAT) and subcutaneous adipose tissue
(SAT) were obtained during elective abdominal surgery from female patients with
Cushing’s syndrome (n=10), and obese (n=15) and nonobese controls (n=10), in whom
body mass index (BMI), abdominal circumference (AC), and salivary cortisol (SF) were
previously determined. 11β-HSD1, GRα, PPARγ1 and PPARγ2 mRNA expressions were
quantified by real-time PCR.
Results: 11β-HSD1 gene expressions in SAT and VAT of Cushing’s patients were not
different from nonobese and were upregulated in obese (P<0.0001 and P=0.019,
respectively). Additionally, GRα mRNA expression was downregulated in SAT of obese
and Cushing’s patients (P<0.0001 for both). PPARγ2 mRNA expression was higher in
VAT of obese than in Cushing’s patients (P<0.05) and lower in SAT than nonobese. In the
whole group, 11β-HSD1, PPARγ1 and PPARγ2 levels showed no correlations with SF.
Moreover, 11β-HSD1 mRNA expression correlated positively with GRα in VAT (r=0.6,
P<0.0001); in SAT, it correlated positively with PPARγ1 (r= 0.77; P<0.0001) and
negatively with PPARγ2 (r=-0.54, P=0.01). Finally, the best predictor of BMI and AC was
PPARγ2 mRNA in SAT (and not in VAT).
Conclusion: Chronic hypercortisolism, as seen in Cushing’s syndrome, do not result in
upregulation of 11β-HSD1 and PPARγ gene expressions in adipose depots, in contrast to
observations in in vitro studies.
ARTIGO 1
12
INTRODUCTION
Glucocorticoids (GC) have a major role in determining adipose tissue distribution and
metabolism. Subjects with endogenous or exogenous hypercortisolism develop a central
obesity pattern that is reversible upon treatment or GC withdrawal (1). The mechanisms
involved in GC-mediated adipose tissue distribution are not completely understood.
Part of GC action is regulated at a pre-receptor level by 11β-hydroxysteroid
dehydrogenase type 1 (11β-HSD1), an NADPH-dependent enzyme highly expressed in the
liver and adipose tissue, where it is co-localized with the GC receptor-α (GRα). In most
intact cells and tissues, 11β-HSD1 functions as a reductase, converting inactive cortisone
to active cortisol (2). GC regulate multiple processes in the adipose tissue: (a) they
influence fat cell size, so that enlarged abdominal fat cells are seen in Cushing’s syndrome
(3); (b) promote differentiation of human pre-adipocytes into mature adipocytes, increasing
fat cell number (4-5); and (c) activate lipolysis, releasing free fatty acids into circulation.
However, chronic exposure to cortisol, as seen in Cushing’s syndrome, is associated with a
2-3 fold increase in lipoprotein lipase activity, resulting in lower lipolytic capacity (3).
The nuclear receptor, peroxisome proliferator-activated receptor-γ (PPARγ), has a
central role in the entire adipogenesis program, promoting not only the conversion of
fibroblasts into adipocytes, but also the transdifferentiation of myoblasts into adipocytes
(6-7). Diverse promoters coupled with alternate splicing of the PPARγ gene gives rise to
three mRNA isoforms: PPARγ1 and PPARγ3, which encodes the same protein product,
and PPARγ2 which is identical to PPARγ1, except for an additional 28 amino-acids at its
N-terminal (8). PPARγ2 is virtually adipose tissue-specific, whereas PPARγ1 is widely
expressed (9), albeit more abundantly in the adipose tissue. Exposure of primary human
adipocytes to PPARγ agonists such as thiazolidinediones (TZD), a class of insulin
ARTIGO 1
13
sensitizing drugs, induces adipocyte differentiation (10), whereas in vitro loss-of-function
experiments block this process (11). PPARγ activation is extensively manifested in the
mature fat cell phenotype, including morphological changes, lipid accumulation, and the
acquisition of insulin sensitivity (12). It has been hypothesized that tissue-specific
deregulation of cortisol metabolism may be involved in the complex pathophysiology of
the metabolic syndrome and obesity. Transgenic mice overexpressing 11β-HSD1 in
adipose tissue develop obesity with all features of the metabolic syndrome (13), whereas
11β-HSD1-knockout mice are protected from both (14). The bulk of evidences points to an
overexpression and increased activity of 11β-HSD1 also in human adipose tissue (15-18),
although there are contrasting data (19). Serum cortisol levels are not elevated in obesity
(20,21); instead, it may be locally increased in the adipose tissue due to a greater activity of
11β-HSD1.
Furthermore, several studies in humans have demonstrated that treatment with TZD
leads to selective accumulation of subcutaneous adipose tissue (SAT), with concomitant
lack of change or reduced adiposity of visceral depots (22). PPARγ ligands regulate genes
that may contribute to insulin sensitivity, such as 11β-HSD1. TZD and non-TZD PPARγ
agonists markedly reduce 11β-HSD1 gene expression in 3T3-L1 adipocytes (23), visceral
depots in rats (24) and subcutaneous depots in the human (25). However, PPARγ
expression in human adipose tissue is still a matter of debate (26-28).
There are striking similarities between Cushing’s and the metabolic syndrome, namely
the combination of visceral obesity, systemic arterial hypertension, dyslipidemia and
glucose intolerance. Besides, omental adipose stromal cells cultured with cortisol showed
increased activity of 11β-HSD1 (4,29). All these observations led to the speculation that
11β-HSD1 gene expression is upregulated in the visceral adipose tissue (VAT) of subjects
with Cushing’s syndrome with a concomitant PPARγ upregulation.
ARTIGO 1
14
Relying on the evidences that 11β-HSD1 mRNA expression is closely related to 11β-
HSD1 activity (16), we examined the hypothesis that 11β-HSD1, GRα and PPARγ are
distinctively expressed in subcutaneous and visceral compartments of Cushing’s syndrome
and obese patients.
Research design and methods:
Subjects/Procedures
The study, previously approved by the local Ethics Committee, encompassed 10 female
patients with adrenal Cushing’s syndrome and 25 female control subjects who gave their
full, informed, written consent.
Body mass index (BMI), abdominal (AC) and hip circumferences were determined.
The control group was stratified according to BMI, into two subgroups: the nonobese
(BMI<30 Kg/m
2
) with 10 subjects, and the obese with 15, including 7 class I/II (BMI≥30
and <40 Kg/m
2
) and 8 class III (BMI≥ 40 Kg/m
2
). Exclusion criteria included the presence
of any inflammatory and/or malignant condition, diabetes, fasting impaired glucose (>5.6
mmol/liter) or current use of medications known to interfere with 11β-HSD1 expression or
function.
The diagnosis of adrenal Cushing’s syndrome was established by elevated 23:00h
salivary cortisol (SF), lack of cortisol suppression after overnight 1mg oral dexamethasone,
increased 24h urinary free cortisol excretion and undetectable plasma ACTH levels, and
confirmed in all on pathology grounds.
Approximately 2g subcutaneous and visceral adipose tissue samples were obtained
from the patients with Cushing’s syndrome during videolaparoscopic adrenalectomy for a
cortisol-secreting adrenal tumor, and from control subjects during elective abdominal
ARTIGO 1
15
surgery (colecistectomy in 13 and bariatric surgery in 10; ovarian cystectomy in one and
tubal sterilization in one). Samples were immediately frozen in dry ice and stored at -70°C
until RNA extraction.
The night before surgery, all patients remained fast after 22:00h and were instructed to
collect saliva at 23:00h in a specific collector (Salivette
®
, Sarstedt, Germany) after oral
hygiene with filtered water; the material was kept under refrigeration until the next
morning.
Measurement of salivary cortisol
Saliva samples were centrifuged at 2,000 rpm and kept frozen until assay. Salivary
cortisol was measured in 25µl saliva aliquots by an in-house radioimmunoassay (RIA)
without previous extraction or chromatography, as previously described (30). In brief, the
intra- and inter-assay coefficients of variation were 4.4% and 5.1%, respectively, with a
detection limit of 10 ng/dL.
Tissue preparation and reverse transcriptase (RT)
Total RNA was isolated from SAT and VAT by TRIzol reagent (Gibco BRL,
Gaithersburg, MD, USA), according to the manufacturer’s protocol. RNA was subjected to
DNase I digestion, and quantified using spectrophotometric analyses (ND-1000,
NanoDrop, Wilmington, DE, USA). RNA integrity was assessed by electrophoresis on 1%
agarose gel. A standard curve for each pair of primers was generated by serial dilution of
cDNA randomly selected from six subcutaneous and six visceral samples.
ARTIGO 1
16
Real-Time PCR
PCR was performed in a 7000 Sequence Detection System (ABI Prism, Applied
Biosystems, Foster City, CA, USA) using the SYBRGreen core reaction kit (Applied
Biosystems). Primers used for 11β-HSD1, GRα, PPARγ1, and PPARγ2 mRNA
quantifications were as follows:
11β-HSD1, 5´-GCAGCCTCAGCACACTACATTG-3´ (forward),
5´-GGTGATGTGGTTGAGAATGAGC-3´ (reverse)
(GenBankTM accession number J00691);
GRα, 5´-CCCCAGGTAAAGAGACGAATG-3´ (forward),
5´-CGGTAAAATGAGAGGCTTGCA-3´ (reverse)
(GenBankTM accession number NM_030851);
PPARγ1, 5´-TGAACCACCCTGAGTCCTCACA-3´ (forward),
5´-CGTGTTCCGTGACAATCTGTCT-3´ (reverse)
(GenBankTM accession number NM_138712.3);
PPARγ2, 5´-GGCAATTGAATGTCGTGTCTGT-3´ (forward),
5´-TGCAAGGCATTTCTGAAACC-3´ (reverse)
(GenBankTM accession number NM_015869.4).
All reactions were multiplexed with the housekeeping human 18S gene with the
following sequence: 5´-GTAACCCGTTGAACCCCATT-3´ (forward),
5´-CCATCCAATCGGTAGTAGCG-3´ (reverse).
All results were confirmed using the housekeeping ARPO gene (data not shown).
Each sample was run in duplicate and the mean of duplicate was used to calculate
transcript level. Quantitative values for 11β-HSD1, GRα, PPARγ1, PPARγ2, and 18S
mRNA transcription were obtained from the threshold cycle (Ct) number, where the
increase in the signal associated with an exponential growth of PCR products begins to be
ARTIGO 1
17
detected. Melting curves were generated at the end of every run to ensure product
uniformity. The relative target gene expression level was normalized on the basis of 18S
expression as endogenous RNA control.
ΔCt values of the samples were determined by subtracting the average Ct value of 11β-
HSD1, GRα, PPARγ1, and PPARγ2 mRNA from the average Ct value of the internal
control 18S gene. Reactions were performed as follows: 50°C for 2 min, 95°C for 10 min,
and then 50 cycles of 95°C for 15 sec and 60°C for 30s, and a dissociation cycle.
Statistical analysis
Statistical analysis was performed using the SPSS software 16.0.1 version for
Windows (SPSS Inc. Chicago, IL, USA). Comparisons between groups were performed by
ANOVA for variables with a normal distribution and Kruskal-Wallis for non-parametric
variables, whereas Pearson and Spearman tests were used to verify correlation between
variables. Multiple regression analyses were employed to adjust for the influence of BMI
and AC. The data are expressed as mean±SD, unless otherwise stated. Differences were
considered statistically significant when P was less than 5%.
RESULTS
Subjects characteristics
Clinical and biochemical characteristics of patients with CS, and nonobese and obese
subjects are shown in table 1. BMI of Cushing’s patients were similar to nonobese
(28.5±4.0 vs 25.5±2.2 Kg/m
2
), and significantly lower than obese class I/II and class III
(33.5±3.7 Kg/m
2
; P=0.043 and 46.3±4.3 Kg/m
2
; P<0.0001, respectively). Abdominal and
hip circumferences were significantly larger in obese class III than in Cushing’s patients
ARTIGO 1
18
(125±15.2 vs 97.8±17.7 cm; P<0.001 and 136.7±17.6 vs 103.9±11.8 cm; P<0.0001,
respectively), nonobese (P<0.0001 for both) and obese I/II (P=0.031 and P=0.001,
respectively). Similar to BMI, abdominal and hip circumferences in Cushing’s syndrome
were closer to those in nonobese.
