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UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO
DEPARTAMENTO DE PESCA E AQÜICULTURA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS PESQUEIROS E AQÜICULTURA
WANESSA DE MELO COSTA
CRESCIMENTO POPULACIONAL DE ROTÍFE ROS
Brachionus plicatilis Müller, 1786, CULTIVADOS COM MICROALGAS
E DIETA FORMULADA.
Recife, PE
Fevereiro - 2008
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1
UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO
DEPARTAMENTO DE PESCA E AQÜICULTURA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS PESQUEIROS E AQÜICULTURA
WANESSA DE MELO COSTA
CRESCIMENTO POPULACIONAL DE ROTÍFE ROS
Brachionus plicatilis Müller, 1786, CULTIVADOS COM MICROALGAS
E DIETA FORMULADA.
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Recursos Pesqueiros e
Aqüicultura da Universidade Federal Rural de
Pernambuco como parte dos requisitos para
obtenção do título de Mestre em Recursos
Pesqueiros e Aqüicultura.
Orientador: Alfredo Olivera Gálvez, Dr.
Recife, PE
Fevereiro - 2008
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UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO
DEPARTAMENTO DE PESCA E AQÜICULTURA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS PESQUEIROS E
AQÜICULTURA
CRESCIMENTO POPULACIONAL DE ROTÍFEROS Brachionus plicatilis Müller,
1786, CULTIVADOS COM MICROALGAS E DIETA FORMULADA.
Por: Wanessa de Melo Costa
Esta dissertação foi julgada para a obtenção do título de Mestre em Recursos
Pesqueiros e Aqüicultura pelo Programa de Pós-Graduação em Recursos Pesqueiros e
Aqüicultura, e aprovada em sua forma final.
___________________________________________
Prof. Dr. Paulo Travassos
Coordenador do Programa
BANCA EXAMINADORA
______________________________________________
Prof. Dr. Alfredo Olivera Gálvez - Orientador
Universidade Federal Rural de Pernambuco
______________________________________________
Drª. Alitiene Moura Lemos Pereira - Membro externo
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária – EMBRAPA - Piauí
______________________________________________
Prof. Dr. Fernando de Figueiredo Porto Neto - Membro externo
Universidade Federal Rural de Pernambuco
______________________________________________
Prof. Dr. Ronaldo Olivera Cavalli - Membro interno
Universidade Federal Rural de Pernambuco
______________________________________________
Prof. Dr. Sílvio Ricardo Maurano Peixoto - Membro interno (Suplente)
Universidade Federal Rural de Pernambuco
3
DEDICATÓRIA
Aos meus pais,
Walter Costa e Vera Lúcia de Melo Costa.
4
AGRADECIMENTOS
A Deus.
À minha família, por todo o apoio durante a minha vida.
Ao Programa de Pós-graduação em Recursos Pesqueiros e Aqüicultura da
Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE), em nome do coordenador prof.
Dr. Paulo Travassos, da secretária Selma Santiago e de todos os professores.
Ao Departamento de Pesca e Aqüicultura da UFRPE, em nome de todos os
funcionários e professores que contribuíram para a minha formação acadêmica.
À Coordenadoria da Fundação de Amparo à Ciência e Tecnologia de Pernambuco
(FACEPE) que, através da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível
Superior (CAPES), me concedeu a bolsa de estudos para o mestrado.
Ao professor Dr. Alfredo Gálvez, por me orientar durante o m estrado.
Ao professor Ronaldo Cavalli, por suas contribuições neste trabalho.
Aos membros da banca examinadora.
Ao Laboratório de Piscicultura Marinha da Universidade Federal de Santa Catarina
pela concessão da cepa de rotífero utilizada neste trabalho.
Ao Laboratório de Limnologia da UFRPE, em nome do professor Dr. William Severi
e dos alunos Tereza Paiva, Antony Lima e Márcia Prado pelas análises de água.
À M. Sc. Marina Figueiredo, pela nossa grande amizade e por sempre me ajudar.
À “equipe inicial” do zooplâncton do Laboratório de Produção de Alimento Vivo
(LAPAVI): Isabela Bacalhau, Emanuell Felipe, Ronaldo Xavier e Jorge Pinheiro.
À “equipe oficial” do zooplâncton do LAPAVI: Ianna Cavalcanti, Gláucia Brito,
Renata Nascimento, Yllana Marinho e Ana Paula.
À equipe do fitoplâncton pela amizade e pelo suporte em todas as horas necessárias:
Danielli Matias, Weruska Costa, Emília Lacerda, Elizabeth Pereira, Nathalia Calazans,
Roberta Nery, Renata Alencar, Suzana Maria, Guislaine Souza e Karol Santos.
Aos amigos do Laboratório de Maricultura Sustentável: Leônidas Cardoso, Ícaro
Gomes, Irũ Guimarães, Henrique Lavander, Ricardo Mendes e André Batista.
Aos amigos do mestrado, em especial às amigas Juliana Santos e Sâmia Rocha.
Às minhas amigas Maria Zita Tabosa e Elizabeth Siqueira, por tudo!
À amiga professora Dra. Fábia Viana, por todos os nossos momentos divertidos!
Às amigas Lorena Ávalos, Andrea Santelices e Cláudia Durruty... aquí!!!!!!
A Pedro Henrique Barros, pelo carinho, companheirismo e compreensão, sempre!
E a todos que passaram pelo LAPAVI e ajudaram a construir essa dissertação.
5
RESUMO
Os quatro experimentos, divididos em dois artigos, avaliaram o crescimento
populacional de rotíferos Brachionus plicatilis alimentados com microalga e dieta
formulada, através da densidade populacional, taxa de crescimento e reprodutiva, tempo
de duplicação e produção de ovos dos rotíferos. O artigo 1 avaliou o crescimento
populacional de B. plicatilis alimentados com microalga Isochrysis galbana e uma dieta
formulada Culture Selco
®
Plus (CSP). No experimento 1, cada unidade experimental foi
estocada com 50 rotíferos.mL
-1
, utilizando microalga I. galbana nas densidades
celulares de 50 x 10
4
cél.mL
-1
e 500 x 10
4
cél.mL
-1
, e dieta formulada CSP. Não houve
diferença significativa nas densidades diárias dos rotíferos. A densidade final mais alta
ocorreu com rotíferos alimentados com microalga na densidade de 50x10
4
cél.mL
-1
(268
rotíferos.mL
-1
). No experimento 2, as unidades experimentais foram estocadas com 200
rotíferos.mL
-1
e a alimentação foi realizada com as microalgas I. galbana e
Nannochloris sp., ambas com densidade celulares de 50x10
4
cél.mL
-1
e dieta formulada.
Neste experimento, observou-se a maior densidade final (402 rotíferos.mL
-1
) quando os
rotíferos foram alimentados com a dieta formulada. Porém, houve diferença
significativa (p<0,05) no crescimento populacional diário dos rotíferos. B. plicatilis
alcançam densidade populacional mais alta e apresentam múltiplos ovos quando
alimentados com dieta formulada (CSP). Artigo 2: experimento 1, foi realizado com três
diferentes espécies de microalgas: Chaetoceros calcitrans, na densidade de 2,5x10
4
cél.mL
-1
, I. galbana e Nannochloropsis sp. na densidade 5x10
4
cél.mL
-1
para ambas as
espécies. Não houve diferenças significativas entre os tratamentos. No experimento 2,
com dieta formulada (CSP) as densidades iniciais de rotíferos foram: 250, 150 e 50
rotíferos.mL
-1
, tratamentos 1, 2 e 3, respectivamente. A mais alta densidade
populacional ao final do cultivo (média de 122 rotíferos.mL
-1
) foi observada quando a
densidade inicial foi 250 rotíferos.mL
-1
(p<0,05). No tratamento 3, as taxas de
crescimento populacional e de duplicação obtiveram valores positivos (0,11±0,09). A
taxa reprodutiva foi superior a 0,25 nos tratamentos 2 e 3. As densidades iniciais de
rotíferos no cultivo influenciam na densidade populacional e taxas de crescimento e
reprodutiva de rotíferos B. plicatilis alimentados com CSP.
Palavras-chave: Brachionus plicatilis, microalga, culture selco
®
plus, crescimento
populacional
6
ABSTRACT
The four experiments, divided in two articles, evaluated the population growth of
Brachionus plicatilis fed microalgae and formulated diet, by means of population
density, growth and reproductive rates, time of duplication and egg production. Article
1 evaluated the population growth of B. plicatilis fed microalgae Isochrysis galbana and
formulated diet Culture Selco
®
Plus (CSP). In experiment 1, each experimental unit was
stocked with 50 rotifers.mL
-1
, using microalga I. galbana in the cellular densities of
50x10
4
cells.mL
-1
and 500x10
4
cells.mL
-1
, and CSP. There were no significant
differences in the rotifers daily densities. The highest final density occurred in rotifers
fed microalga in the density of 50x10
4
cells.mL
-1
(268 rotifers.mL
-1
). In experiment 2,
the experimental units were stocked with 200 rotifers.mL
-1
and feeding was based in the
microalgae species I. galbana and Nannochloris sp., both with cellular density of
50x10
4
cells.mL
-1
and formulated diet. In this experiment, was observed the highest
final density (402 rotifers.mL
-1
) when the rotifers were fed formulated diet. However,
there were significant difference (p<0.05) in the daily population growth of the rotifers.
B. plicatilis reaches the highest population density and shows multiple eggs when fed
formulated diet (CSP). Article 2: experiment 1 was carried out with three microalgae
species: Chaetoceros calcitrans, in density of 2.5x10
4
cells.mL
-1
, I. galbana and
Nannochloropsis sp., in density of 5x10
4
cells.mL
-1
for both species. There was not
significantly difference between treatments. In experiment 2, with formulated diet
(CSP), the initial rotifer densities were: 250, 150 e 50 rotifers.mL
-1
, treatments 1, 2 and
3, respectively. The highest final density at the end of the culture (mean 122
rotifers.mL
-1
) was observed when the initial density was 250 rotifers.mL
-1
(p<0.05). In
the treatment 3, the rates of population growth and duplication received positive values
(0.11±0.09). The reproductive rate was higher than 0.25 in treatments 2 and 3. The
initial densities of rotifers in the culture influence population density and growth and
reproduction rates of rotifers B. plicatilis fed CSP.