Salivary cortisol at 23:00h was noticeably higher in Cushing’s (1,114±805 ng/dL) than
in nonobese (182±105 ng/dL; P<0.0001), obese class I/II (126.6±70 ng/dL; P<0.0001) and
class III (108.5±40 ng/dL; P<0.001), but did not differ among the latter 3 groups.
When no differences were observed in a specific variable between class I/II and class III
obese, all of these patients were grouped together. Means (±SD) of age, BMI, AC and SF
in the whole obese group were: 49.6±15.4 years; 40.3±7.6 Kg/m
2
; 115.6±16.4 cm and
118±57 ng/dL, respectively.
Table 1. Clinical and biochemical characteristics of the female patients studied.
Cushing’s
syndrome (n=10)
Nonobese
(n=10)
Obese class I/II
(n=7)
Obese class III
(n=8)
Age (years)
42.1±17.7
[21 – 81]
41.5 ±17
[20 – 80]
58.6±14.5
[42 – 79]
41.9±12
[27 – 57]
BMI (Kg/m
2
)
28.5±4.0**
,
***
[22.6 – 35.3]
25.5±2.2
[21.3 - 28.3]
33.5±3.7†
[30 – 39]
46.3±4.3††
,
&
[27 – 57]
Abdominal
circumference (cm)
97.8±17.7***
[96 – 120]
87.9±7.3
[78 – 100]
104.8±10.3
[90-120]
125±15.2††
,
&
[105-153]
Hip circumference
(cm)
103.9±11.8***
[84 – 130]
96.5±4.3
[91 – 103]
110.5±7.8
[102 – 120]
136.7±17.6††
,
&
[112 – 158]
23:00h Salivary
cortisol (ng/dL)
1,114±805*
,
**
,
***
[293 – 2,680]
182±105
[57 – 347]
126.6±70
[22 – 235]
108.5±40
[53 – 152]
All data are mean±SD, followed by range in brackets.
P<0.05 *Cushing’s syndrome (CS) vs nonobese; ** CS vs obese class I/II; *** CS vs obese class III;
† Obese class I/II vs nonobese; †† Obese class III vs nonobese; & Obese class III vs obese class I/II.
ARTIGO 1
19
Comparison of 11β-HSD1 and GRα mRNA levels in subcutaneous and visceral
adipose tissue
In Cushing’s syndrome, 11β-HSD1 expressions in SAT and VAT were not statistically
different from those in nonobese (0.35±0.1 vs 0.17±0.06 and 1.3±0.56 vs 0.95±0.36,
respectively) (Figure 1), whereas they were significantly lower than in obese only in SAT
(0.35±0.1 vs 0.64±0.3; P=0.01). In obese, 11β-HSD1 mRNA levels were higher than in
nonobese patients both in SAT and VAT (0.64±0.3 vs 0.17±0.06; P<0.0001 and 1.6±0.7 vs
0.95±0.36; P=0.019, respectively).
GRα mRNA expressions in SAT of Cushing’s and obese subjects were significantly
lower than in nonobese (0.14±0.08 and 0.17± 0.09 vs 0.36±0.1; P<0.0001 for both) (Figure
1). However, in VAT, GRα mRNA expression was higher in obese class I/II than in
Cushing’s patients (2.81±1.6 vs 1.07±0.26; P<0.05).
Cushing’s
11β-HSD1/18S mRNA
VATSAT
ObeseNonobese
0
1.0
0.5
2.0
1.5
0
1.0
0.5
2.0
1.5
GRα/18S mRNA
*
**
***
*
*
**
11β-HSD1: * P<0.01 (vs obese), ** P<0.001 (vs nonobese), *** P<0.02 (vs nonobese);
GRα: * P<0.0001 (vs nonbese), ** P<0.05 (class I/II vs CS).
Figure 1. 11β-HSD1 and GRα mRNA expressions (mean±SE) in
subcutaneous (SAT) and visceral adipose tissues (VAT) of nonobese,
obese and Cushing’s patients.
ARTIGO 1
20
A significant correlation between visceral, but not subcutaneous, 11β-HSD1 and GRα
mRNA levels was observed when the analyses was performed either with the whole group
(nonobese, obese and Cushing’s, r=0.6; P<0.0001) or with Cushing’s syndrome and obese
subjects individually (r=0.87; P=0.001 and r=0.74; P=0.002, respectively). (Figure 2)
R=0.6
P<0.0001
0
1
2
3
4
5
6
00,511,522,533,5
GRα mRNA/18S
11βHSD-1 mRNA/18S
0
1
2
3
4
5
6
00,511,522,533,5
11βHSD-1 mRNA/18S
GRα mRNA/18S
11βHSD-1 mRNA/18S
GRα mRNA/18S
0
1
2
3
4
5
6
00,511,522,5
R=0.87
P=0.001
R=0.74
P=0.002
Whole group
Cushing’s syndrome Obese subjects
r=0.87
P=0.001
r=0.74
P=0.002
r=0.6
P<0.0001
Figure 2. Correlations between 11β-HSD1 and GRα mRNA expressions in
visceral adipose tissue of the whole group of patients (nonobese, obese and
Cushing’s) and in Cushing’s and obese patients separately.
Comparison of PPARγ and 11β-HSD1 levels in subcutaneous and visceral adipose
tissue
PPARγ1 mRNA expression in SAT of obese class III was significantly higher than in
nonobese patients (1.84±0.8 vs 0.79±0.2; P<0.05), whereas in VAT it was significantly
lower (1.27± 0.6 vs 3.1±1.6; P=0.013). (Figure 3)
PPARγ2 mRNA expression was significantly reduced in SAT of Cushing’s and obese
class I/II and class III patients as compared to nonobese (0.05±0.03, 0.090±0.1, and
0.07±0.09 vs 0.53±0.2; P<0.05, respectively) (Figure 3). Obese class I/II had a
ARTIGO 1
21
significantly greater expression of PPARγ2 mRNA in VAT than obese class III and
Cushing’s patients (1.2±0.8 vs 0.14±0.9 and 0.2±0.13; P<0.05, respectively).
Cushing’s
PPARγ1/18S mRNA
VATSAT
Obese III
Nonobese
0
0.8
1.2
PPARγ2/18S mRNA
0.4
0
2.0
3.0
1.0
Obese I/II
*
*
*
**
*
**
PPARγ1: * P<0.05 (vs nonbese), ** P<0.013 (vs nonobese);
PPARγ2: * P<0.05 (vs nonbese), ** P<0.05 (vs Cushing’s).
Figure 3. PPARγ1 and PPARγ2 mRNA expressions in subcutaneous
(SAT) and visceral adipose tissues (VAT) of nonobese, obese (classes
I/II and III) and Cushing’s patients.
In the whole group, there was a strong positive correlation between 11β-HSD1 and
PPARγ1 mRNA expressions in SAT (r= 0.79; P<0.001), but not in VAT (Figure 4); in
contrast, a strong positive correlation between both was observed in VAT of Cushing’s
patients alone (r=0.88; P=0.001).
In addition, when the whole group was analyzed, a significant and inverse correlation
between 11β-HSD1 and PPARγ2 mRNA levels was observed in SAT (r=-0.54; P=0.01),
but not in VAT. Instead, a strong positive correlation was observed between both in obese
class I/II individually (r=0.83; P=0.01).
ARTIGO 1
22
0
1
2
3
4
5
6
7
0 0,5 1 1,5
Obese class I/II
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
0 0,5 1 1,5
R=0.77
P<0.001
R=-0.54
P=0.01
11β-HSD1 mRNA/18S
0
0,5
1
1,5
2
2,5
0123
R=0.83
P=0.01
PPARγ2 mRNA/18S
11β-HSD1 mRNA/18S
0
1
2
3
4
00,511,522,5
R=0.87
P=0.001
11β-HSD1 mRNA/18S
PPARγ1 mRNA/18S
B) PPARγ2 in the whole group
11β-HSD1 mRNA/18S
PPARγ2 mRNA/18S
VAT
PPARγ1 mRNA/18S
PPARγ2 mRNA/18S
SAT
Whole group
r=-0.54
P=0.01
SAT
Cushing’s
VAT
r=0.88
P=0.001
r=0.79
P<0.001
r=0.83
P=0.01
Figure 4. Correlations between 11β-HSD1 and PPARγ1 and PPARγ2
expressions in subcutaneous adipose tissue (SAT) of the whole group of
patients (upper 2 panels) and in visceral adipose tissue (VAT) in Cushing’s
and obese class I/II patients separately (lower 2 panels).
Association of 11β-HSD1, GRα, and PPARγ mRNA with anthropometric and
biochemical parameters
In the whole group, 11β-HSD1 expressions in SAT and VAT were positively and
significantly correlated with BMI (r=0.43; P=0.01 and r=0.35; P=0.041, respectively) and
with AC (r=0.36; P=0.033 and r=0.4; P=0.008, respectively) (Table 2). Individually, 11β-
HSD1 expression correlated with BMI in SAT of nonobese (r=0.63; P=0.049) and with AC
in VAT of Cushing’s patients (r=0.66; P=0.038). In contrast, GRα mRNA levels in SAT,
but not in VAT, were negatively correlated with BMI and AC in the whole group (r=-0.37;
P=0.028 and r=-0.45; P=0.007, respectively), but did not correlate with either in individual
groups.
ARTIGO 1
23
In the whole group, a positive and significant correlation was observed in SAT between
PPARγ1 and both BMI and AC (r=0.50; P=0.002 and r=0.35; P=0.034, respectively),
whereas an inverse correlation was observed between PPARγ2 and AC (r=-0.59;
P<0.0001). In contrast, PPARγ1 and PPARγ2 gene expressions correlated negatively with
BMI in VAT (significant only for PPARγ1: r= -0.4; P= 0.017) (Table 3), whereas no
correlations were seen for AC, except for PPARγ1 in Cushing’s alone (r=0.68; P=0.028).
Table 2. Correlation of 11β-HSD1, GRα, PPARγ1, and PPARγ2 mRNA levels with
anthropometric parameters in the whole group (nonobese, obese and Cushing’s patients).
11β-HSD1 GRα PPARγ1 PPARγ2
SAT VAT SAT VAT SAT VAT SAT VAT
BMI
(Kg/m
2
)
r= +0.43
P= 0.01
r= +0.35
P= 0.04
r= -0.37
P= 0.028
NS r= +0.5
P= 0.002
r= -0.4
P= 0.017
NS NS
AC (cm)
r= +0.36
P= 0.03
r= +0.40
P= 0.008
r= -0.45
P= 0.007
NS r= +0.35
P= 0.034
NS r= -0.59
P<0.001
NS
BMI: Body mass index; AC: Abdominal circumference
Salivary cortisol had a strong positive correlation with PPARγ1 expression (r= 0.9;
P=0.037) in VAT but not in SAT of obese class III patients, and did not correlate with 11β-
HSD1, GRα, or PPARγ2 in any group or altogether in VAT or SAT.
When 11β-HSD1, GRα, PPARγ1, and PPARγ2 were analyzed altogether in the whole
group (by stepwise multiple regression), PPARγ2 in SAT was found to be the best
predictor of both AC and BMI; however, when only 11β-HSD1 and GRα genes are
considered, the former was the best predictor of BMI and the latter the best predictor of
AC, both in SAT.
ARTIGO 1
24
DISCUSSION
In our study, there were no significant differences between 11β-HSD1 mRNA
expressions in SAT and VAT from Cushing’s patients as compared to nonobese controls.
Furthermore, 11β-HSD1 expression in VAT was greater in obese than in Cushing’s
patients, a finding confirmed in the only published study in Cushing’s syndrome (34) that
reported no differences in 11β-HSD1 mRNA expression in omental biopsies as compared
to normal weight controls. Of interest, both ours and Mariniello’s study (34) are not in
accordance with previous in vitro experiments, which demonstrated increased activity and
expression of 11β-HSD1 in human omental adipose stromal cells cultured with cortisol,
suggesting that obesity could be “Cushing’s disease of the omentum” (5), a finding
recently confirmed by Lee et al (29). Thus, it is anticipated that both systemic
hypercortisolism and cortisol generated from 11β-HSD1 in an autocrine manner, could
promote adipocyte differentiation (4) and proliferation (35), as seen in stromal cells in
vitro. However, chronic exposure to cortisol in vivo, as observed in CS in our study, seems
instead to downregulate 11β-HSD1 expression in both subcutaneous and visceral
compartments and 11β-HSD1 expression is remarkably correlated with its activity (16).
Also, we demonstrate that 11β-HSD1 mRNA expression is upregulated in both SAT and
VAT of obese subjects. These findings are in agreement with preliminary studies
performed in SAT (15-18). Although VAT appears biologically more active than SAT and
responsible for obesity-related complications and increased mortality (31), there is only a
few controversial studies in VAT in obesity: one observed increased 11β-HSD1 expression
(32) and others did not (19,33). Despite similarities between Cushing’s syndrome and the
metabolic syndrome, and additional implications from in vitro studies, 11β-HSD1
expression was found not to be upregulated in both SAT and VAT of Cushing’s patients.
ARTIGO 1
25
The expression of PPARγ isoforms in human adipose depots and their correlation with
obesity parameters are vastly controversial in the literature. Previous studies have shown:
(a) increased PPARγ2 levels in obesity and no correlations of PPARγ1 with BMI (26); (b)
increased PPARγ2 levels in obesity and inverse correlation of PPARγ1 with BMI (28) and
inverse correlation of PPARγ2 with BMI (27); and (c) increased levels of PPARγ1 in
overweight patients (36) and no correlations with BMI (37). The dispute could be partially
explained by the considerable variability of the parameters studied, such as the adipose
compartment (whole versus freshly isolated tissue), gender, degree of obesity,
transcriptional factors involved in fat storage control (27) and in short-term regulators (37),
including degree of intra-operatory stress.
In our study, PPARγ1 expression was augmented in SAT and reduced in VAT of obese
subjects, whereas PPARγ2 was reduced in SAT of obese and Cushing’s and augmented in
VAT of only class I/II obese patients. In addition, PPARγ1 was positively correlated with
BMI and AC in SAT and inversely correlated in VAT (only BMI). Nevertheless, PPARγ
expression in CS is difficult to predict, as to date there is only one report in SAT of
untreated Cushing’s patients that showed a decreased PPARγ2/PPARγ1ratio, in agreement
with our data (38).
Although 11β-HSD1 mRNA expression was positively correlated with BMI and AC
both in SAT and VAT of the whole group, as shown in other studies (16-18,34,39), it did
not correlate with systemic cortisol. Salivary cortisol levels were increased in Cushing’s
syndrome, but were not associated with either 11β-HSD1 or GRα expressions. The lack of
association between 11β-HSD1 and SF was also observed in the other groups individually
or altogether, suggesting that its expression in whole adipose tissue is not regulated by
systemic cortisol levels.
ARTIGO 1
26
We also observed a lack of correlation between SF and PPARγ mRNA expression
(except for PPARγ1 in obese class III). However, 11β-HSD1 was positively correlated
with PPARγ1 in the whole group in SAT and in Cushing’s patients in VAT, and inversely
correlated with PPARγ2 in the whole group in SAT. Although there are no reports to date
on correlations between these genes and Cushing’s syndrome, indirect evidences point to
regulation of PPARγ expression by tissue levels of cortisol generated in an autocrine
manner. Treatment with the PPARγ agonist rosiglitazone during 8 weeks reduced 11β-
HSD1 expression and activity in subcutaneous fat of male volunteers with impaired
glucose tolerance (25). This was also observed in patients with type 2 diabetes after a 12-
week treatment period, but not on a short-term period (5 weeks) in healthy men (40).
Moreover, in this same study, Wake DJ et al. found no reduction in adipose 11β-HSD1
activity with glucocorticoid blockade with RU486 and metyrapone alone, but a significant
reduction when rosiglitazone was added (results were limited to SAT). In addition,
experiments in rats showed that metabolic response to rosiglitazone and reduction in 11β-
HSD1 expression in white adipose tissue is not influenced by adrenalectomy (41).
Therefore, taken altogether, it is tempting to assume that it is the intra-adipocyte
glucocorticoid concentration that regulates PPARγ expression, not its serum levels.
GRα mRNA expression in VAT also showed a strong and positive correlation with
11β-HSD1 in the whole group and in obese and Cushing’s groups separately, strengthen
the theory that co-expression of these two genes may amplify glucocorticoid action locally
(2). Additionally, the inverse correlation of GRα mRNA expression with BMI and AC in
SAT is in agreement with Zoi et al (32). However, they observed an inverse correlation of
GRα mRNA expression in omental depots with BMI and visceral adiposity (32). Besides,
the decreased GRα mRNA expression in SAT observed in obese patients may reflect a
ARTIGO 1
27
compensatory downregulation to increased 11β-HSD1. On the other hand, GRα mRNA
expression in VAT of Cushing’s and obese subjects did not undergo downregulation,
despite the 11β-HSD1 increment in obese. Our results with the obese patients are in
keeping with a previous study (42) that also demonstrated a significant decrease in GRα
mRNA levels in SAT, whereas this phenomenon was not observed in the visceral adipose
compartment. Although 11β-HSD1 expression was not evaluated, the work of Boullu-
Ciocca (42) suggests that the downregulation of GRα gene in subcutaneous compartments
of obese patients is a consequence of local hypercortisolism due to 11β-HSD1
overexpression, as observed in our study. The absence of this protective mechanism in
VAT could contribute to obesity related metabolic complications. As for Cushing’s
syndrome, this is the first report to evaluate GRα expression in adipose tissue. Chronic
hypercortisolism in vivo seems to result in downregulation of GRα gene expression in both
SAT and VAT. Indeed, health volunteers treated for one week with prednisolone had a
50% decrease both in GR protein and mRNA levels in subcutaneous abdominal biopsies
(43).
It has been recognized that large abdominal adipose depots are closely linked to
cardiovascular complications. However, some evidences suggest that 11β-HSD1 may not
hold a good relationship with body composition in VAT (19,33). Indeed, we found that the
best predictors of BMI and AC in SAT, but not in VAT, were respectively 11β-HSD1 and
GRα when only these two genes are considered, and PPARγ2 when all four genes are
analyzed. Also, biopsying subcutaneous depots is a much easier procedure, so that these
observations will facilitate methodology of further studies.
11β-HSD1 is now emerging as a key component in homeostatic adaptation, rather than
the cause of visceral obesity or metabolic syndrome. Recent studies suggest that the
enzyme is influenced by the nutritional status; a single mixed meal induces a rise in whole-
ARTIGO 1
28
body rates of cortisol generated by 11β-HSD1 (44). Moreover, 11β-HSD1 undergoes
downregulation in the adipose tissue of high-fat fed mice (45). Accordingly, the lack of
11β-HSD1 increase in Cushing’s syndrome may suggest a protective mechanism against
the metabolic complications. Indeed, when the opposite occurs, e.g., weight loss in simple
obesity, 11β-HSD1 undergoes upregulation (46), although this is not a universal finding
(18). Thus, there are several evidences suggesting that 11β-HSD1 adjusts local cortisol
concentration independently of its circulating levels.
In summary, 11β-HSD1 gene expression is downregulated in Cushing’s syndrome and
is up-regulated in obesity. In addition, GRα and PPARγ2 mRNA levels are downregulated,
respectively in SAT and in SAT and VAT of Cushing’s patients. The expected
upregulation of 11β-HSD1 and PPARγ gene expressions in VAT of Cushing’s patients was
not observed. Finally, based on the evidences that 11β-HSD1 mRNA expression is closely
coupled to its activity, autocrine cortisol production, but not its serum levels, seems to play
a role in PPARγ1 and PPARγ2 mRNA expressions in SAT.
ARTIGO 1
29
ACKNOWLEDGEMENTS
We are grateful to our colleagues, Viviane Chaves, Martha Huayllas, Flávia Amanda
Barbosa and Marcos Neres for referring patients with Cushing´s syndrome. We thank
Lilian Hayashi, Sâmia Cavassani and Kelly de Oliveira for measurement of salivary
cortisol and for technical support.
This study was supported in part by a grant from Fundação de Amparo a Pesquisa do
Estado de São Paulo (FAPESP).