Keywords: Brachionus plicatilis, microalgae, culture selco
®
plus, growth population
7
LISTA DE TABELAS
Artigo 1
Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786,
alimentados com microalgas e dieta formulada
Tabela 1. Média e desvio padrão da densidade populacional (rotíferos.mL
-1
)
de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas em ambos
experimentos.......................................................................................
29
Tabela 2. Média e desvio padrão das taxas de crescimento específico e tempo
de duplicação de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas......
30
Tabela 3. Média e desvio padrão da taxa reprodutiva de B. plicatilis
alimentados com diferentes dietas......................................................
31
Artigo 2
Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes espécies de
microalgas e dieta formulada
Tabela I. Densidade populacional (rotíferos.mL
-1
) B. plicatilis alimentados
com dieta formulada (média±desvio padrão)........................................
48
Tabela II. Taxa de crescimento populacional e tempo de duplicação de B.
plicatilis alimentados com diferentes dietas (média±desvio padrão)....
49
Tabela III. Compostos nitrogenados ao final do cultivo de B. plicatilis
(média±desvio padrão)..........................................................................
50
Tabela IV. Taxa reprodutiva de B. plicatilis alimentados com dieta formulada
(média±desvio padrão)..........................................................................
51
8
LISTA DE FIGURAS
Artigo 1
Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786,
alimentados com microalgas e dieta formulada
Figura 1.
Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 1. 1A:
tratamento 1; 1B: tratamento 2; 1C: tratamento 3.......................................
32
Figura 2. Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 2. 2A:
tratamento 1; 2B: tratamento 2; 2C: tratamento 3.......................................
33
Artigo 2
Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes espécies de
microalgas e dieta formulada
Figura 1. Densidade populacional de B. plicatilis durante o cultivo em beckers de
250 mL. Cada ponto representa a média de quatro réplicas e desvio
padrão.........................................................................................................
48
9
SUMÁRIO
DEDICATÓRIA
AGRADECIMENTOS
RESUMO
ABSTRACT
LISTA DE TABELAS
LISTA DE FIGURAS
INTRODUÇÃO..............................................................................................................10
REVISÃO DE LITERATURA.......................................................................................12
ARTIGOS A SEREM SUBMETIDOS PARA PUBLICAÇÃO ....................................22
Artigo 1. Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786,
alimentados com microalgas e dieta formulada
(Submetido à Revista Brasileira de Ciências Agrárias)
Resumo .................................................................................................................. 24
Abstract.................................................................................................................. 25
INTRODUÇAO ..................................................................................................... 26
MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................... 27
RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................... 28
CONCLUSÃO ....................................................................................................... 34
LITERATURA CITADA ...................................................................................... 34
Diretrizes para autores - Revista Brasileira de Ciências Agrárias .................................37
Artigo 2. Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes
espécies de microalgas e dieta formulada
(Submetido à Revista Arquivos de Ciências do Mar do Instituto de Ciências do Mar)
Resumo .................................................................................................................. 42
Abstract................................................................................................................. .43
INTRODUÇÃO ..................................................................................................... 44
MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................... 45
RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................... 47
CONCLUSÃO ....................................................................................................... 51
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................51
Diretrizes para autores - Revista Arquivos de Ciências do Mar.....................................55
REFERÊNCIAS ............................................................................................................58
10
INTRODUÇÃO
A produção mundial da aqüicultura no ano de 2004 foi de 59,4 milhões de
toneladas e o Brasil apresentou uma produção de 269.699 t. Durante o período 1994-
2004, a captura mundial de peixes cresceu somente 1,1%, enquanto o volume produzido
pelas operações de cultivo cresceu 115,8% (FAO, 2006).
Os peixes marinhos ocuparam o 5º lugar no ranking de produção em relação
aos outros grandes grupos de organismos marinhos cultivados, atingindo cerca de 1,3
milhões de toneladas no ano de 2004, apresentando um aumento de 192% em relação ao
ano de 1994 (FAO, idem).
Para o cultivo de larvas de várias espécies marinhas de peixes, por exemplo, as
microalgas, por estarem na base da cadeia alimentar, são indispensáveis como fonte de
alimento (Reitan et al., 1997). Além da alimentação direta de estágios larvais de
organismos marinhos, as microalgas podem servir de alimentos para outros organismos
utilizados na larvicultura, como rotífero e artêmia (Hamada et al., 1993; Lubzens et al.,
1995), que funcionam como recicladores de compostos nitrogenados eliminados pelas
11
larvas e também quelantes de alguns metais que se encontram na coluna d’água
(Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, 2002).
Quando não se tem o devido conhecimento do hábito alimentar do organismo
cultivado, a utilização de alimento vivo na larvicultura apresenta um custo elevado visto
que poderá haver perdas excessivas desse alimento. Por isso, os experimentos para
determinar a concentração ideal de alimento vivo tornam-se uma alternativa viável nas
larviculturas de camarão e peixes marinhos.
Uma vez existindo a possibilidade de oscilação na oferta de alimento vivo,
como a Artemia, o cultivo de rotíferos em uma larvicultura pode ocasionar uma
segurança na alimentação, mesmo que esses organismos não apresentem as mesmas
características nutricionais (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, idem).
Tendo em vista que a região Nordeste do país tem atualmente uma alternativa
promissora para a aqüicultura, sendo ela o cultivo de espécies de peixes pouco
estudadas como o beijupirá Rachycentron canadum (Goode, 1884), a viabilidade deste
cultivo dependerá também da quantidade e qualidade do alimento ofertado às larvas.
O objetivo deste trabalho foi estudar o crescimento populacional de rotíferos
Brachionus plicatilis alimentados com microalga e dieta formulada, através da análise
das variáveis densidade populacional, taxa de crescimento e reprodutiva, tempo de
duplicação e produção de ovos dos rotíferos.
12
REVISÃO DE LITERATURA
Há muito, experiências na aqüicultura têm mostrado que a maioria dos peixes e
crustáceos adultos pode ser produzida com base apenas em alimento inerte, embora haja
vantagens no fornecimento de alimento vivo. Todavia, as fases larvais da maioria destas
espécies dependem inteiramente de alimento vivo (Pillay, 1990).
Embora a tendência atual seja o uso de alimentos artificiais em aqüicultura,
para muitos organismos o alimento natural ainda é vital. Neste caso, nas larviculturas
são produzidas não apenas algas como também zooplâncton para o consumo de larvas
de peixes, crustáceos e moluscos (Muller-Fuega, 2000).
Em muitos casos, as dietas artificiais para a alimentação de organismos
aquáticos não suprem as necessidades nutricionais dos organismos, sendo, por isso,
geralmente associadas com alimento vivo. Uma dieta adequada é geralmente específica,
atendendo às exigências de uma espécie ou um grupo restrito, significando anos de
pesquisa e recursos financeiros empregados para sua elaboração (Pereira, 2001).
13
Nutricionalmente, as microalgas são fontes de macronutrientes (proteínas,
lipídeos, carboidratos), vitaminas e outros elementos-traço. São ainda, ricas em
pigmentos, como astaxantina, zeaxantina, clorofila e ficocianina, que são importantes
para peixes e camarões (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, 2002).
Na busca de microalgas para uso na aqüicultura, muitas espécies foram e
continuam sendo estudadas. As preferidas são as que reúnem qualidades ideais de
nutrição e digestibilidade, apresentam tamanho celular adequado e suportam condições
de cultivo (Silva et al., 2003).
O valor nutricional das microalgas depende, principalmente, da sua
composição bioquímica. Embora exista uma grande diferença nas composições das
microalgas em função da classe e a espécie que se está trabalhando, as proteínas são
sempre o maior constituinte orgânico, seguido usualmente de lipídeos e então pelos
carboidratos (Coutteau, 1996).
Durante anos, rotíferos e náuplios de Artemia têm sido utilizados como
alimento inicial para larvas de peixes marinhos. Além disso, são usados comercialmente
para cultivar larvas de camarão marinho e peixes de água doce. Outros zooplâncton
como copépodos, protozoas e larvas de ostras também são ofertados, porém rotíferos e
cladóceros têm provado ser mais eficientes (Hoff e Snell, 2004).
Os rotíferos têm vantagens que propiciam o seu uso na aqüicultura, incluindo
alta taxa de reprodução, pequeno tamanho, baixa velocidade de natação na coluna
d’água, alta qualidade nutricional e facilidade de cultivo (Giliberto e Mazzola, 1981;
14
Fulks e Main, 1991; Treece e Davis, 2000; Lubzens et al., 2001; Hoff e Snell, op. cit.).
Além disso, é um animal filtrador não seletivo que pode ser alimentado com uma
extensa variedade de alimentos, incluindo microalgas, leveduras, bactérias e alimentos
inertes (Gatesoupe e Robin, 1981; Gatesoupe et al., 1989).
Brachionus plicatilis é um rotífero importante na alimentação primária de
larvas de muitos animais marinhos cultivados (Groeneweg e Schluter, 1981; Treece e
Davis, op. cit.), especialmente de peixes e crustáceos (Groeneweg e Schluter, 1981;
Baskerville-Bridges e Kling, 2000; Gallardo et al., 2000; Lubzens et al., op. cit.;
Yoshimura et al., 2003; Assavaaree et al., 2003; Curnow et al., 2006).
Características biológicas de Brachionus plicatilis
O rotífero B. plicatilis encontra-se de acordo com a taxonomia:
Filo Rotifera
Classe Monogononta
Ordem Ploima
Família Brachionidae
Gênero Brachionus
Espécie B. plicatilis Müller, 1786
Esta espécie apresenta pelo menos 13 variedades (estirpes) diferentes em todo
o mundo. Porém, são genericamente agrupadas em dois grandes grupos: os da variedade
S e os da variedade L (Barbieri Jr. e Ostrensky Neto, op. cit.).