ARTIGO 1
30
REFERENCES
1. Lonn L, Kivist H, Ernest I, Sjostrom L: Changes in body composition and adipose
tissue distribution after treatment of women with Cushing’s syndrome. Metabolism
43:1517-1522, 1994
2. Tomlinson JW, Walker EA, Bujalska IJ, Draper N, Lavery GG, Cooper MS,
Hewison M, Stewart PM: 11β-Hydroxysteroid dehydrogenase type 1: A tissue specific
regulator of glucocorticoid response. Endocr Rev 25:831-866, 2004
3. Rebuffe-Scrive M, Krotkiewski M, Elfverson J, Bjorntorp P: Muscle and adipose
tissue morphology and metabolism in Cushing’s syndrome. J Clin Endocrinol Metab
67:1122-1128, 1988
4. Bujalska IJ, Kumar S, Hewison M, Stewart PM: A switch in the dehydrogenase to
reductase activity of 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 upon differentiation of
human omental adipose stromal cells. J Clin Endocrinol Metab 87:1205-1210, 2002
5. Bujalska IJ, Kumar S, Stewart PM: Does central obesity reflect “Cushing’s disease of
the omentum”? Lancet 349:1210-1213, 1997
6. Tontonoz P, Hu E, Spielgelman BM: Stimulation of adipogenesis in fibroblasts by
PPAR gamma 2, a lipid activated transcription factor. Cell 79:1147-1156, 1994
7. Hu E, Tontonoz P, Spiegelman BM: Transdifferantiation of myoblasts by adipogenic
transcription factors PPAR gamma and C/EBP alpha. Proc Natl Acad Sci USA 92:9856-
9860, 1995
8. Gurnell M, Savage DB, Chatterjee VKK, O’Rahilly S: The metabolic syndrome:
Peroxisome proliferator-activated receptor-γ and its therapeutic modulation. J Clin
Endocrinol Metab 88:2412-2421, 2003
ARTIGO 1
31
9. Sample RK, Chatterjee VKK, O’Rahilly S: PPARγ and human metabolic disease. J
Clin Invest 116:581-589, 2006
10. Adams M, Montague CT, Prins JB, Holder JC, Smith SA, Sanders L, Digby JE,
Sewter CP, Lazar MA, Chatterjee VK, O’Rahilly S: Activators of PPARγ have depot-
specific effects on human preadipocyte differentiation. J Clin Invest 100:3149-3153, 1997
11. Gurnell M, Wentworth JM, Agostini M, Adams M, Collingwood TN, Provenzano C,
Browne PO, Rajanayagam O, Burris TP, Schwabe JW, Lazar MA, Chatterjee VK: A
dominant negative peroxisome proliferator-activated receptorγ (PPARγ) mutant is a
constitutive repressor and inhibits PPARγ-mediated adipogenesis. J Biol Chem 275:5754-
5759, 2000
12. Rosen ED, Walkey CJ, Puigserver P, Spiegelman BM: Transcriptional regulation of
adipogenesis. Genes Dev 14:1293-1307, 2000
13. Masuzaki H, Paterson JM, Shinyama H, Morton NM, Mullins JJ, Seckl JR: A
transgenic model of visceral obesity and the metabolic syndrome. Science 294:2166-2170,
2001
14. Morton NM, Paterson JM, Masuzaki H, Holmes MC, Staels B, Fievet C, Walker BR,
Flier JS, Mullins JJ, Seckl JR: Novel adipose tissue-mediated resistance to diet-induced
visceral obesity in 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 deficient mice. Diabetes
53:931-938, 2004
15. Paulmyer-Lacroix O, Boullu S, Oliver C, Alessi MC, Grino M: Expression of the
mRNA coding for 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in adipose tissue from obese
patients: an in situ hybridization study. J Clin Endocrinol Metab 87:2701-2705, 2001
16. Wake DJ, Rask E, Livingstone, Sodeberg S, Olsson Tommy, Walker BR: Local and
systemic impact of transcriptional up-regulation of 11β-hydroxysteroid dehydrogenase
type 1 in adipose tissue in human obesity. J Clin Endocrinol Metab 88:3983-3988, 2003
ARTIGO 1
32
17. Lindsay RS, Wake DJ, Nair S, Bunt J, Livingstone DE, Permana PA, Tataranni PA,
Walker BR: Subcutaneous adipose 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 activity and
messenger ribonucleic acid levels are associated with adiposity and insulinemia in Pima
indians and caucasians. J Clin Endocrinol Metab 88:2738-2744, 2003
18. Engeli S, Bohnke J, Feldpausch M, Gorzelniak K, Heintze U, Janke J, Luft FC,
Sharma AM: Regulation of 11β-HSD genes in human adipose tissue: influence of central
obesity and weight loss. Obes Res 12:9-17, 2004
19. Tomlinson JW, Sinha B, Bujalska I, Hewison M, Stewart PM: Expression of 11β-
hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in adipose tissue is not increased in human obesity. J
Clin Endocrinol Metab 87:5630-5635, 2002
20. Pasquali R, Cantobelli S, Casimirri F, Capelli M, Bortoluzzi L, Flamia R, Labate
AM, Barbara L: The hypothalamic pituitary adrenal axis in obese women with different
patterns of body fat distribution. J Clin Endocrinol Metab 77:341-346, 1993
21. Purnell JQ, Brandon DD, Isabelle LM, Loriaux DL, Samuels MH: Association of
24h-cortisol production rates, cortisol binding globulin, and plasma free cortisol levels
with body composition, leptin levels, and aging in adult men women. J Clin Endocrinol
Metab 89:281-287, 2004
22. Larsen TM, Toubro S, Astrup A: PPARgamma agonists in the treatment of type II
diabetes: is increased fatness commensurate with long-term efficacy? Int J Obes Relat
Metab Disord 27:147-161, 2003
23. Berger J, Tanen M, Elbrecht A, Hermanoswisk-Vosatika A, Moller DE, Wright SD,
Thieringer R: Peroxisome proliferator-activated receptor γ ligands inhibit adipocyte 11β-
hydroxysteroid dehydrogenase type 1 expression and activity. J Biol Chem 276:12629-
12635, 2001
ARTIGO 1
33
24. Laplante M, Sell H, Macnaul KL, Richard D, Berger JP, Deshailes Y: PPARγ
activation mediates adipose depot-specific effects on gene expression and lipoprotein
lipase activity. Diabetes 52:291-299, 2003
25. Mai K, Andres J, Bobbert T, Maser G, Mohlig M, Bahr V, Pffeifer AFH, Spranger J,
Diederic S: Rosiglitazone decreases 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in
subcutaneous adipose tissue. Clin Endocrinol 67:419-425, 2007
26. Vidal-Puig AJ, Considine RV, Jimenez-Linan M, Werman A, Pories WJ, Caro JF,
Flier JS: Peroxisome proliferator-activated receptor gene expression in human adipose
tissues. J Clin Invest 99:2416-2422, 1997
27. Giust V, Verdumo C, Suter M, Gaillard RC, Burckhardt P, Pralong F: Expression of
peroxisome proliferator-activated receptor-γ1 and peroxisome proliferator-activated
receptor-γ2 in visceral and adipose tissue of obese women. Diabetes 52:1673-1676, 2003
28. Sewter C, Blows F, Considine R, Vidal-Puig A, O’Railly S: Differential effects of
adiposity on peroxisome proliferator-activated receptor γ1 and γ2 messenger ribonucleic
acid expression in human adipocytes. J Clin Endocrinol Metab 87:4203-4207, 2002
29. Lee M-J, Fried SK, Mundt SS, Wang Y, Sullivan S, Stefanni A, Daugherty BL,
Hermanowski-Vosatka A: Depot specific regulation of the conversion of cortisone to
cortisol in human adipose tissue [article online], 2008. Available from
http://www.nature.com/oby/journal/vaop/ncurrent/abs/oby2008207a.html;jsessionid=BBA
A28210C59C51B4207700F6E77190F. Acessed on 29 Apr 2008
30. Vieira JGH, Noguti KO, HidaI JT, Russo EMK, Maciel RMB: Assay of salivary
cortisol as a method to evaluate its free fraction in serum (port). Arq Bras Endocrinol
Metab 28:8-10, 1984
31. Wajchenberg BL: Subcutaneous and visceral adipose tissue: their relation to the
metabolic syndrome. Endocr Rev 21:697-738, 2000
ARTIGO 1
34
32. Zoi M, Jensen MD, Dumesic DA, Chapman KE, Seckl JR, Walker BR, Morton NM:
Omental 11β-hydroxysteroid dehydrogenase 1 correlates with fat cell size independently of
obesity. Obesity 15:1155-1163, 2007
33. Goedeck JH, Wake DJ, Levitt NS, Lambert EV, Collins MR, Morton NM, Seckl JR,
Walker BR: Glucocorticoid metabolism within superficial rather than visceral adipose
tissues is associated with features of the metabolic syndrome in South African women.
Clin Endocrinol 65:81-87, 2006
34. Mariniello B, Ronconi V, Rilli S, Bernante P, Boscoro M, Mantero F, Giachetti G:
Adipose tissue 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 expression in obesity and
Cushing’s syndrome. Eur J Endocrinol 155:435-441, 2006
35. Bujalska IJ, Kumar S, Hewison M, Stewart PM: Differentiation of adipose stromal
cells: the role of glucocorticoids and 11β-hydroxysteroid dehydrogenase. Endocrinology
140:3188-3196, 1999
36. Yanase T, Yashiro T, Takitani K, Kato S, Taniguchi S, Takayanagi R, Nawata H:
Differential expression of PPARγ1 and γ2 isoforms in human adipose tissue. Biochem
Biophys Res Commun 233:320-324, 1997
37. Auboeuf D, Rieusset J, Fajas L, Vallier P, Frering V, Riou JP, Staels B, Auwerx J,
Laville M, Vidal H: Tissue distribution and quantification of the expression of mRNAs of
peroxisome proliferator-activated receptors and liver X receptor-alpha in humans: no
alteration in adipose tissue of obese and NIDDM patients. Diabetes 46:1319-1327, 1997
38. Bogazzi F, Ultimieri F, Raggi F, Russo D, Manetti F, Cosci C, Sardella C, Costa A,
Santini F, Locci T, Bartalena L, Martino E. Abnormal expression of PPAR gamma
isoforms in the subcutaneous adipose tissue of patients with Cushing Disease. Clin
Endocrinol 66:7-12, 2007
ARTIGO 1
35
39. Kannisto K, Pietilainen KH, Ehrenborg E, Rissanen A, Kaprio J, Hamsten A, Iki-
Jarvinen H: Overexpression of 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in adipose tissue
is associated with acquired obesity and features of insulin resistance: studies in young adult
twins. J Clin Endocrinol Metab 89:4414-4421, 2004
40. Wake DJ, Stimson RH, Tan GD, Homer NZM, Andrew R, Karp F, Walker BR:
Effects of peroxisome proliferator-activated receptors-α and γ agonist on 11β-
hydroxysteroid dehydrogenase type 1 in subcutaneous adipose tissue in man. J Clin
Endocrinol Metab 92:1848-1866, 2007
41. Berthiaume M, Sell H, Landode J, Gelinas Y, Tchernof A, Richard D, Deshaies Y:
Actions of PPARγ agonism on adipose tissue remodeling, insulin sensitivity, and lipemia
in the absence of glucocorticoids. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 287:1116-
1123, 2004
42. Boullu-Ciocca S, Paulmyer-Lacroix O, Fina F, Ouafik LH, Alessi MC, Oliver C,
Grino M: Expression of mRNAs coding for glucocorticoid receptor isoforms in obesity.
Obes Res 11:925-928, 2003
43. Bronnegar M, Reynisdottir S, Marcus C, Stierna P, Arner P: Effect of
glucocorticosteroids treatment on glucocorticoid receptor in human adipocyte. J Clin
Endocrinol Metab 80:3608-3612, 1995
44. Basu R, Singh R, Basu A, Johnson CM, Rizza RA: Effect of nutrient ingestion on
total-body and splanchnic cortisol production in humans. Diabetes 55:667-674, 2006
45. Walker BR: Extra-adrenal regeneration of glucorticoids by 11β-hydroxysteroid
dehydrogenase type 1: physiological regulator and pharmacological target for energy
partitioning. Proc Nutr Soc 66:1-8, 2007
ARTIGO 1
36
46. Tomlinson JW, Moore JS, Clark PMS, Holder G, Shakespeare L, Stewart PM:
Weight loss increases 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 1 expression in human
adipose tissue. J Clin Endocrinol Metab 289:2711-2716, 2004
3. Artigo 2
Adipose Tissue 11β-Hydroxysteroid Dehydrogenase Type 1 in Obesity and in
Cushing’s Syndrome.
Espíndola-Antunes D, Kater CE.
Arquivos Brasileiros de Endocrinologia e Metabologia 2007; 51(8):1397-1403.
4. Principais Achados e Conclusões
ANEXOS
46
PRINCIPAIS ACHADOS
Nos pacientes com síndrome de Cushing evidenciamos:
• Índice de massa corporal (IMC) semelhante ao grupo não obeso;
• Circunferência abdominal e do quadril menor apenas que nos obesos grau 3;
• Cortisol salivar maior que nos demais grupos (não obesos e obesos);
• Expressão da 11β-HSD1 em tecido adiposo subcutâneo (SAT) menor que nos obesos
e semelhante aos não obesos;
• Expressão da 11β-HSD1 em tecido adiposo visceral (VAT) semelhante aos não
obesos e aos obesos;
• Expressão do GRα em SAT menor que nos não obesos;
• Expressão do GRα em VAT menor que nos obesos;
• Expressão de PPARγ1 semelhante à de não obesos e obesos em SAT e em VAT;
• Expressão de PPARγ2 menor que a de não obesos em SAT;
• Expressão de PPARγ2 menor que a de obesos grau 1 e 2 em VAT;
• Correlação positiva entre a expressão do RNAm da 11β-HSD1 e do GRα em VAT;
• Correlação positiva entre a expressão da 11β-HSD1 e PPARγ1 em VAT.
ANEXOS
47
Nos pacientes obesos em comparação com não obesos, evidenciamos:
• Maior expressão da 11β-HSD1 em SAT e VAT;
• Menor expressão do GRα em SAT;
• Expressão semelhante do GRα em VAT;
• Expressão do PPARγ1 em SAT maior nos obesos grau 3;
• Expressão do PPARγ1 em VAT menor nos obesos grau 3;
• Menor expressão do PPARγ2 em SAT;
• Maior expressão do PPARγ2 em VAT de obesos grau 1 e 2 (sem significância
estatística);
• Correlação positiva entre a expressão da 11β-HSD1 e GRα em VAT.
No grupo todo (não obesos, obesos e síndrome de Cushing), encontramos:
• Ausência de correlação do cortisol salivar com a expressão dos genes estudados
(11β-HSD1, GRα, PPARγ1 e PPARγ2);
• Correlação positiva dos níveis de 11β-HSD1 e PPARγ1 em SAT;
• Correlação negativa dos níveis de 11β-HSD1 e PPARγ2 em SAT;
• Correlação positiva da expressão da 11β-HSD1 com IMC e circunferência
abdominal (CA);
• Correlação negativa da expressão de GRα com IMC e CA em SAT, mas não em
VAT;
• Correlação positiva dos níveis de PPARγ1 com IMC e CA em SAT;
• Correlação negativa do IMC com a expressão do PPARγ1 em VAT;
• Correlação negativa da CA com a expressão de PPAR
γ2 em SAT.
ANEXOS
48
CONCLUSÕES
A partir desses resultados podemos concluir que:
Na síndrome de Cushing,
• O gene da 11β-HSD1 não apresentou aumento de expressão em SAT ou VAT; aliás,
teve sua expressão diminuída em SAT. Além disso, os níveis de 11β-HSD1 não se
correlacionaram com o cortisol salivar. Em humanos, o hipercortisolismo sérico crônico
parece não estimular a expressão da 11β-HSD1, em contraste com as evidências prévias de
estudos in vitro;
• Os níveis de RNAm do GRα também sofreram diminuição de expressão em SAT e
VAT. Apesar de não ter sido encontrada correlação com os níveis de cortisol salivar, o
hipercortisolismo crônico deve influenciar na diminuição de expressão desse gene;
• Novamente, em contraste com estudos in vitro, o receptor PPARγ2 mostrou
expressão diminuída em SAT e VAT em presença de hipercortisolismo;
• O acúmulo de gordura visceral na Síndrome de Cushing não parece se dever à super-
expressão dos genes da 11β-HSD1, GRα e PPARγ, ao contrário do
que aponta a maioria das evidências.
ANEXOS
49
Na obesidade,
• A 11β-HSD1 mostrou significativo aumento de expressão, tanto em SAT quanto em
VAT, e correlacionou-se com IMC e CA, corroborando a maioria dos estudos prévios;
• O GRα apresentou diminuição de expressão em SAT, provavelmente em
conseqüência do aumento dos níveis de 11β-HSD1 e maior produção local de cortisol, já
que a expressão da enzima correlaciona-se bem com sua função; entretanto, esse efeito não
foi observado em VAT, sugerindo um defeito de regulação que poderia contribuir para a
maior diferenciação de adipócitos e o acúmulo de gordura visceral;
• Os receptores PPARγ1 e PPARγ2 apresentaram ampla variação de expressão,
mostrando que essas duas variantes de processamento de RNA devem ser influenciadas por
uma diversidade de fatores e não simplesmente por parâmetros de obesidade.
No grupo como um todo,
• A 11β-HSD1 é co-expressa com o receptor de GRα em tecido adiposo e apresenta
correlação positiva com esse gene em depósitos viscerais;
• O receptor PPARγ parece ter sua expressão regulada pelos níveis de 11β-HSD1 e
pela produção autócrina de cortisol, mas não pelos seus níveis séricos.
ANEXOS
50
NOVAS DIREÇÕES
• A exposição crônica ao hipercortisolismo da síndrome de Cushing resulta,
surpreendentemente, em redução da expressão da 11β-HSD1;
• Este fato sugere um mecanismo protetor, e não causador, das complicações
metabólicas;
• Esse mecanismo de adaptação homeostática mostra-se semelhante ao que ocorre com
variações de peso corporal em humanos;
• Assim, 11β-HSD1 parece não ser a causa da síndrome metabólica e da
obesidade visceral, mas um modulador da compartimentalização de energia.
5. Anexos
ANEXOS
52
Anexo 1. Parâmetros clínicos e laboratoriais dos indivíduos incluídos no estudo.
N Grupo
Código da
amostra
Iniciais Sexo
Idade
(anos)
Peso
(kg)
Altura
(m)
IMC
(kg/m
2
)
Cintura
(cm)
Quadril
(cm) HAS Dislipidemia
DM2
Cortisol Salivar
(ng/dL)
1
Não obesa n10
SDO F
21
65,9 1,67
24 80
99 Não Não Não
347
2
Não obesa n14
IMPGO F
46
58 1,65
21,3 85
91 Não Não Não
59
3
Não obesa n34
OMC F
80
61,2 1,5
27,2 100
98 Sim Sim Não
272
4
Não obesa n35
RMP F
40
57,7 1,52
24,9 82
92 Não Não Não
171
5
Não obesa n39
CCA F
20
69,9 1,6
27,3 84
103 Não Não Não
302
6
Não obesa n40
SPS F
38
54,5 1,44
26,3 96
97 Sim Sim Não
101
7
Não obesa n47
SM F
33
63,7 1,65
23,4 78
91 Não Não Não
258
8
Não obesa n48
MSAB F
42
66,5 1,56
27,1 89
96 Não Sim Não
107
9
Não obesa n49
NCC F
42
73 1,69
25,5 92
102 Não Não Não
57
10
Não obesa n50
RASD F
53
63,7 1,5
28,3 93
96 Não Não Não
150
11
Cushing c17
ESS F
35
87 1,57
35,3 112
105 Sim Não Não
648
12
Cushing c24
CFM F
38
84 1,7
29 120
130 Sim Não Não
-
13
Cushing c28
MRM F
43
68 1,63
25,6 90
100 Sim Não Não
1.274
14
Cushing c31
KKCA F
81
69,7 1,48
31,8 107
104 Sim Sim Não
611
15
Cushing c33
LPSCA F
57
56 1,56
23 76
84 Sim Não Não
2.680
16
Cushing c41
SAS F
41
95 1,73
31,7 120
107 Sim Sim Não
1.508
17
Cushing c42
MAR F
28
69,2 1,57
28 86
96 Não Não Sim
293
18
Cushing c43
NMV F
25
64,6 1,7
22,6 76
97 Não Não Não
784
19
Cushing c44
MLDFP F
52
79 1,67
28,32 94
107 Sim Não Não
-
20
Cushing c45
LOS F
21
71,5 1,56
29,38 97
109 Não Não Não
-
21
Obesa 1/2 i12
GFM F
61
79 1,61
30,6 110
103,5 Sim Não Não
235
22
Obesa 1/2 i21
MAT F
42
96,7 1,6
37,7 107
120 Não Sim Não
22
23
Obesa 1/2 i30
ASS F
79
88 1,51
38,9 120
116 Não Sim Não
172
24
Obesa 1/2 i36
BMM F
76
72,1 1,53
30,8 93
102 Sim Não Não
92
25
Obesa 1/2 i37
LN F
47
86 1,65
31,6 108
117 Não Não Não
75
26
Obesa 1/2 i53
JA F
47
93,6 1,63
35,22 106
113 Sim Sim Não
130
27
Obesa 1/2 n46
MJL F
58
67,9 1,505
30 90
102 Não Não Não
160
28
Obesa 3 o18
EFC F
57
111,3 1,57
45,2 118
136 Sim Não Não
-
ANEXOS
53
29
Obesa 3 o19
HC F
50
127,5 1,64
47,4 120
139 Não Sim Não
-
30
Obesa 3 o23
PLS F
28
106 1,58
42,5 105
116 Sim Não Não
152
31
Obesa 3 o4
SCPF F
33
148,9 1,71
50,9 128
158 Sim Não Não
53
32
Obesa 3 o6
MLM F
56
95 1,49
42,8 137
112 Sim Sim Não
127
33
Obesa 3 o7
ACP F
27
106 1,62
40,4 112
126 Sim Sim Não
74
34
Obesa 3 o8
SFA F
39
123,1 1,61
47,8 126
151 Sim Não Não
99
35
Obesa 3 o9
GRL F
45
135,9 1,60
53 153,5
155,5 Não Não Não
146
Abreviações: Cintura: circunferência abdominal; Quadril: circunferência do quadril; Cushing: Pacientes com síndrome de Cushing;
HAS: Hipertensão arterial sistêmica; DM2: Diabetes melito tipo 2; IMC: Índice de massa corporal; Obesa 1/2: Obesas grau 1 + obesas grau 2;
Obesa 3: Obesas grau 3.
ANEXOS
54
Anexo 2. Valores de 2
-ΔCt
dos genes estudados.
n Grupo
Código da
amostra
11β-HSD1 SC
11β-HSD1 VC
GRα SC
GRα VC
PPARγ1 SC
PPARγ1 VC
PPARγ2 SC
PPARγ2 VC
1
Não obesa n10 0,091 0,995 0,2575 1,3129 0,4407 4,6194 0,4271 0,2496
2
Não obesa n14 0,0543 0,6772 0,1735 1,322 0,5313 3,5993 0,334 0,0483
3
Não obesa n34 0,1338 0,6319 0,4468 1,9221 0,7943 1,6332 0,6679 1,2993
4
Não obesa n35 0,2056 0,9847 0,4499 2,5275 1,0194 2,8239 0,4242 0,3305
5
Não obesa n39 0,1765 0,5204 0,5062 1,4466 0,8513 2,5275 0,8722 0,1049
6
Não obesa n40 0,1753 0,828 0,3617 1,4466 0,7726 1,7504 0,7437 0,3579
7
Não obesa n47 0,1993 1,0775 0,2847 1,3174 0,9187 4,9682 0,5295 0,237
8
Não obesa n48 0,2289 0,811 0,341 0,8138 0,7411 3,831 0,4069 0,1306
9
Não obesa n49 0,2188 1,1155 0,494 1,1914 1,0054 5,0726 0,6407 0,0889
10
Não obesa n50 0,2313 1,8122 0,277 1,1272 0,7915 0,0051 0,2741 0,2703
11
Cushing c17 0,4083 2,1327 0,114 1,4618 3,6495 2,4584 0,0532 0,3282
12
Cushing c24 0,1197 2,1402 0,0568 1,4873 0,6061 3,3699 0,0084 0,0331
13
Cushing c28 0,4376 1,7504 0,1885 1,2207 1,5886 1,8438 0,0557 0,3836
14
Cushing c31 0,3642 1,1669 0,1214 0,9251 1,2638 1,8438 0,0564 0,3305
15
Cushing c33 0,3506 1,1117 0,1315 1,0159 0,8194 1,1997 0,025 0,1664
16
Cushing c41 0,5295 1,3781 0,1105 0,9847 1,0888 1,4218 0,016 0,0653
17
Cushing c42 0,2938 0,8309 0,3138 1,1956 0,9847 1,03 0,087 0,1569
18
Cushing c43 0,3105 0,5937 0,0416 0,7134 0,8309 1,1194 0,0949 0,0821
19
Cushing c44 0,4183 0,8309 0,1454 0,8752 1,2292 1,3498 0,091 0,1553
20
Cushing c45 0,275 0,828 0,1993 0,8542 2,3097 1,2165 0,0466 0,301
21
Obesa 1/2 i12 0,5474 1,1155 0,1611 1,6332 1,3906 0,8998 0,0213 0,9611
22
Obesa 1/2 i21 0,4083 1,5886 0,1687 3,101 1,0738 1,4267 0,0383 0,8194
23
Obesa 1/2 i30 1,1078 2,3258 0,1536 3,9524 6,0114 4,4466 0,0409 1,3358
24
Obesa 1/2 i36 1,0775 2,0247 0,2593 3,3583 4,9854 2,3501 0,0673 2,231
25
Obesa 1/2 i37 0,5406 2,3995 0,1385 5,3063 0,6564 2,4669 0,0417 2,208
26
Obesa 1/2 i53 1,0229 1,3038 0,1469 1,8122 2,3912 1,135 0,0815 0,302
27
Obesa 1/2 n46 0,1771 0,9187 0,2938 0,524 0,7888 2,2156 0,3248 0,2403
28
Obesa 3 o18 0,5295 2,4841 0,1039 1,9625 1,7444 1,1002 0,0158 0,207
ANEXOS
55
29
Obesa 3 o19 0,621 1,8761 0,057 1,3686 2,1625 2,5896 0,0057 0,0933
30
Obesa 3 o23 0,6633 1,8311 0,2173 2,7183 3,2215 1,7687 0,059 0,3374
31
Obesa 3 o4 0,4055 0,828 0,3127 0,9187 1,3734 0,6796 0,0849 0,1105
32
Obesa 3 o6 0,7888 2,9033 0,1783 2,1927 2,2938 1,1194 0,0669 0,1201
33
Obesa 3 o7 1,1549 1,3451 0,3159 0,8572 2,2938 0,9577 0,276 0,1017
34
Obesa 3 o8 0,2927 0,5501 0,01 0,6474 0,8813 0,7385 0,0082 0,0282
35
Obesa 3 o9 0,2638 1,0888 0,0774 1,4317 0,7109 1,2039 0,079 0,0933
Abreviações: 11β-Hidroxisteróide desidrogenase tipo 1: 11β-HSD1; “Cycle threshold”: Ct; Receptor glicocorticóide isoforma alfa: GRα;
Receptor gama ativado pelo proliferador do peroxissomo: PPARγ; Tecido adiposo subcutâneo: SAT; Tecido adiposo visceral: VAT.