15
Vários autores divergem no que diz respeito ao comprimento das diferentes
estirpes de rotíferos. Para Fukusho (1989) apud Arancibia e Medel (2005) a estirpe L
possui uma lorica de 100 a 340 µm; Pillay (op. cit.) afirma que a estirpe L possui 300
μm a 350 μm e a S possui 150 μm a 200 μm; Dhert (1996) cita que o comprimento da
lorica da estirpe L varia de 130 to 340 µm (média de 239 µm) e da estirpe S varia de
100 to 210 µm (média de 160 µm); Barbieri Jr. e Ostrensky Neto (op. cit.) afirmam que
a variedade S possui entre 150 a 220 µm e a variedade L, entre 200 e 360 µm.
O tamanho do rotífero é basicamente determinado por características genéticas,
além da influência do ambiente. Temperatura, salinidade, tipo e disponibilidade de
alimentos podem provocar variações de até 15% no tamanho dos rotíferos (Barbieri Jr. e
Ostrensky Neto, idem).
Os machos possuem tamanho reduzido e são menos desenvolvidos que as
fêmeas: alguns medem apenas 60 µm. O corpo desta espécie possui um número
constante de células, cerca de 1000, e o crescimento do animal é assegurado pelo
aumento de plasma e não por divisão celular (eutélicos) (Dhert, op. cit.).
A epiderme contém uma densa camada de proteína como queratina e é
chamada de lórica. A forma da lórica e o perfil dos espinhos e ornamentos permitem a
identificação das diferentes espécies e morfotipos (Dhert, idem). Além disso, a lórica da
estirpe L possui espinhos obtusos angulados e a da estirpe S possui espinhos pontudos
(Dhert, idem). A cabeça possui um órgão rotatório ou corona, a qual é facilmente
reconhecida pela ciliação anular e dá qual dá origem ao nome do Filo. A corona retrátil
garante locomoção e um movimento giratório da água, o qual facilita a tomada de
16
partículas pequenas de alimento (principalmente algas e detritos). O tronco contém o
trato digestório, o sistema excretor e os órgãos genitais. O órgão caraterístico dos
rotíferos é o mástax (aparato calcificado na região da boca), que é muito efetivo na
trituração de partículas ingeridas. O pé é uma estrutura retratável sem segmentação,
finalizando em quarto dedos (Dhert, ibidem).
Rotíferos Monogononta possuem heterogenia cíclica, ou seja, alternam gerações
partenogenéticas com gerações bissexuais. A reprodução sexual é induzida por fatores
internos e externos (Gilbert, 1977; Hagiwara, 1994 apud Assavaaree et al., op. cit.)
O tempo de vida dos rotíferos tem sido estimado entre 3,4 a 4,4 dias a 25 ºC
(Dhert, op. cit.). Barbieri Jr. e Ostrensky Neto (op. cit.) afirmam que o tempo médio de
vida dos rotíferos é de 6 a 8 dias. Dhert (op. cit.) afirma que rotíferos recém eclodidos se
tornam adultos após 0,5 a 1,5 dias e as fêmeas nesse tempo começam a liberar ovos a
cada quatro horas aproximadamente. Acredita-se que as fêmeas possam produzir dez
gerações de descendência antes de sua morte.
Brachionus plicatilis tem a vantagem de ser eurífaga e aceitar uma ampla gama
de alimentos (Pourriot, 1991; Treece e Davis, op. cit.). Devido às excelentes taxas de
crescimento no cultivo em larga escala e ao rendimento obtido no cultivo de rotíferos,
as microalgas tem constituído seu alimento tradicional, sendo as espécies mais
utilizadas Chlorella vulgaris, Tetraselmis suecica, Nannochloropsis sp., Phaeodactylum
tricornutum, Isochrysis galbana e às vezes Dunaliella tertioleta (Pourriot, idem). Sem
dúvida, por considerações econômicas e/ou produtivas, as microalgas freqüentemente
17
são utilizadas em conjunto ou individualmente com a levedura Saccharomyces
cerevisiae (Coves et al., 1991; Treece e Davis, op. cit.).
Condições de cultivo
O cultivo de rotíferos pode ser feito com base em diferentes tipos de alimento,
sendo os mais comuns as leveduras (S. cerevisiae e Candida sp.), algas secas em pó,
microalgas e alguns produtos comerciais, sendo utilizados na melhoria de sua qualidade
nutricional, a qual é de grande importância para sobrevivência e crescimento de larvas
de peixes (Lavens et al., 1992; Nagata e Whyte, 1992; Caric et al., 1993; Fernandez-
Reiriz et al., 1993; Sandnes et al., 1994 apud Lie et al., 1997).
A dieta formulada mais freqüentemente usada na Europa para o cultivo de
rotíferos é Culture Selco
®
utilizável na forma seca. Ela tem sido formulada como um
completo substituto da microalga viva e ao mesmo tempo garante a incorporação de
altos níveis de EFA (ácidos graxos essenciais) e vitaminas nos rotíferos. A composição
bioquímica do Culture Selco
®
consiste de 45% de proteínas, 30% de carboidratos, 15%
de lipídeos (33% dos quais são (ω-3) HUFA - ácidos graxos altamente insaturados) e
7% de cinzas. As características físicas são ótimas para a ingestão pelos rotíferos: a
partícula, com 7 µm de tamanho médio, permanece em suspensão na coluna d’água e
não lixivia (Dhert, op. cit.).
A qualidade nutricional do rotífero na larvicultura pode ser manipulada pelo
seu regime alimentar (Srivastava et al., 2006). De acordo com Dhert et al. (2001),
produtos comerciais têm sido formulados de forma a incrementar o conteúdo lipídico e
vitamínico dos rotíferos.
18
É possível produzir rotíferos com altos valores nutricionais, porém, sua
qualidade fica aquém dos valores ótimos, devido a sua baixa qualidade higiênica e
diversas outras condições como baixa taxa reprodutiva e velocidade de natação (Dhert
et al., idem).
Kostopoulou et al. (2006) analisaram as mudanças na estratégia reprodutiva de
B. plicatilis sob diferentes regimes alimentares comparando o uso de Selco
®
em relação
à levedura de pão S. cerevisiae, ambos associados com a microalga T. suecica e
observaram que a densidade e a taxa reprodutiva foram mais altas com levedura,
enquanto que a taxa de crescimento específico foi mais alta com Selco
®
.
Durante a fase exponencial do cultivo de rotíferos, uma taxa reprodutiva abaixo
de 0,25 indica que o cultivo não está em boas condições e provavelmente se manterá
estável ou haverá uma queda na densidade populacional e isto normalmente está
associado à má qualidade ou à baixa quantidade de alimento, ou ainda, à condições
ambientais desfavoráveis (Arancibia e Medel, op. cit.).
Utilizando um sistema de recirculação, Suantika et al. (2003) encontraram
taxas de crescimento específico de 0,50 para rotíferos alimentados com Culture Selco
®
.
Sabe-se que a temperatura afeta a produtividade dos rotíferos (Miracle e Serra,
1989). B. plicatilis é mais produtiva abaixo de 26 ºC (Fielder et al., 2000) e alcança seu
ótimo crescimento entre 18 e 25°C (Dhert, op. cit.). Para Hagiwara (1993 e 1994 apud
Assavaaree et al., op. cit.), as
faixas ótimas de temperatura para reprodução sexual e
crescimento populacional de B. plicatilis são 15 a 25 ºC e 25 a 30 ºC , respectivamente.
19
Para B. plicatilis, a salinidade é um importante fator ambiental que afeta
reprodução e crescimento, tendo ambos influência ecológica e de cultivo (Lubzens et al.
2001; Derry et al. 2003 apud Lowe et al., 2005).
B. plicatilis é uma espécie eurialina, habitando em meios com salinidade entre
2 e 100 (Fengqi, 1996). Para Lubzens (1987), embora B. plicatilis possa suportar largas
faixas de salinidade, desde 1 a 97, a ótima faixa para reprodução pode ser inferior a 35.
Da mesma opinião são Lubzens et al. (1985) e Snell (1986) apud Lubzens et al. (op.
cit.), citando faixa ótima de salinidade para reprodução assexual entre 10 e 25.
A taxa de reprodução depende da salinidade, temperatura quantidade e
qualidade de alimento e é espécie específica (Snell, 1986; Lubzens, 1987; Miracle e
Serra, 1989; Korstad et al., 1989a,b; Hirayama, 1990 apud Lubzens et al., op. cit.).
O nível de oxigênio dissolvido na água de cultivo depende da temperatura,
densidade de rotífero e tipo de alimento (Dhert, op. cit.). A maioria dos rotíferos podem
sobreviver em águas com oxigênio dissolvido a 2 mg.L
-1
(Sorgeloos e Lavens, 1996).
Fukusho (1989) apud Arancibia e Medel (op. cit.) afirma que B. plicatilis
consome 0,7 mg.L
-1
de oxigênio/dia, a 20 ºC, aumentando para 1,0 mg.L
-1
de
oxigênio/dia, a 25 ºC e 1,6 mg.L
-1
de oxigênio/dia, a 30 ºC.
Pouco se sabe sobre a real importância da intensidade luminosa no cultivo de
rotíferos, porém os cultivo interiores se desenvolvem com luz permanente ou parcial,
entre 2000 e 5000 lux, com um fotoperíodo de 16:8 horas de luz:escuro. Em todo caso,
20
se utilizar microalgas como alimento, convém manter luz contínua superficial com o
objetivo de permitir o desenvolvimento permanente destas (Rivas et. al, 1990 apud
Arancibia e Medel, op. cit.).
Rotíferos se desenvolvem em níveis de pH em torno de 6,6. Sob condições de
cultivo, os melhores resultados são obtidos com pH próximo de 7,5 (Dhert, op. cit.).
Arancibia e Medel (op. cit.) afirmam que a literatura mostra uma ampla faixa de
tolerância a pH dos rotíferos (entre 5 e 10). Hirayama (1990) apud Arancibia e Medel
(op. cit.) observou que em tanques de produção em larga escala, rotíferos suportam pH
entre 7,1 e 7,5 quando alimentados com levedura.