ANEXOS
56
Anexo 3. Valores do Ct do gene em estudo e do gene normatizador 18S.
11β-HSD1 em tecido adiposo subcutâneo
N Grupo
Código da
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 33,72 33,62 0,15 16,87 0,281 16,75
0,091044
1
Não obesa
n10 33,51
n14 33,85 34,09 0,33 16,595 0,604 17,49
0,054323
2
Não obesa
n14 34,32
n34 33,3 33,27 0,05 17,08 0,101 16,19
0,133759
3
Não obesa
n34 33,24
n35 32,65 32,76 0,15 17,19 0,111 15,57
0,205572
4
Não obesa
n35 32,87
n39 32,56 32,80 0,34 17,01 0,12 15,79
0,176497
5
Não obesa
n39 33,04
n40 33,14 32,82 0,46 17,015 0,274 15,80
0,175277
6
Não obesa
n40 32,49
n47 32,63 32,71 0,11 17,095 0,049 15,62
0,199258
7
Não obesa
n47 32,79
n48 32,61 32,98 0,52 17,56 0,253 15,42
0,228888
8
Não obesa
n48 33,34
n49 32,03 32,22 0,26 16,735 0,313 15,48
0,218804
9
Não obesa
n49 32,4
n50 31,78 31,79 0,01 16,385 0,054 15,40
0,23128
10
Não obesa
n50 31,79
c17 33,31 33,17 0,20 18,59 0,492 14,58
0,408303
11
Cushing
c17 33,03
c24 33,88 33,32 0,79 16,97 2,77 16,35
0,119718
12
Cushing
c24 32,76
c28 33,15 32,69 0,66 18,205 0,474 14,48
0,437608
13
Cushing
c28 32,22
c31 31,85 31,77 0,12 17,025 0,167 14,75
0,364177
14
Cushing
c31 31,69
c33 32,89 32,48 0,58 17,68 0,184 14,80
0,350555
15
Cushing
c33 32,07
c41 32,9 32,27 0,89 18,065 0,221 14,21
0,529504
16
Cushing
c41 31,64
ANEXOS
57
c42 33,15 32,75 0,57 17,695 0,137 15,06
0,293761
17
Cushing
c42 32,35
c43 32,49 32,42 0,11 17,44 0,047 14,98
0,31051
18
Cushing
c43 32,34
c44 33,29 33,18 0,16 18,635 0,57 14,55
0,41833
19
Cushing
c44 33,07
c45 33,26 33,15 0,16 17,995 0,748 15,15
0,27504
20
Cushing
c45 33,03
i12 32,34 32,25 0,14 18,088 14,16
0,547417
21
Obesa 1/2
i12 32,15
i21 32,34 32,50 0,23 17,915 0,047 14,58
0,408303
22
Obesa 1/2
i21 32,65
i30 33,22 32,62 0,85 19,475 0,22 13,14
1,107811
23
Obesa 1/2
i30 32,01
i36 32,65 32,35 0,42 19,17 0,228 13,18
1,077518
24
Obesa 1/2
i36 32,05
n48 32,61 32,98 0,52 17,56 0,253 15,42
0,228888
25
Obesa 1/2
n48 33,34
i53 31,58 31,66 0,11 18,4 0,31 13,26
1,022934
26
Obesa 1/2
i53 31,73
n46 32,46 32,60 0,20 16,815 0,413 15,79
0,177109
27
Obesa 1/2
n46 32,74
o18 32,14 32,68 0,75 18,47 0,497 14,21
0,529504
28
Obesa 3
o18 33,21
o19 33,47 33,29 0,25 19,315 0,192 13,98
0,62102
29
Obesa 3
o19 33,11
o23 31,98 31,98 0,01 18,1 0,325 13,88
0,66329
30
Obesa 3
o23 31,98
o4 32,84 32,66 0,26 18,065 0,687 14,59
0,405483
31
Obesa 3
o4 32,47
o6 31,69 32,42 1,03 18,785 0,606 13,63
0,78879
32
Obesa 3
o6 33,14
o7 31,44 32,13 0,98 19,05 1,114 13,08
1,154856
33 Obesa 3
o7 32,82
o8 32,22 32,71 0,70 17,65 0,137 15,06
0,292744
34
Obesa 3
o8 33,2
o9 31,11 31,91 1,13 16,695 0,188 15,21
0,263836
35
Obesa 3
o9 32,7
ANEXOS
11β-HSD1 em tecido adiposo visceral
N Grupo
Código da
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 30,35 30,35 17,06 0,08 13,30
0,994961
1
Não obesa
n10 37,8
n14 30,41 30,42 0,01 16,57 0,24 13,85
0,677227
2
Não obesa
n14 30,42
n34 29,42 29,42 15,47 0,25 13,95
0,631876
3
Não obesa
n34 Indeterminado
n35 28,83 28,93 0,15 15,62 0,13 13,31
0,98467
4
Não obesa
n35 29,03
n39 30,07 30,04 0,05 15,81 0,05 14,23
0,520407
5
Não obesa
n39 30
n40 28,3 28,66 0,50 15,10 0,09 13,56
0,828006
6
Não obesa
n40 29,01
n47 29,73 29,83 0,14 16,65 0,91 13,18
1,077518
7
Não obesa
n47 29,93
n48 30,09 30,43 0,48 16,84 0,91 13,59
0,810965
8
Não obesa
n48 30,77
n49 31,03 31,00 0,04 17,87 1,09 13,13
1,115517
9
Não obesa
n49 30,97
n50 29,73 29,99 0,37 17,56 0,23 12,43
1,812163
10
Não obesa
n50 30,25
c17 28,3 28,39 0,12 16,20 0,21 12,20
2,132746
11
Cushing
c17 28,48
c24 29,55 29,30 0,36 17,11 0,18 12,19
2,140151
12
Cushing
c24 29,05
c28 28,39 28,05 0,49 15,57 0,03 12,48
1,750434
13
Cushing
c28 27,71
c31 28,7 28,70 15,64 0,11 13,07
1,166925
14
Cushing
c31 30,74
c33 28,52 28,39 0,19 15,25 0,02 13,14
1,111658
15
Cushing
c33 28,25
c41 28,22 28,02 0,29 15,19 0,07 12,83
1,37813
16
Cushing
c41 27,81
c42 29,2 29,13 0,10 15,58 0,09 13,56
0,83088
17
Cushing
c42 29,06
58
ANEXOS
c43 29,09 29,08 0,01 15,04 0,13 14,04
0,593661
18
Cushing
c43 29,07
c44 28,84 28,72 0,18 15,16 0,15 13,56
0,83088
19
Cushing
c44 28,59
c45 28,65 28,76 0,15 15,20 0,24 13,56
0,828006
20
Cushing
c45 28,86
i12 28,87 29,02 0,21 15,89 0,16 13,13
1,115517
21
Obesa 1/2
i12 29,17
i21 28,48 28,39 0,12 15,77 0,08 12,62
1,588552
22
Obesa 1/2
i21 28,3
i30 28,66 28,42 0,35 16,35 0,39 12,07
2,325776
23
Obesa 1/2
i30 28,17
i36 27,78 27,69 0,12 15,42 0,18 12,27
2,024706
24
Obesa 1/2
i36 27,6
i37 27,12 27,14 0,03 15,12 0,20 12,03
2,399464
25
Obesa 1/2
i37 27,16
i53 28,61 28,62 0,01 15,71 0,52 12,91
1,303791
26
Obesa 1/2
i53 28,62
n46 30,48 30,54 0,09 17,13 0,21 13,41
0,91873
27
Obesa 1/2
n46 30,6
o18 28,04 28,30 0,37 16,33 0,31 11,98
2,484081
28
Obesa 3
o18 28,56
o19 28,79 29,12 0,46 16,74 0,24 12,38
1,876068
29
Obesa 3
o19 29,44
o23 29,06 29,10 0,06 16,69 0,34 12,42
1,831102
30
Obesa 3
o23 29,14
o4 29,2 29,26 0,09 15,70 0,31 13,56
0,828006
31
Obesa 3
o4 29,32
o6 28,58 28,44 0,21 16,69 0,30 11,75
2,903338
32
Obesa 3
o6 28,29
o7 29,04 29,03 0,02 16,17 0,41 12,86
1,345099
33 Obesa 3
o7 29,01
o8 30,62 30,57 0,08 16,42 0,15 14,15
0,55008
34
Obesa 3
o8 30,51
o9 28,48 29,11 0,89 15,95 0,27 13,17
1,08878
35
Obesa 3
o9 29,74
59
ANEXOS
60
GRα em tecido adiposo subcutâneo
N Grupo
Códigoda
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 31,83 32,12 0,40 16,87 0,281 15,25
0,257512
1
Não obesa
n10 32,4
n14 32,96 32,41 0,78 16,595 0,604 15,82
0,173465
2
Não obesa
n14 31,86
n34 31,75 31,53 0,32 17,08 0,101 14,45
0,446803
3
Não obesa
n34 31,31
n35 31,98 31,63 0,49 17,19 0,111 14,44
0,449911
4
Não obesa
n35 31,28
n39 31,08 31,28 0,28 17,01 0,12 14,27
0,506176
5
Não obesa
n39 31,48
n40 32,09 31,77 0,46 17,015 0,274 14,76
0,361662
6
Não obesa
n40 31,45
n47 31,92 32,20 0,39 17,095 0,049 15,10
0,284739
7
Não obesa
n47 32,47
n48 32,58 32,40 0,25 17,56 0,253 14,84
0,340969
8
Não obesa
n48 32,22
n49 31,07 31,04 0,05 16,735 0,313 14,31
0,494044
9
Não obesa
n49 31,01
n50 31,57 31,53 0,07 16,385 0,054 15,14
0,276953
10
Não obesa
n50 31,48
c17 35,26 35,01 0,35 18,59 0,492 16,42
0,114048
11
Cushing
c17 34,76
c24 33,47 34,40 1,31 16,97 2,77 17,43
0,056827
12
Cushing
c24 35,32
c28 34,02 33,90 0,17 18,205 0,474 15,70
0,18851
13
Cushing
c28 33,78
c31 33,77 33,36 0,59 17,025 0,167 16,33
0,121389
14
Cushing
c31 32,94
c33 34,12 33,90 0,32 17,68 0,184 16,22
0,131462
15
Cushing
c33 33,67
c41 34,79 34,53 0,37 18,065 0,221 16,47
0,110546
16
Cushing
c41 34,27
c42 32,86 32,66 0,29 17,695 0,137 14,96
0,313755
17
Cushing
c42 32,45
ANEXOS
61
c43 36,3 35,32 1,40 17,44 0,047 17,88
0,0416
18
Cushing
c43 34,33
c44 34,5 34,71 0,29 18,635 0,57 16,07
0,145361
19
Cushing
c44 34,91
c45 33,18 33,61 0,61 17,995 0,748 15,62
0,199258
20
Cushing
c45 34,04
i12 33,52 34,01 0,69 18,088 15,92
0,161065
21
Obesa 1/2
i12 34,5
i21 33,47 33,77 0,42 17,915 0,047 15,86
0,168721
22
Obesa 1/2
i21 34,07
i30 36,16 35,47 0,98 19,475 0,22 15,99
0,153649
23
Obesa 1/2
i30 34,77
i36 34,32 34,41 0,11 19,17 0,228 15,24
0,259303
24
Obesa 1/2
i36 34,49
i37 32,79 33,31 0,73 17,165 0,331 16,14
0,138476
25
Obesa 1/2
i37 33,82
i53 33,74 34,46 1,01 18,4 0,31 16,06
0,14688
26
Obesa 1/2
i53 35,17
n46 31,71 31,87 0,23 16,815 0,413 15,06
0,293761
27
Obesa 1/2
n46 32,03
o18 34,71 35,03 0,44 18,47 0,497 16,56
0,10386
28
Obesa 3
o18 35,34
o19 36,12 36,74 0,87 19,315 0,192 17,42
0,057024
29
Obesa 3
o19 37,35
o23 33,59 33,59 0,00 18,1 0,325 15,49
0,217293
30
Obesa 3
o23 33,59
o4 32,89 33,03 0,20 18,065 0,687 14,97
0,31267
31
Obesa 3
o4 33,17
o6 35,51 34,56 1,34 18,785 0,606 15,78
0,178341
32 Obesa 3
o6 33,61
o7 32,42 34,00 2,24 19,05 1,114 14,95
0,315938
33 Obesa 3
o7 35,58
o8 39,25 37,58 2,37 17,65 0,137 19,93
0,010046
34
Obesa 3
o8 35,9
o9 33,81 33,68 0,19 16,695 0,188 16,98
0,077359
35 Obesa 3
o9 33,54
ANEXOS
62
GRα em tecido adiposo visceral
N Grupo
Código da
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 29,64 29,95 0,44 17,06 0,08 12,90
1,312859
1
Não obesa
n10 30,26
n14 29,3 29,45 0,21 16,57 0,24 12,89
1,321991
2
Não obesa
n14 29,6
n34 27,54 27,82 0,39 15,47 0,25 12,35
1,922139
3
Não obesa
n34 28,09
n35 27,4 27,57 0,24 15,62 0,13 11,95
2,527502
4
Não obesa
n35 27,74
n39 28,5 28,56 0,08 15,81 0,05 12,76
1,446646
5
Não obesa
n39 28,62
n40 27,88 27,85 0,05 15,10 0,09 12,76
1,446646
6
Não obesa
n40 27,82
n47 29,47 29,54 0,11 16,65 0,91 12,89
1,317417
7
Não obesa
n47 29,61
n48 29,89 30,43 0,75 16,84 0,91 13,59
0,813781
8
Não obesa
n48 30,96
n49 30,59 30,91 0,44 17,87 1,09 13,04
1,191445
9
Não obesa
n49 31,22
n50 30,1 30,68 0,81 17,56 0,23 13,12
1,127176
10
Não obesa
n50 31,25
c17 29,4 28,94 0,66 16,20 0,21 12,74
1,461766
11
Cushing
c17 28,47
c24 28,55 29,83 1,80 17,11 0,18 12,72
1,487317
12
Cushing
c24 31,1
c28 28,77 28,57 0,28 15,57 0,03 13,00
1,220703
13
Cushing
c28 28,37
c31 29,09 29,04 0,08 15,64 0,11 13,40
0,92512
14
Cushing
c31 28,98
c33 29,06 28,52 0,77 15,25 0,02 13,27
1,015868
15
Cushing
c33 27,97
c41 28,59 28,50 0,13 15,19 0,07 13,31
0,98467
16
Cushing
c41 28,41
c42 28,3 28,61 0,43 15,58 0,09 13,03
1,195581
17
Cushing
c42 28,91
ANEXOS
63
c43 29,02 28,82 0,29 15,04 0,13 13,78
0,713365
18
Cushing
c43 28,61
c44 28,82 28,64 0,26 15,16 0,15 13,48
0,875217
19
Cushing
c44 28,46
c45 28,31 28,71 0,57 15,20 0,24 13,52
0,854239
20
Cushing
c45 29,11
i12 28,63 28,47 0,23 15,89 0,16 12,58
1,633212
21
Obesa 1/2
i12 28,31
i21 27,05 27,43 0,53 15,77 0,08 11,66
3,100955
22
Obesa 1/2
i21 27,8
i30 27,58 27,65 0,09 16,35 0,39 11,31
3,952355
23
Obesa 1/2
i30 27,72
i36 27,2 26,96 0,34 15,42 0,18 11,54
3,358256
24
Obesa 1/2
i36 26,72
i37 26,36 26,00 0,52 15,12 0,20 10,88
5,306323
25
Obesa 1/2
i37 25,63
i53 28,41 28,14 0,38 15,71 0,52 12,43
1,812163
26
Obesa 1/2
i53 27,87
n46 29,71 31,35 2,32 17,13 0,21 14,22
0,524027
27
Obesa 1/2
n46 32,99
o18 28,5 28,64 0,19 16,33 0,31 12,32
1,962527
28
Obesa 3
o18 28,78
o19 30,05 29,57 0,68 16,74 0,24 12,84
1,368611
29
Obesa 3
o19 29,09
o23 28,48 28,53 0,07 16,69 0,34 11,85
2,718314
30
Obesa 3
o23 28,58
o4 29,86 29,11 1,06 15,70 0,31 13,41
0,91873
31
Obesa 3
o4 28,36
o6 29,8 28,84 1,35 16,69 0,30 12,16
2,192706
32 Obesa 3
o6 27,88
o7 30,5 29,68 1,17 16,17 0,41 13,51
0,857205
33 Obesa 3
o7 28,85
o8 29,72 30,33 0,86 16,42 0,15 13,92
0,647392
34
Obesa 3
o8 30,94
o9 29,3 28,72 0,82 15,95 0,27 12,77
1,431683
35 Obesa 3
o9 28,13
ANEXOS
64
PPARγ1 em tecido adiposo subcutâneo
N Grupo
Código da
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 31,31 31,34 0,04 16,87 0,281 14,47
0,440652
1
Não obesa
n10 31,37
n14 30,77 30,80 0,04 16,595 0,604 14,20
0,531342
2
Não obesa
n14 30,82
n34 31,09 30,70 0,56 17,08 0,101 13,62
0,794276
3
Não obesa
n34 30,31
n35 30,53 30,45 0,11 17,19 0,111 13,26
1,019394
4
Não obesa
n35 30,37
n39 30,77 30,53 0,34 17,01 0,12 13,52
0,851284
5
Não obesa
n39 30,29
n40 30,64 30,68 0,05 17,015 0,274 13,66
0,772557
6
Não obesa
n40 30,71
n47 30,57 30,51 0,09 17,095 0,049 13,41
0,91873
7
Não obesa
n47 30,44
n48 31,55 31,28 0,38 17,56 0,253 13,72
0,741086
8
Não obesa
n48 31,01
n49 30,46 30,02 0,63 16,735 0,313 13,28
1,00536
9
Não obesa
n49 29,57
n50 29,75 30,01 0,37 16,385 0,054 13,63
0,791528
10
Não obesa
n50 30,27
c17 29,72 30,01 0,40 18,59 0,492 11,42
3,649534
11
Cushing
c17 30,3
c24 30,44 30,98 0,77 16,97 2,77 14,01
0,606136
12
Cushing
c24 31,52
c28 30,76 30,83 0,09 18,205 0,474 12,62
1,588552
13
Cushing
c28 30,89
c31 29,86 29,98 0,16 17,025 0,167 12,95
1,263751
14
Cushing
c31 30,09
c33 31,24 31,26 0,02 17,68 0,184 13,58
0,819441
15
Cushing
c33 31,27
c41 31,09 31,23 0,19 18,065 0,221 13,17
1,08878
16
Cushing
c41 31,37
c42 31,17 31,01 0,23 17,695 0,137 13,31
0,98467
17
Cushing
c42 30,84
ANEXOS
65
c43 30,93 31,00 0,09 17,44 0,047 13,56
0,83088
18
Cushing
c43 31,06
c44 31,46 31,63 0,23 18,635 0,57 12,99
1,229194
19
Cushing
c44 31,79
c45 29,85 30,08 0,31 17,995 0,748 12,08
2,309711
20
Cushing
c45 30,3
i12 30,78 30,90 0,17 18,088 12,81
1,390605
21
Obesa 1/2
i12 31,02
i21 30,92 31,10 0,26 17,915 0,047 13,19
1,07379
22
Obesa 1/2
i21 31,28
i30 30,12 30,18 0,08 19,475 0,22 10,70
6,011447
23
Obesa 1/2
i30 30,23
i36 30,23 30,14 0,13 19,17 0,228 10,97
4,985411
24
Obesa 1/2
i36 30,05
i37 30,1 31,06 1,36 17,165 0,331 13,90
0,65643
25
Obesa 1/2
i37 32,02
i53 29,69 30,43 1,05 18,4 0,31 12,03
2,391163
26
Obesa 1/2
i53 31,17
n46 30,42 30,45 0,03 16,815 0,413 13,63
0,78879
27
Obesa 1/2
n46 30,47
o18 29,61 30,96 1,90 18,47 0,497 12,49
1,744378
28
Obesa 3
o18 32,3
o19 31,96 31,49 0,66 19,315 0,192 12,18
2,162518
29
Obesa 3
o19 31,02
o23 29,74 29,70 0,06 18,1 0,325 11,60
3,221455
30
Obesa 3
o23 29,66
o4 30,38 30,90 0,73 18,065 0,687 12,83
1,373362
31
Obesa 3
o4 31,41
o6 30,59 30,88 0,41 18,785 0,606 12,09
2,293757
32 Obesa 3
o6 31,16
o7 30,65 31,14 0,69 19,05 1,114 12,09
2,293757
33 Obesa 3
o7 31,63
o8 30,75 31,12 0,52 17,65 0,137 13,47
0,881304
34
Obesa 3
o8 31,49
o9 30,16 30,48 0,45 16,695 0,188 13,78
0,710897
35 Obesa 3
o9 30,79
ANEXOS
66
PPARγ1 em tecido adiposo visceral
n Grupo
Código da
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 28,55 28,14 0,58 17,06 0,08 11,08
4,619422
1
Não obesa
n10 27,72
n14 27,87 28,01 0,19 16,57 0,24 11,44
3,59929
2
Não obesa
n14 28,14
n34 27,91 28,05 0,20 15,47 0,25 12,58
1,633212
3
Não obesa
n34 28,19
n35 27,46 27,41 0,07 15,62 0,13 11,79
2,823946
4
Não obesa
n35 27,36
n39 27,57 27,76 0,26 15,81 0,05 11,95
2,527502
5
Não obesa
n39 27,94
n40 27,64 27,58 0,09 15,10 0,09 12,48
1,750434
6
Não obesa
n40 27,51
n47 27,63 27,63 0,01 16,65 0,91 10,98
4,968163
7
Não obesa
n47 27,62
n48 28,27 28,19 0,11 16,84 0,91 11,35
3,830977
8
Não obesa
n48 28,11
n49 28,96 28,82 0,21 17,87 1,09 10,95
5,072554
9
Não obesa
n49 28,67
n50 47,26 38,47 12,44 17,56 0,23 20,91
0,005093
10
Não obesa
n50 29,67
c17 28,67 28,19 0,69 16,20 0,21 11,99
2,458388
11
Cushing
c17 27,7
c24 28,25 28,65 0,56 17,11 0,18 11,54
3,369915
12
Cushing
c24 29,04
c28 27,73 27,98 0,35 15,57 0,03 12,41
1,843839
13
Cushing
c28 28,22
c31 27,9 28,04 0,19 15,64 0,11 12,41
1,843839
14
Cushing