Poucas informações sobre a toxicidade de compostos nitrogenados como
amônia, uréia, nitrito e nitrato que se acumulam no meio de cultivo de rotíferos, são
disponíveis (Arancibia e Medel, op. cit.).
Altos níveis de amônia não-ionizada são tóxicos para rotíferos, mas, se
cultivados em condições com concentrações de NH
3
inferiores a 1 mg.L
-1
parece não
provocar problemas ao cultivo (Dhert, op. cit.). Hoff e Snell (op. cit.) e (Coves et al.,
1990 apud Sorgeloos e Lavens, op. cit.) também recomendam que o nível de amônia
livre (tóxico) nos cultivos de rotíferos não excedam 1 mg.L
-1
.
Estudos que caracterizaram a atividade da enzima protease em larvas de
diferentes espécies de peixes marinhos concluíram que devido ao baixo
desenvolvimento do trato digestivo durante as primeiras 2 ou 3 semanas após a eclosão,
peixes marinhos são fortemente dependentes de enzimas exógenas fornecidas pelo
21
alimento vivo (Díaz et al., 1997). Isso foi confirmado por vários experimentos
mostrando melhor crescimento de larvas alimentadas com organismos vivos
(Dabrowski, 1979; Lauff e Hofer, 1984; Munilla-Moran et al., 1990; Kolkovski et al.,
1993; Walford e Lam, 1993 apud Díaz et al., idem).
Em contraste, alguns autores têm sugerido que, em algumas espécies, no
momento da primeira alimentação, os níveis das principais enzimas podem ser bastantes
para permitir a digestão da presa ou uma dieta artificial (Baragi & Lowell, 1986; Cahu e
Zambonino, 1994 apud Díaz et al., idem).
Portanto, estudos com alimento vivo e dieta formulada são indispensáveis para
definir, tanto quanti como qualitativamente, o tipo de dieta adequada destinada às larvas
de peixes, além de obter conhecimento a cerca do manejo desses alimentos a fim de
alcançar resultados satisfatórios nas larviculturas e conseqüentemente, na engorda dos
peixes.
22
ARTIGOS A SEREM SUBMETIDOS PARA PUBLICAÇÃO
23
Artigo 1
Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786,
alimentados com microalgas e dieta formulada
24
Crescimento populacional de rotíferos Brachionus plicatilis Müller, 1786,
alimentados com microalgas e dieta formulada
Population growth of the rotifer Brachionus plicatilis Müller, 1786, fed
microalgae and formulated diet
Wanessa de M. Costa
1
, Marina B. Figueiredo, Ronaldo O. Cavalli, Alfredo O.
Gálvez
Resumo
O presente trabalho avaliou o crescimento populacional de Brachionus plicatilis
alimentados com microalgas e dieta formulada em dois experimentos. No experimento
1, cada unidade experimental foi estocada com 50 rotíferos.mL
-1
, utilizando a microalga
Isochrysis galbana nas densidades celulares de 50 x 10
4
cél.mL
-1
e 500 x 10
4
cél.mL
-1
, e
uma dieta formulada Culture Selco
®
Plus (CSP). Não houve diferença significativa nas
densidades diárias dos rotíferos. A densidade final mais alta ocorreu com rotíferos
alimentados com microalga na densidade de 50x10
4
cél.mL
-1
(268 rotíferos.mL
-1
). No
experimento 2, as unidades experimentais foram estocadas com 200 rotíferos.mL
-1
e a
alimentação foi realizada com as microalgas I. galbana e Nannochloris sp., ambas com
densidade celulares de 50 x 10
4
cél.mL
25
Abstract
The present study evaluated the population growth of Brachionus plicatilis fed
microalgae and a formulated diet in two experiments. In experiment 1, each
experimental unit was stocked with 50 rotifers.mL
-1
, using the microalga Isochrysis
galbana in the cellular densities of 50 x 10
4
cells.mL
-1
and 500 x 10
4
cells.mL
-1
, and
formulated diet Culture Selco
®
Plus (CSP). There were no significant differences in the
rotifers daily densities. The highest final density occurred with rotifers fed microalga in
the density of 50x10
4
cells.mL
-1
(268 rotifers.mL
-1
). In experiment 2, the experimental
units were stocked with 200 rotifers.mL
-1
and the feeding was based on the microalgae
I. galbana and Nannochloris sp., both in the cellular density of 50 x 10
4
cells.mL
-1
and
CSP. In this experiment, the highest final density (402 rotifers.mL
-1
) was observed
when the rotifers were fed formulated diet. However, there were significant difference
(p<0.05) in the daily population growth of the rotifers. B. plicatilis reaches the highest
population density and shows multiple eggs when fed formulated diet (CSP).
Keywords: zooplankton, Isochrysis galbana, Nannochloris sp., culture selco
®
plus
INTRODUÇÃO
Experiências na aqüicultura têm mostrado que juvenis e adultos de peixes e
crustáceos podem ser produzidos com base apenas em dietas formuladas, embora haja
vantagens no fornecimento de alimento vivo. Todavia, as fases iniciais da maioria
destas espécies ainda dependem quase que exclusivamente do fornecimento de alimento
vivo (Pillay, 1990).
Durante anos, rotíferos e náuplios de Artemia têm sido utilizados como alimento
inicial para larvas de peixes marinhos. Os náuplios de Artemia também são utilizados
comercialmente para cultivar larvas de camarão marinho e peixes de água doce. Outros
zooplanctontes, como copépodos, protozoas e larvas de ostras também são utilizados,
porém rotíferos e cladóceros têm provado ser mais eficientes para as larviculturas (Hoff
& Snell, 2004).
Rotíferos Brachionus plicatilis são indispensáveis na larvicultura de uma grande
quantidade de peixes marinhos devido a características como pequeno tamanho (120 –
300 μm), reduzida mobilidade e permanência na coluna d’água, capacidade de produção
em larga escala, facilidade de manejo em termos de assimilação de substâncias
enriquecedoras e bactericidas, e ampla faixa de tolerância a mudanças no meio de
cultivo (Giliberto & Mazzola, 1981; Hirayama, 1985; Sorgeloos & Léger, 1992; Hoff &
Snell, 2004).
Vários estudos foram realizados de forma a melhorar a qualidade e a produção de
rotíferos, enfocando a utilização de emulsões de lipídios, microalgas, leveduras e várias
dietas inertes (Mourente et al., 1993; Lie et al., 1997; Kostopoulou et al., 2006). A
espécie de microalga utilizada na alimentação de B. plicatilis pode afetar sua qualidade
nutricional, incluindo seu tamanho, composição química e nas condições
microbiológicas do cultivo (Reitan et al., 1997).
Dhert et al. (2001) afirmaram que quando microalgas de boa qualidade são
disponibilizadas em grandes quantidades, elas se constituem numa excelente dieta para
os rotíferos, principalmente por fornecerem altos níveis de ácidos graxos essenciais.
Dentre as várias espécies de microalgas, o conteúdo específico de ácidos graxos
essenciais DHA 22:6 ω-3 em Isochrysis galbana, e seu relativamente fácil cultivo em
larga escala, a faz ser um atrativo em laboratórios comerciais (Lubzens et al., 1985;
Whyte & Nagata, 1990; Sukenik & Wahnon, 1991; Mourente et al., 1993, apud Dhert et
al., 2001). Porém, na maior parte do tempo, a produção de algas demanda muito
27
trabalho, não sendo economicamente viáveis para a alimentação do rotífero (Coutteau &
Sorgeloos, 1997).
O presente trabalho teve como objetivo estudar o crescimento populacional de
rotíferos B. plicatilis através das taxas de crescimento específico e reprodutiva e
produção de ovos, alimentados com dieta formulada e microalga em diferentes
densidades.
MATERIAL E MÉTODOS
Realizaram-se dois experimentos com rotíferos Brachionus plicatilis alimentados
com diferentes dietas monoalgais (alimento vivo) e uma dieta formulada (CSP - Culture
Selco
®
Plus, INVE N.V., Bélgica). Os experimentos foram realizados no Laboratório de
Produção de Alimento Vivo (LAPAVI) do Departamento de Pesca e Aqüicultura da
Universidade Federal Rural de Pernambuco.
A cepa de B. plicatilis foi obtida no Laboratório de Piscicultura Marinha (LAPMAR)
da Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC), sendo mantida sob as condições
ideais para a espécie, no LAPAVI para fins experimentais.
No experimento 1, com duração de quatro dias, os rotíferos foram alimentados com
microalga Isochrysis galbana, em duas densidades, e com CSP. Três tratamentos foram
então estabelecidos: I. galbana nas concentrações de 50 x 10
4
cél.mL
-1
(Tratamento 1) e
de 500 x 10
4
cél. mL
-1
(Tratamento 2) e CSP (Tratamento 3). A dieta formulada foi
fornecida de acordo com as especificações do fabricante, ou seja, 0,7, 0,5 e 0,4 g de
CSP para cada milhão de rotíferos nos dias 1, 2 e 3, respectivamente. A densidade
inicial de rotíferos foi de 50 rotíferos.mL
-1
.
No experimento 2, realizado durante cinco dias, os tratamentos foram Nannochloris
sp. na densidade de 50 x 10
4
cél.mL
-1
(Tratamento 1), I. galbana na concentração de
50x10
4
cél. mL
-1
(Tratamento 2) e CSP nas mesmas quantidades do experimento 1
(Tratamento 3). Neste experimento, as unidades foram inicialmente inoculadas com 200
rotíferos.mL
-1
.
Em ambos os experimentos, os rotíferos foram cultivados em recipientes plásticos
transparentes cilindro-cônicos, com volume útil de 1,5 L. Uma pedra porosa, colocada
no centro de cada recipiente, forneceu aeração constante. Lâmpadas fluorescentes
proviam cerca de 3000 lux, num fotoperíodo de 24 h de luz. A água do mar, com
salinidade 34, foi previamente filtrada em areia e filtro tipo cartucho, porosidade 3 μm.
28
As microalgas foram provenientes do banco de cepas do LAPAVI, onde são
rotineiramente mantidas utilizando o tipo de cultivo semi-contínuo com meio Conway
(Walne, 1974). As microalgas utilizadas nos dois experimentos se encontravam na fase
exponencial de crescimento. Em cada unidade experimental, a quantidade residual de
microalgas (não consumidas pelos rotíferos) foi estimada diariamente a partir do
segundo dia de cultivo com uma câmara de Neubauer. Desta forma, através da
determinação da densidade celular, foi calculado o volume do meio de cultivo de
microalga a ser adicionado em cada uma das unidades de cultivo de rotíferos.
Para avaliar o crescimento populacional de B. plicatilis foram realizadas contagens
diárias dos indivíduos de cada unidade experimental, em câmara de Sedgewick-Rafter
através de uma sub-amostra, fixada em formalina a 4%. Nesta oportunidade também foi
estimada a quantidade de ovos para analisar a produção de múltiplos ovos.
A taxa de crescimento específico (r) foi estimada pela equação: r = (lnN
1
– lnN
0
)/t
(Omori & Ikeda, 1984), onde N
0
= densidade inicial de rotíferos (indivíduos.mL
-1
), N
1
=
densidade de rotíferos após o período de cultivo (t) e t = período de cultivo (dias). O
tempo de duplicação (d) foi calculado de acordo com a equação: d = ln2/r e a taxa
reprodutiva (O/F) pela relação de ovos por fêmea.
Diariamente foram mensuradas as variáveis oxigênio dissolvido e temperatura com
um analisador multi-parâmetro (YSI 55, EUA), enquanto a salinidade e o pH foram
medidos com refratômetro (Atago, S10-E) e medidor de pH eletrônico (pH Meter Tec-2,
Tecnal), respectivam ente.
Em ambos os experimentos, foi aplicado o delineamento inteiramente casualizado,
com três tratamentos e quatro repetições. Os resultados foram tratados estatisticamente
através do teste de Kolmogorov-Smirnov para normalidade, teste de Cochran para
homogeneidade e, em seguida, análise de variância - ANOVA. Diferenças significativas
entre as médias (p<0,05) foram testadas pelo teste de Duncan.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Os resultados das taxas de crescimento específico e reprodutiva, tempo de duplicação
e produção de ovos estão descritos a seguir. As variáveis hidrológicas salinidade,
temperatura, pH e oxigênio dissolvido não apresentaram variações significativas
(p>0,05) entre os tratamentos ao longo destes experimentos.
29
As médias das densidades populacionais de B. plicatilis ao longo do experimento 1
estão representadas na Tabela 1. Não foram encontradas diferenças significativas na
densidade de rotíferos entre os tratamentos (p>0,05).
Tabela 1. Média e desvio padrão da densidade populacional (rotíferos.mL
-1
) de B. plicatilis alimentados com
diferentes dietas em ambos experimentos
Table 1. Mean and standard deviation of the population density of B. plicatilis fed different diets in both experiments
Dieta Dia
1 2 3 4
Experimento 1
Isochrysis galbana (50) 38±7,9 ª 127±28,9 ª 268±88,2 ª
Isochrysis galbana (500) 46±18,4 ª 107±52,7 ª 199±58,3 ª
Culture Selco
®
Plus 59±9,1 ª 156±21,0
a
228±46,0
a
Experimento 2
Isochrysis galbana (50) 210±66,3 ª 177±15,1 ª 199±29,7 ª 182±121,4
b
Nannochloris sp. 167±76,3 ª 112±22,7
b
130±21,2 ª 154±14,5
b
Culture Selco
®
Plus 168±63,8 ª 207±45,6
a
196±68,6
a
401±116,3
a
Dentro de cada experimento, letras diferentes na mesma coluna indicam diferenças significativas
Within each experiment, different letters in the same column indicate significant differences
Para o primeiro e o terceiro dia do experimento 2 não foram observadas diferenças
significativas entre os tratamentos (p>0,05). Por outro lado, foram identificadas
diferenças significativas (p<0,05) para o 2° e 4° dias. No segundo dia, os rotíferos
alimentados com I. galbana e CSP apresentaram um maior crescimento populacional
em relação aos alimentados com Nannochloris sp. (p=0,0053). No quarto dia, a
densidade de rotíferos alimentados com CSP foi significantemente maior que nos
demais tratamentos (p=0,0111) (Tabela 1).
De acordo com Dhert et al. (2001), a alimentação e o conseqüente enriquecimento
nutricional de rotíferos são baseados na administração contínua de compostos
nutricionais essenciais durante seu cultivo. Rotíferos alimentados seguindo essa
estratégia são nutricionalmente mais estáveis. Essa estratégia de alimentação é mais
comum em cultivos contínuos ou em sistemas de recirculação. O modelo japonês de
produção de rotíferos faz uso da pasta da microalga Chlorella condensada suplementada
com vitaminas e HUFA (Fu et al., 1997 apud Dhert et al. 2001), enquanto o modelo
europeu trabalha com uma dieta completamente formulada.
Culture Selco é provavelmente a dieta mais usada no cultivo de rotíferos na Europa
por ter excelente composição de ácidos graxos essenciais, particularmente ácidos graxos
altamente poli-insaturados (HUFA) (Léger et al., 1989 apud Dhert et al. 2001). Segundo
o fabricante, CSP tem 15,6 mg.g
-1
de matéria seca de HUFA (ω-3).
30
Os resultados do experimento apontaram que a maior densidade final do cultivo
ocorreu quando os rotíferos foram alimentados com CSP. Esse resultado possivelmente
foi alcançado por causa da composição deste alimento, a qual preencheria de forma
mais satisfatória as exigências nutricionais, resultando num maior crescimento da
espécie aqui estudada.
O tipo de alimento afeta a estrutura da população de B. plicatilis, resultando em
significativas diferenças na taxa de crescimento (Kostopoulou et al., 2006). Essas
diferenças também foram observadas no experimento 2, no qual foi observado que CSP
proporcionou taxa de crescimento mais elevada que as microalgas, as quais resultaram
em valores negativos (Tabela 2).
31
uma queda na densidade populacional e isto normalmente está associado à má qualidade
ou à baixa quantidade de alimento, ou ainda, à condições ambientais desfavoráveis
(Arancibia & Medel, 2005). No experimento 1, a taxa reprodutiva foi superior a 0,25 em
todos os tratamentos, indicando que a alimentação e as condições ambientais foram
favoráveis ao cultivo (Tabela 3).
Kostopoulou et al. (2006) analisaram as mudanças na estratégia reprodutiva de B.
plicatilis sob diferentes regimes alimentares comparando o uso de Selco
®
em relação à
levedura de pão Saccharomyces cerevisiae, ambos associados com a microalga
Tetraselmis suecica e observaram que a densidade e a taxa reprodutiva foram mais altas
com levedura, enquanto que a taxa de crescimento específico foi mais alta com Selco
®
.
No experimento 1, não houve diferenças significativas na taxa reprodutiva. No
experimento 2, essa taxa foi mais alta quando os rotíferos foram alimentados com I.
galbana e com CSP (Tabela 3).
A diferença entre as taxas reprodutivas de rotíferos alimentados com I. galbana dos
experimentos 1 e 2 pode estar relacionada à densidade do rotíferos (50 e 200
rotíferos.mL
-1
nos experimentos 1 e 2, respectivamente) e à concentração de microalga
oferecida, a qual foi constante (50x10
4
cél.mL
-1
) do início ao fim dos experimentos.
Tabela 3. Média e desvio padrão da taxa reprodutiva de B. plicatilis alimentados com diferentes dietas
Table 3. Mean and standard deviation of the reproductive rate of the B. plicatilis fed different diets
Dieta Taxa reprodutiva (ovos/fêmea)
Experimento 1
T1 - Isochrysis galbana (50) 0,45±0,03 ª
T2 - Isochrysis galbana (500) 0,45±0,09 ª
T3 - Culture Selco® Plus 0,38±0,03 ª
Experimento 2
T1 - Isochrysis galbana (50) 0,14±0,01 ª
T2 - Nannochloris sp. (50) 0,09±0,03
b
T3 - Culture Selco® Plus 0,25±0,04 ª
Dentro de cada experimento, letras diferentes na mesma coluna indicam diferenças significativas
Within each experiment, different letters in the same column indicate significant differences
Kostopoulou et al. (2006) afirmaram que rotíferos alimentados com levedura e
Culture Selco possuíam um maior número de fêmeas com múltiplos ovos, fato também
observado no experimento 1, tanto no tratamento com microalga quanto com CSP
(Figura 1). Porém, fêmeas com múltiplos ovos, no experimento 2, foram observadas
apenas no tratamento com CSP (Figura 2).
32
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
12 34
A
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
12 34
B
0%
20%
40%
60%
80%
100%
1234
Tempo (dias)
Rotíf eros s em ov os Ro t íf e r o s c o m 1 o v o
Rotíf er os c om 2 ov os Rotíf er os c om 3 ov os
Rotíf er os c om 4 ov os A penas ov os
C
Figura 1. Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 1. 1A: tratamento 1; 1B: tratamento 2; 1C:
tratamento 3
Figure 1. Percentage of B. plicatilis with and without eggs on the experiment 1. 1A: treatment 1; 1B: treatment 2; 1C: treatment 3
33
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
12345
A
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
12345
B
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
12345
Tempo (dias)
Rotíf e ro s s em ov os Ro t íf e r o s c o m 1 o v o
Rotíf e ro s c om 2 ov os A penas ov os
C
Figura 2. Porcentagem de B. plicatilis com e sem ovos no experimento 2. 2A: tratamento 1; 2B: tratamento 2; 2C:
tratamento 3
Figure 2. Percentage of B. plicatilis with and without eggs on the experiment 2. 2A: treatment 1;2B: treatment 2; 2C: treatment 3
Segundo Martínez-Fernández et al. (2006), I. galbana possui alto teor de lipídios.
Patil et al. (2007), estudando a composição de ácidos graxos de 12 microalgas com
possível uso na aqüicultura, reportaram que a microalga I. galbana possui alto teor de
DHA nos ácidos graxos poliinsaturados. No presente trabalho, esses altos teores de
34
lipídios e DHA podem ter refletido no desempenho reprodutivo dos rotíferos
alimentados tanto com a espécie de microalga citada quanto com a dieta formulada.