c31 28,18
c33 28,19 28,28 0,12 15,25 0,02 13,03
1,199732
15
Cushing
c33 28,36
c41 28,11 27,97 0,20 15,19 0,07 12,78
1,421794
16
Cushing
c41 27,83
c42 28,87 28,82 0,07 15,58 0,09 13,25
1,030049
17
Cushing
c42 28,77
ANEXOS
67
c43 28,26 28,17 0,13 15,04 0,13 13,13
1,11939
18
Cushing
C43 28,07
c44 28,01 28,02 0,01 15,16 0,15 12,86
1,349769
19
Cushing
c44 28,02
c45 28 28,20 0,29 15,20 0,24 13,01
1,21648
20
Cushing
c45 28,4
i12 29,28 29,33 0,07 15,89 0,16 13,44
0,899823
21
Obesa 1/2
i12 29,38
i21 28,51 28,55 0,05 15,77 0,08 12,78
1,42673
22
Obesa 1/2
i21 28,58
i30 27,8 27,48 0,45 16,35 0,39 11,14
4,44663
23
Obesa 1/2
i30 27,16
i36 27,51 27,48 0,05 15,42 0,18 12,06
2,350084
24
Obesa 1/2
i36 27,44
i37 27,47 27,10 0,52 15,12 0,20 11,99
2,466922
25
Obesa 1/2
i37 26,73
i53 28,5 28,82 0,44 15,71 0,52 13,11
1,135016
26
Obesa 1/2
i53 29,13
n46 29,27 29,27 0,00 17,13 0,21 12,14
2,215623
27
Obesa 1/2
n46 29,27
o18 29,62 29,48 0,20 16,33 0,31 13,15
1,100159
28
Obesa 3
o18 29,33
o19 29,35 28,65 0,99 16,74 0,24 11,92
2,58957
29
Obesa 3
o19 27,95
o23 29,08 29,15 0,10 16,69 0,34 12,47
1,768728
30
Obesa 3
o23 29,22
o4 29,45 29,55 0,14 15,70 0,31 13,85
0,679579
31
Obesa 3
o4 29,64
o6 30,1 29,81 0,41 16,69 0,30 13,13
1,11939
32 Obesa 3
o6 29,52
o7 29,28 29,52 0,34 16,17 0,41 13,35
0,957744
33 Obesa 3
o7 29,75
o8 30,11 30,14 0,04 16,42 0,15 13,73
0,738522
34
Obesa 3
o8 30,17
o9 29,21 28,97 0,35 15,95 0,27 13,02
1,203897
35 Obesa 3
o9 28,72
ANEXOS
68
PPARγ2 em tecido adiposo subcutâneo
N Grupo
Código da
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 31,01 31,39 0,53 16,87 0,281 14,52
0,42712
1
Não obesa
n10 31,76
n14 31,34 31,47 0,18 16,595 0,604 14,87
0,333952
2
Não obesa
n14 31,59
n34 30,72 30,95 0,32 17,08 0,101 13,87
0,667904
3
Não obesa
n34 31,18
n35 31,46 31,72 0,36 17,19 0,111 14,53
0,424169
4
Não obesa
n35 31,97
n39 30,31 30,50 0,27 17,01 0,12 13,49
0,872189
5
Não obesa
n39 30,68
n40 30,97 30,73 0,34 17,015 0,274 13,72
0,743659
6
Não obesa
n40 30,49
n47 31,22 31,30 0,11 17,095 0,049 14,21
0,529504
7
Não obesa
n47 31,38
n48 31,91 32,15 0,33 17,56 0,253 14,59
0,40689
8
Não obesa
n48 32,38
n49 30,95 30,67 0,40 16,735 0,313 13,93
0,640696
9
Não obesa
n49 30,38
n50 31,76 31,54 0,31 16,385 0,054 15,16
0,274088
10
Não obesa
n50 31,32
c17 36,04 36,11 0,09 18,59 0,492 17,52
0,053205
11
Cushing
c17 36,18
c24 36,5 37,16 0,93 16,97 2,77 20,19
0,008389
12
Cushing
c24 37,81
c28 35,07 35,66 0,83 18,205 0,474 17,46
0,055657
13
Cushing
c28 36,25
c31 33,26 34,46 1,69 17,025 0,167 17,44
0,056434
14
Cushing
c31 35,66
c33 37,05 36,29 1,08 17,68 0,184 18,61
0,024994
15
Cushing
c33 35,53
c41 37,52 37,32 0,29 18,065 0,221 19,25
0,016039
16
Cushing
c41 37,11
c42 34,57 34,51 0,09 17,695 0,137 16,81
0,087033
17
Cushing
c42 34,44
ANEXOS
69
c43 32,61 34,13 2,15 17,44 0,047 16,69
0,094911
18
Cushing
c43 35,64
c44 34,39 35,38 1,40 18,635 0,57 16,75
0,091044
19
Cushing
c44 36,37
c45 35,24 35,71 0,66 17,995 0,748 17,71
0,04664
20
Cushing
c45 36,17
i12 36,87 36,93 0,08 18,088 18,84
0,021281
21
Obesa 1/2
i12 36,99
i21 35,72 35,91 0,26 17,915 0,047 18,00
0,038279
22
Obesa 1/2
i21 36,1
i30 38,02 37,38 0,91 19,475 0,22 17,90
0,040885
23
Obesa 1/2
i30 36,73
i36 36,46 36,35 0,15 19,17 0,228 17,18
0,067345
24
Obesa 1/2
i36 36,24
i37 34,52 35,04 0,73 17,165 0,331 17,87
0,041744
25
Obesa 1/2
i37 35,55
i53 34,68 35,31 0,89 18,4 0,31 16,91
0,081487
26
Obesa 1/2
i53 35,93
n46 31,64 31,73 0,12 16,815 0,413 14,91
0,32482
27
Obesa 1/2
n46 31,81
o18 37,65 37,75 0,14 18,47 0,497 19,28
0,015763
28
Obesa 3
o18 37,84
o19 40 40,06 0,08 19,315 0,192 20,75
0,00569
29
Obesa 3
o19 40,12
o23 35,16 35,47 0,44 18,1 0,325 17,37
0,059035
30
Obesa 3
o23 35,78
o4 35,12 34,91 0,30 18,065 0,687 16,85
0,084947
31
Obesa 3
o4 34,7
o6 36,33 35,98 0,50 18,785 0,606 17,19
0,06688
32 Obesa 3
o6 35,62
o7 33,42 34,20 1,09 19,05 1,114 15,15
0,275995
33 Obesa 3
o7 34,97
o8 40,55 37,87 3,80 17,65 0,137 20,22
0,008216
34
Obesa 3
o8 35,18
o9 33,25 33,65 0,56 16,695 0,188 16,95
0,078984
35 Obesa 3
o9 34,04
ANEXOS
70
PPARγ2 em tecido adiposo visceral
N Grupo
Código da
amostra
Ct da amostra
(duplicata) Ct médio da amostra DP Ct da amostra Ct médio 18S DP Ct do 18S Delta 2
-ΔCt
n10 32,35 32,35 0,01 17,06 0,08 15,29
0,249604
1
Não obesa
n10 32,34
n14 33,9 34,23 0,46 16,57 0,24 17,66
0,048285
2
Não obesa
n14 34,55
n34 28,54 28,38 0,23 15,47 0,25 12,91
1,29928
3
Não obesa
n34 28,22
n35 30,31 30,51 0,28 15,62 0,13 14,89
0,330498
4
Não obesa
n35 30,7
n39 32,08 32,35 0,37 15,81 0,05 16,54
0,104946
5
Não obesa
n39 32,61
n40 29,33 29,87 0,75 15,10 0,09 14,77
0,357921
6
Não obesa
n40 30,4
n47 32,14 32,02 0,18 16,65 0,91 15,37
0,236959
7
Não obesa
n47 31,89
n48 32,32 33,07 1,05 16,84 0,91 16,23
0,130553
8
Não obesa
n48 33,81
n49 34,4 34,65 0,36 17,87 1,09 16,78
0,088862
9
Não obesa
n49 34,9
n50 32,4 32,74 0,48 17,56 0,23 15,18
0,270315
10
Não obesa
n50 33,07
c17 31,29 31,09 0,29 16,20 0,21 14,90
0,328215
11
Cushing
c17 30,89
c24 35,39 35,32 0,11 17,11 0,18 18,21
0,033094
12
Cushing
c24 35,24
c28 30,16 30,24 0,12 15,57 0,03 14,67
0,38361
13
Cushing
c28 30,32
c31 29,97 30,52 0,77 15,64 0,11 14,89
0,330498
14
Cushing
c31 31,07
c33 31,48 31,13 0,50 15,25 0,02 15,88
0,166398
15
Cushing
c33 30,77
c41 31,6 32,42 1,15 15,19 0,07 17,23
0,065277
16
Cushing
c41 33,23
c42 31,54 31,54 0,01 15,58 0,09 15,96
0,156878
17
Cushing
c42 31,53
ANEXOS
71
c43 32,08 31,94 0,21 15,04 0,13 16,90
0,082054
18
Cushing
c43 31,79
c44 31,08 31,14 0,08 15,16 0,15 15,98
0,155255
19
Cushing
c44 31,19
c45 30,62 30,22 0,58 15,20 0,24 15,02
0,300974
20
Cushing
c45 29,81
i12 29,32 29,24 0,13 15,89 0,16 13,35
0,961069
21
Obesa 1/2
i12 29,15
i21 29,1 29,35 0,35 15,77 0,08 13,58
0,819441
22
Obesa 1/2
i21 29,59
i30 29,14 29,22 0,11 16,35 0,39 12,87
1,335808
23
Obesa 1/2
i30 29,29
i36 27,54 27,55 0,01 15,42 0,18 12,13
2,231034
24
Obesa 1/2
i36 27,56
i37 27,55 27,26 0,41 15,12 0,20 12,15
2,207957
25
Obesa 1/2
i37 26,97
i53 31,3 30,73 0,81 15,71 0,52 15,02
0,302019
26
Obesa 1/2
i53 30,15
n46 32,23 32,48 0,35 17,13 0,21 15,35
0,240267
27
Obesa 1/2
n46 32,72
o18 31,61 31,89 0,38 16,33 0,31 15,56
0,207001
28
Obesa 3
o18 32,16
o19 33,16 33,45 0,40 16,74 0,24 16,71
0,09328
29
Obesa 3
o19 33,73
o23 30,97 31,54 0,80 16,69 0,34 14,86
0,337442
30
Obesa 3
o23 32,11
o4 32,16 32,17 0,01 15,70 0,31 16,47
0,110546
31
Obesa 3
o4 32,17
o6 32,82 33,03 0,30 16,69 0,30 16,35
0,120134
32 Obesa 3
o6 33,24
o7 32,06 32,75 0,97 16,17 0,41 16,59
0,101723
33 Obesa 3
o7 33,44
o8 35,26 34,85 0,58 16,42 0,15 18,44
0,028217
34
Obesa 3
o8 34,44
o9 33,17 32,66 0,73 15,95 0,27 16,71
0,09328
35 Obesa 3
o9 32,14
Abreviações: 11β-Hidroxisteróide desidrogenase tipo 1: 11β-HSD1; “Cycle threshold”: Ct; DP: Desvio padrão; Receptor glicocorticóide isoforma alfa: GRα;
Receptor gama ativado pelo proliferador do peroxissomo: PPARγ; Tecido adiposo subcutâneo: SAT; Tecido adiposo visceral: VAT.
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