CONCLUSÕES
A dieta formulada Culture Selco
®
Plus (CSP) interfere positivamente nas taxas de
crescimento específico e reprodutiva e na produção de ovos de rotíferos Brachionus
plicatilis. Estes resultados são devido ao melhor valor nutricional que CSP proporciona
aos rotíferos.
LITERATURA CITADA
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189, 2003.
Walne, P. Culture of bivalve mollusk, 50 years of experience at Conway. Fishing
New (books), Farham. 1974. 173p.
37
Diretrizes para au tores - Revista Brasileira de Ciências Agrárias
O trabalho submetido à publicação deverá ser cadastrado no portal da revista. O
cadastro deverá ser preenchido apenas pelo autor correspondente que se
responsabilizará pelo artigo em nome dos demais autores.
Só serão aceitos trabalhos depois de revistos e aprovados pela Comissão Editorial, e que
não foram publicados ou submetidos em publicação em outro veículo. Excetuam-se,
nesta limitação, os apresentados em congressos, em forma de resumo.
Os trabalhos subdivididos em partes I, II..., devem ser enviados juntos, pois serão
submetidos aos mesmos revisores. Solicita-se observar as seguintes instruções para o
preparo dos artigos.
Composição seqüencial do artigo
a) Título: no máximo com 15 palavras, em que apenas a primeira letra da primeira
palavra deve ser maiúscula. Como chamada referente ao título, deve-se usar n?-índice
que poderá indicar se foi trabalho extraído de tese, ou apresentado em congresso,
entidades financiadoras do projeto e, necessariamente, a data (Recebido para publicação
em / / ) em que o trabalho foi recebido para publicação;
b) Nome(s) do(s) autor(es): por extenso apenas o primeiro nome e o último sobrenome e
separados por vírgula, e somente a primeira letra do nome e dos sobrenomes deve ser
maiúscula. Colocar referência de nota no final do último sobrenome de cada autor para
fornecer, logo abaixo, endereço institucional, incluindo telefone, fax e e-mail. Os
autores pertencentes a uma mesma instituição devem ser referenciados por uma única
nota. A condição de bolsista poderá ser incluída. Não deve ser colocado ponto ao final
de cada nota;
c) Os artigos deverão ser compostos por, no máximo, 6 (seis) autores;
d) Resumo: no máximo com 15 linhas;
e) Palavras-chave: no mínimo três e no máximo cinco, não constantes no Título;
f) Título em inglês no máximo com 15 palavras, ressaltando-se que só a primeira letra
da primeira palavra deve ser maiúscula;
g) Abstract: no máximo com 15 linhas, devendo ser tradução fiel do Resumo;
h) Key words: no mínimo três e no máximo cinco;
i) Introdução: destacar a relevância do artigo, inclusive através de revisão de literatura;
j) Material e Métodos;
k) Resultados e Discussão;
l) Conclusão devem ser escritas de forma sucinta, isto é, sem comentários nem
explicações adicionais, baseando-se nos objetivos da pesquisa;
m) Agradecimentos (facultativo);
n) Literatura Citada.
Quando o artigo for escrito em Inglês ou em Espanhol, o título, resumo e palavras-
chave deverão também constar, respectivamente, em Português e em Inglês, mas com a
seqüência alterada, vindo primeiro no idioma principal.
Edição do texto
a) Processador: Word for Windows;
b) Texto: fonte Times New Roman, tamanho 12. Não deverá existir no texto palavras
em negrito;
c) Espaçam-ento: duplo entre o título, nome(s) do(s) autor(es), resumo e abstract;
simples entre item e subitem; e no texto, espaço 1,5;
d) Parágrafo: 0,5 cm;
38
e) Página: Papel A4, orientação retrato, margens superior e inferior de 2,54 cm, e
esquerda e direita de 3,00 cm, no máximo de 20 páginas não numeradas;
f) Todos os itens em letras maiúsculas, em negrito e centralizados, exceto Resumo,
Abstract, Palavras-chave e Key words, que deverão ser alinhados à esquerda e apenas as
primeiras letras maiúsculas. Os subitens deverão ser alinhados à esquerda, em negrito e
somente a primeira letra maiúscula;
g) As grandezas devem ser expressas no SI (Sistema Internacional) e a terminologia
científica deve seguir as convenções internacionais de cada área em questão;
h) Tabelas e Figuras (gráficos, mapas, imagens, fotografias, desenhos);
- Títulos de tabelas e figuras deverão ser escritos em português e inglês. O título em
português deverá ser escrito em fonte Times New Roman, estilo normal e tamanho 9. O
título em inglês deverá ser inserido logo abaixo com fonte Times New Roman, estilo
itálico e tamanho 8;
- As tabelas e figuras devem apresentar larguras de 9 ou 18 cm, com texto em fonte
Times New Roman, tamanho 9, e ser inseridas logo abaixo do parágrafo onde foram
citadas pela primeira vez. Exemplo de citações no texto: Figura 1; Tabela 1. Tabelas e
figuras que possuem praticamente o mesmo título deverão ser agrupadas em uma única
tabela ou figura criando-se, no entanto, um indicador de diferenciação. A letra
indicadora de cada sub-figura numa figura agrupada deve ser maiúscula e com um
ponto (exemplo: A.), e posicionada ao lado esquerdo superior da figura e fora dela. As
figuras agrupadas devem ser citadas no texto da seguinte forma: Figura 1A; Figura 1B;
Figura 1C.
- As tabelas não devem ter tracejado vertical e o mínimo de tracejado horizontal.
Exemplo do título, o qual deve ficar acima: Tabela 1. Estações do INMET selecionadas
(sem ponto no final). Em tabelas que apresentam a comparação de médias, mediante
análise estatística, deverá existir um espaço entre o valor numérico (média) e a letra. As
unidades deverão estar entre parêntesis.
- As figuras não devem ter bordadura e suas curvas (no caso de gráficos) deverão ter
espessura de 0,5 pt, e ser diferenciadas através de marcadores de legenda diversos e
nunca através de cores distintas. Exemplo do título, o qual deve ficar abaixo: Figura 1.
Perda acumulada de solo em função do tempo de aplicação da chuva simulada (sem
ponto no final). Para não se tornar redundante, as figuras não devem ter dados
constantes em tabelas. Fotografias ou outros tipos de figuras, deverão ser escaneadas
com 300 dpi e inseridas no texto. O(s) autor(es) deverá(ão) primar pela qualidade de
resolução das figuras, tendo em vista uma boa reprodução gráfica. As unidades nos
eixos das figuras devem estar entre parêntesis, mas, sem separação do título por vírgula.
Exemplos de citações no texto
a) Quando a citação possuir apenas um autor: ... Freire (1997) ou ... (Freire, 1997).
b) Quando possuir dois autores: ... Freire & Nascimento (1997), ou ... (Freire &
Nascimento, 1997).
c) Quando possuir mais de dois autores: Freire et al. (1997), ou (Freire et al., 1997).
Literatura citada
As referências citadas no texto deverão ser dispostas em ordem alfabética pelo últimoo
sobrenome do primeiro autor e conter os nomes de todos os autores, separados por
ponto e vírgula. As citações devem ser, preferencialmente, de publicações em
periódicos dos últimos dez anos, as quais deverão ser apresentadas conforme os
exemplos a seguir:
a) Livros
39
Michereff, S.J.; Andrade, D.E.G.T. de; Menezes, M. Ecologia e manejo de patógenos
radiculares em solos tropicais. 1.ed. Recife: Imprensa Universitária da Universidade
Federal Rural de Pernambuco, 2005. 398p.
b) Capítulo de livros
Ribeiro, M.R.; Freire, F.J.; Montenegro, A.A. de A. Solos halom󲦩cos no Brasil:
ocorrência, gênese, classificação, uso e manejo sustentável. In: Alvares V., V.H.; Melo,
J.W.V. de (org.). Tópicos especiais em ciência do solo. Viçosa/MG: Sociedade
Brasileira de Ciência do Solo, 2003. v.3, p.165-208.
c) Revistas
Santana, D.F.Y.; Lira, M. de A.; Santos, M.V.F. dos; Dubeux J?, J.C.B.; Silva, M. da C.
da; Santos, V.F. dos; Fernandes, A. de P. Métodos de recuperação de pastagens de
Brachiaria decubens Stapf no agreste pernambucano. Revista Brasileira de Zootecnia,
Viçosa, v.35, n.3, p.699-705, 2006.
d) Citações no prelo (aceitas para publicação) devem ser evitadas e só referenciadas
quando forem imprescindíveis à elaboração dos artigos
Costa, J.V.T; Lira Junior, M.A.; Ferreira, R.L.C.; Stamford, N.P.; Campanharo, M.;
Souza, C.A. Relacionamento entre tamanho do nódulo e medições convencionais da
nodulação. Acta Scientiarum, Maringá, 2007. No prelo.
e) Dissertações e teses
Santos, M.H.B dos. Diagnótico precoce do sexo de fetos caprinos e ovinos pela ultra-
sonografia em tempo real. Recife: Universidade Federal Rural de Pernambuco, 2006.
193p. Tese Doutorado.
f) Trabalhos apresentados em congressos (Anais, Resumos, Proceedings, Disquetes, CD
ROMS)
Fischer, A.F.; Hazin, F.H.V.; Viana, D.; Albanez, F.; Carvalho, F.C de; Pacheco, J.C.
Dados preliminares da biologia reprodutiva do tubarão flamengo (Carcharinus
acronotus) capturados na costa pernambucana. In: Congresso Brasileiro de
Oceanografia, 2, 2005, Vitória. Resumos ... Vitória: SBOC, 2005. p. 130.
No caso de disquetes ou CD Rom, o título da publicação continuará sendo Anais,
Resumos ou Proceedings, mas o n? de páginas serão substituídas pelas palavras
Disquetes ou CD Rom.
g) WWW (World Wide Web) e FTP (File Tr ansfer Protocol) Burka, L.P. A hipertext
history of multi-user dimensions; MUD history. http://www.ccs.neu.edu/home/lpb/mud-
history-html. 10 Nov. 1997.
h) Citações de comunicação pessoal deverão ser referenciadas como notas de rodapé,
quando forem imprescindíveis à elaboração dos artigos.
Outras informações sobre a normatização de artigos
1) Os títulos das bibliografias listadas devem ter apenas a primeira letra da primeira
palavra maiúscula, com exceção de nomes próprios. O título de eventos deverá ter
apenas a primeira letra de cada palavra maiúscula;
2) O nome de cada autor deve ser por extenso apenas o primeiro nome e o último
sobrenome, sendo apenas a primeira letra maiúscula;
3) Não colocar ponto no final de palavras-chave, key words e títulos de tabelas e
figuras. Todas as letras das palavras-chave devem ser minúsculas, incluindo a primeira
letra da primeira palavra-chave;
4) No Abstract, a casa decimal dos números deve ser indicada por ponto em vez de
vírgula;
5) A Introdução deve ter, preferencialmente, no máximo 2 páginas. Não devem existir
na Introdução equações, tabelas, figuras, e texto teórico sobre um determinado assunto;
40
6) Evitar parágrafos muito longos;
7) Não deverá existir itálico no texto, em equações, tabelas e figuras, exceto nos nomes
científicos de animais e culturas agrícolas, assim como, nos títulos das tabelas e figuras
escritos em inglês;
8) Não deverá existir negrito no texto, em equações, figuras e tabelas, exceto no título
do artigo e nos seus itens e subitens;
9) Em figuras agrupadas, se o título dos eixos x e y forem iguais, deixar só um título
centralizado;
10) Todas as letras de uma sigla devem ser maiúsculas; já o nome por extenso de uma
instituição deve ter maiúscula ap enas a primeira letra de cada nome;
11) Nos exemplos seguintes o formato correto é o que se encontra no lado direito da
igualdade: 10 horas = 10 h; 32 minutos = 32 min; 5 l (litros) = 5 L; 45 ml = 45 mL; l/s =
L s-1; 27?C = 27 ?C; 0,14 m3/min/m = 0,14 m3 min-1 m-1; 100 g de peso/ave = 100 g
de peso por ave; 2 toneladas = 2 t; mm/dia = mm d-1; 2x3 = 2 x 3 (deve ser separado);
45,2 - 61,5 = 45,2-61,5 (deve ser junto). A % é ¡ ? unidade que deve estar junta ao
número (45%). Quando no texto existirem valores numéricos seguidos, colocar a
unidade somente no ?o valor (Exs.: 20 e 40 m; 56, 82,5 e 90,2%). Quando for
pertinente, deixar os valores numéricos com no máximo duas casas decimais;
12) No texto, quando se diz que um autor citou outro, deve-se usar apud em vez de
citado por. Exemplo: Walker (2001) apud Azevedo (2005) em vez de Walker (2001)
citado por Azevedo (2005);
13) Na definição dos parâ-metros e variáveis de uma equação, deverá existir um traço
separando o símbolo de sua definição. A numeração de uma equação dever estar entre
parêntesis e alinhada esquerda. Uma equação dever ser citada no texto conforme os
seguintes exemplos: Eq. 1; Eq. 4.;
14) O artigo deve ter, preferencialmente, no máximo 25 citações bibliográficas, sendo a
maioria em revistas/periódicos recentes (últimos 5 anos). Seguir rigorosamente os
exemplos, apresentados nestas normas, dos formatos das citações bibliográficas no texto
e da listagem.
15) Quando o artigo for submetido não mais será permitida mudança de nome dos
autores, seqüência de autores e quaisquer outras alterações que no sejam por solicitado
do editor.
41
Artigo 2
Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes espécies de
microalgas e dieta formulada
42
Cultivo de rotífero Brachionus plicatilis (Müller, 1786) com diferentes espécies
de microalgas e dieta formulada
Rotifer Brachionus plicatilis (Müller, 1786) culture with different microalgae
species and formulated diet
Wanessa de Melo Costa
1
, Marina Bezerra Figueiredo
1
, Januária Cavalcanti
Cezar de Albuquerque
2
, Ianna Maria de Alencar Cavalcanti
3
, Gláucia Andreza
de Brito da Silva
3
, Alfredo Olivera Gálvez
4
Resumo
O presente trabalho consta de dois experimentos os quais avaliaram o cultivo
rotíferos Brachionus plicatilis através da densidade populacional, taxas de
crescimento e reprodutiva e produção de ovos. O experimento 1 foi realizado
com três espécies de microalgas: Chaetoceros calcitrans, na densidade de
2,5x10
4
cél.mL
-1
, Isochrysis galbana e Nannochloropsis sp., na densidade
5x10
4
cél.mL
-1
para ambas as espécies. Não houve diferenças significativ as
entre os tratamentos. No experimento 2, com dieta formulada Culture
Selco
®
Plus (CSP) as densidades iniciais de rotíferos foram: 250, 150 e 50
rotíferos.mL
-1
, tratamentos 1, 2 e 3, respectivamente. A mais alta densidade
populacional ao final do cultivo (média de 122 rotíferos.mL
-1
) foi observada
quando a densidade inicial foi 250 rotíferos.mL
-1
(p<0,05). No tratamento 3, a
taxa de crescimento populacional e taxa de duplicação obtiveram valores
positivos (0,11±0,09). A taxa reprodutiva foi superior a 0,25 nos tratamentos 2 e
3. As densidades iniciais de rotíferos no cultivo influenciam na densidade
populacional e taxas de crescimento e reprodutiva de rotíferos B. plicatilis
alimentados com CSP.
Palavras-chave: zooplâncton, microalgas, culture selco
®
plus.
1
Mestre em Recursos Pesqueiros e Aqüicultura do Departamento de Pesca e Aqüicultura Universidade Fede ral Rural
de Pernambuco, R. Dom Manoel de Med eiros, s/n, Recife, PE, 52171900. Fone: 81-3320 -6504. Fax: 81–3320-6502.
2
Engenheira de Pesca pela Universidade Federal Rural de Pe rnambuco.
3
Graduandas em Engenharia de Pesca da Universidade Federal Rural de Perna mbuco.
4
Professor adjunto da Universidade Federal Rural de Pernambuco.
43
Abstract
The present study involves two experiments that evaluated Brachionus plicatilis
rotifer culture through population density, growth and reproductive rate and egg
production. The experiment one was realized with three microalgae species:
Chaetoceros calcitrans, in densit y of 2.5x10
4
cells.mL
-1
, Isochrysis galbana and
Nannochloropsis sp., in density of 5x10
4
cells.mL
-1
for both species. There were
not significantly differences between treatments. In experiment two, with
formulated diet Culture Selco
®
Plus (CSP), the initial rotifer densities were: 250,
150 e 50 rotifers.mL
-1
(treatments 1, 2 and 3, respectively). The highest final
density (mean 122 rotifers.mL
-1
) was observed when the initial density was 250
rotifers.mL
-1
(p<0.05). In the treatment 3, the rate of population growth rate and
duplication received positive values (0.11±0.09). The reproductive rate was
higher than 0.25 in treatments 2 and 3. The initial densities of rotifers in the
culture influence population density and growth and reproduction rates of
rotifers B. plicatilis fed CSP.
Keywords: zooplankton, microalgae, culture selco
®
plus.
44
INTRODUÇÃO
Durante anos, rotíferos e náuplios de Artemia têm sido utilizados como
alimento inicial para larvas de peixes marinhos. Os náuplios de Artemia
também são utilizados comercialmente para cultivar larvas de camarão marinho
e peixes de água doce. Outros zooplanctontes como copépodos, protozoas e
larvas de ostras também são utilizados, porém rotíferos e cladóceros têm
provado ser mais eficientes (Hoff e Snell, 2004).
O rotífero Brachionus plicatilis é indispensável na larvicultura de uma grande
quantidade de peixes marinhos devido a características como pequeno
tamanho (120 – 300 μm), reduzida mobilidade e permanência na coluna
d’água, capacidade de produção em larga escala, facilidade de manejo em
termos de assimilação de substâncias enriquecedoras e bactericidas e ampla
faixa de tolerância a mudanças no meio de cultivo (Giliberto e Mazzola, 1981;
Hirayama, 1985; Sorgeloos e Léger, 1992; Lubzens et al., 2001; Hoff e Snell,
2004).
Dentre as várias espécies de microalgas, o conteúdo específico de ácidos
graxos essenciais DHA 22:6 ω-3 em Isochrysis galbana, e seu relativamente
fácil cultivo em larga escala a faz ser um atrativo em laboratórios comerciais
(Lubzens et al., 1985; Whyte e Nagata, 1990; Sukenik e Wahnon, 1991;
Mourente et al., 1993, apud Dhert et al., 2001). Porém, na maior parte do
tempo, a produção de algas demanda muito trabalho, não sendo
economicamente viáveis para a alimentação do rotífero (Coutteau e Sorgeloos,
1997).
A dieta formulada mais freqüentemente usada na Europa para o cultivo de
rotíferos é Culture Selco
®
utilizável na forma seca. Ela tem sido formulada
como um completo substituto para microalga viva e ao mesmo tempo garante a
incorporação de altos níveis de EFA (ácidos graxos essenciais) e vitaminas nos
rotíferos. Segundo o fabricante, a composição bioquímica da dieta formulada
Culture Selco
®
consiste de 45% de proteínas, 30% de carboidratos, 15% de
lipídeos (33% dos quais s ão (ω-3) HUFA - ácidos graxos alt amente
insaturados), e 7% de cinzas. As características físicas são ótimas para a
ingestão pelos rotíferos: a partícula, tendo 7 µm de tamanho, permanece em
suspensão na coluna d’água com uma relativamente forte aeração e não lixivia
(Dhert, 1996).
45
Vários estudos foram realizados de forma a melhorar a qualidade e a
produção de rotíferos, enfocando a utilização de emulsões de lipídios,
microalgas, leveduras e várias dietas inertes (Mourente et al., 1993; Lie et al.,
1997; Kostopoulou et al., 2006).
O presente trabalho teve como objetivo avaliar o crescimento populacional
de B. plicatilis, alimentados com microalgas e dieta formulada e sob diferentes
densidades iniciais de rotíferos, através das taxas de crescimento e
reprodutiva, tempo de duplicação e produção de ovos.
MATERIAL E MÉTODOS
Dois experimentos foram realizados com rotíferos Brachionus plicatilis
alimentados três espécies de microalgas e com dieta formulada (CSP - Cultur e
Selco
®
Plus, INVE N.V., Bélgica). O experimento 1 foi conduzido no Laboratório
de Maricultura Sustentável (LAMARSU) e o experimento 2, no Laboratório de
Produção de Alimento Vivo (LAPAVI), ambos pertencentes ao Departamento
de Pesca e Aqüicultura da Universidade Federal Rural de Pernambuco.
A cepa de B. plicatilis foi obtida no Laboratório de Piscicultura Marinha
(LAPMAR) da Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC), sendo mantida
no LAPAVI para fins experimentais.
No experimento 1, com duração de 15 (quinze) dias, em beckers de 250 mL,
os rotíferos foram alimentados com três espécies de microalgas: Chaetoceros
calcitrans, na densidade de 2,5x10
4
cél.mL
-1
(Tratamento 1), Isochrysis galbana
(Tratamento 2) e Nannochloropsis sp. (Tratamento 3) na densidade 5x10
4
cél.mL
-1
para ambas as espécies. A iluminação foi mantida constante e a
temperatura se manteve em 21±1 ºC. A densidade inicial de rotíferos foi de 5
rotíferos.mL
-1
. A água do mar, previamente filtrada em areia e em filtro tipo
cartucho com porosidade de 3 μm, possuía salinidade inicial de 34±1.
As microalgas foram provenientes do banco de cepas do LAPAVI, onde são
rotineiramente mantidas utilizando o tipo de cultivo semi-contínuo com meio
Conway (Walne, 1974). As microalgas utilizadas no experimento se
encontravam na fase exponencial de crescimento. Em cada unidade
experimental, a quantidade residual de microalgas (não consumidas pelos
rotíferos) foi estimada diariamente a partir do segundo dia de cultivo com uma
46
câmara de Neubauer. Desta forma, através da determinação da dens idade
celular, foi calculado o volume do meio de cultivo de microalga a ser adicionado
em cada uma das unidades de cultivo de rotíferos.
No experimento 2, os rotíferos foram alimentados com dieta formulada CSP
durante três dias, sendo estabelecidas três diferentes densidades iniciais como
tratamentos: 250 rotíferos.mL
-1
(Tratamento 1); 150 rotíferos.mL
-1
(Tratamento
2) e 50 rotíferos.mL
-1
(Tratamento 3). A dieta formulada foi fornecida de acordo
com as especificações do fabricante, ou seja, 0,7, 0,5 e 0,4 g de CSP para
cada milhão de rotíferos nos dias 1, 2 e 3, respectivamente. No quarto dia de
experimento foi realizada a última contagem da densidade populacional e
coleta dos rotíferos.
Os rotíferos do experimento 2 foram cultivados em recipientes plásticos
transparentes cilindro-cônicos, com volume útil de 1,5 L. Uma pedra porosa,
colocada no centro de cada recipiente, fornecia aeração constante. Lâmpadas
fluorescentes proviam cerca de 3000 lux, num fotoperíodo de 24 h de luz
diárias. A água do mar, com salinidade original de 34 e previamente filtrada em
areia e em filtro tipo cartucho com porosidade de 3 μm, foi misturada à água
destilada para obter salinidade de 20, de acordo com o protocolo de cultivo de
rotíferos com CSP.
Amostras da água do mar do primeiro e do último dia do experimento 2
foram obtidas para posterior análise dos compostos nitrogenados: nitrogênio
amoniacal (NH
4
+NH
3
), segundo Koroleff (1976), nitrito (NO
2
) e nitrato (NO
3
), de
acordo com Mackerett e Heron (1978). As análises foram realizadas no
Laboratório de Limnologia da Universidade Federal Rural de Pernambuco.
Para avaliar o crescimento populacional de B. plicatilis foram feitas
contagens diárias dos indivíduos de cada unidade experimental em câmara de
Sedgewick-Rafter através de uma sub-amostra, fixada em formalina a 4%, de
cada unidade experimental. Nesta oportunidade, também foi estimada a
quantidade de ovos para analisar a produção de múltiplos ovos.
A taxa de crescimento populacional (r) foi estimada pela equação: r = (lnN
1
–
lnN
0
)/t (Omori e Ikeda, 1984), onde N
0
= densidade inicial de rotíferos
(indivíduos.mL
-1
), N
1
= densidade de rotíferos após o período de cultivo (t) e t =
período de cultivo (dias). O tempo de duplicação (d) foi calculado de acordo
47
com a equação: d = ln2/r e a taxa reprodutiva (O/F) pela relação de ovos por
fêmea.
Diariamente foram mensuradas as variáveis oxigênio dissolvido e
temperatura com um analisador multi-parâmetro (YSI 55, EUA), enquanto a
salinidade e o pH foram medidos com refratômetro (Atago, S10-E) e medidor
de pH eletrônico (pH Meter Tec-2, Tecnal), respectivamente.
O delineamento aplicado foi inteiramente casualizado, com três tratamentos
e três repetições. Os resultados foram tratados estatisticamente no programa
Statistic 6.0, através da análise de variância (ANOVA) precedida dos testes
recomendáveis. Diferenças significativas entre as médias (p<0,05) foram
testadas pelo teste de Duncan. Para valores com distribuição não-paramétrica,
utilizou-se teste de Kruskal-Wallis.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
As variáveis hidrológicas salinidade, temperatura, pH e oxigênio dissolvido
não apresentaram variações significativas ao longo dos dois experimentos.
Pode-se observar, na Figura 1, um crescimento discreto na curva da
densidade populacional do experimento 1, nos sete primeiros dias, os quais
correspondem à fase lag, que segundo Pousão-Ferreira (1995), indica uma
adaptação dos organismos ao meio.
A partir do 8º dia de cultivo os rotíferos alimentados com Isochrysis galbana
conseguiram manter as mais altas densidades (p<0,05) com máxima de
599±59,15 rotíferos.mL
-1
, no 11º dia de cultivo (Figura 1).
Gallardo et al., 2000, em experimento realizado durante 16 dias com ácido
gama-aminobutírico (GABA) para aumentar a densidade populacional d e
rotíferos, encontraram densidades de cerca de 200 rotíferos.mL
-1
.
Dhert et al. (2001) afirmam que quando microalgas de boa qualidade são
disponibilizadas em grandes quantidades, elas se constituem numa excelente
dieta para os rotíferos, principalmente por fornecerem altos níveis de ácidos
graxos essenciais. Esse fato pode explicar as altas densidades de rotíferos
obtidas com I. galbana, no experimento 1, pois esta espécie possui alto teor de
lipídios (Martínez-Fernández et al., 2006).
48
0
100
200
300
400
500
600
700
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
Temp o (Dias)
Den s idad e ( Rotí fer o s . ml- 1)
Chaetoceros calcitrans Isocrhysis galbana Nannochloropsis sp.
Figura 1. Densidade populacional de Brachionus plicatilis durante o cultivo em
beckers de 250 mL. Cada ponto representa a média de quatro rpetições e
desvio padrão
Com relação à densidade populacional de rotíferos no experimento 2, houve
diferenças significativas entre os tratamentos (p<0,05) e o tratamento 1 obteve
densidade mais alta (122±35,0 rotíferos.mL
-1
) (Tabela 1).
Embora a densidade populacional final mais alta tenha ocorrido no
tratamento 1, de acordo com as especificações do CSP, quando inoculados
com 250 rotíferos.mL
-1
(dia 0), as densidades deveriam ser de 400 rotíferos.mL
-
1
no dia 1, de 700 rotíferos.mL
-1
no dia 2 e de 1200 rotíferos.mL
-1
no dia 3,
desde que as variáveis ambientais estivessem de acordo com as especificadas
no produto. Ao contrário deste padrão, os tratamentos 1 e 2, ao final do
experimento, encontraram-se com a metade da densidade populacional inicial
e apenas o tratamento 3 obteve aumento de densidade populacional (Tabela
1). Esse comportamento pode ter ocorrido devido à resíduos de CSP no cultivo
e ao possível aparecimento do protozoário Vorticella, pois não foi utilizado nos
recipientes um material que absorvesse os resíduos de CSP como deveria.
Tabela I. Densidade populacional (rotíferos.mL
-1
) B. plicatilis alimentados com
dieta formulada (média±desvio padrão)
Dia
Densidade inicial de
rotífero (rot.mL
-1
) no dia 0
1 2 3
250 242±39,5 ª 222±14, 0 ª 122±35,0
a
150 236±36,1 ª 137±99,8
b
80±17,0
b
50 61±24,6
b
55±25,6
c
83±7,5
b
Letras diferentes na mesma coluna diferem significativamente entre tratamentos
49
Em geral, os valores de “r” da maioria das espécies de rotíferos variam de
0,2 a 2 por dia, dependendo da espécie e da quantidade de alimento fornecida
(Sarma et al., 2001). Entre as espécies de Brachionus, B. plicatilis e B.
calyciflorus tem taxas de crescimento mais altas que 0,5 por dia (Sarma et al.,
2001). Porém, isso não foi observado nos presentes experimentos (Tabela 2).
Utilizando sistema de recirculação, Suantika et al. (2003) encontraram taxas
de crescimento populacional de rotíferos alimentados com Culture Selco de
0,50. Essas taxas de crescimento foram superiores às encontradas no presente
estudo, possivelmente devido à densidade inicial de rotíferos no cultivo as
quais foram 250, 150 e 50 rotíferos.mL
-1
, e de 500 rotíferos.mL
-1
no
experimento de Suantika et al. (2003), pois o fato de um sistema de
recirculação promover um cultivo estável, devido à estabilidade das variáveis
hidrológicas, não pode ser considerado neste caso pois no presente
experimento também não houve variação brusca nas variáveis hidrológicas.
Tabela II. Taxa de crescimento populacional e tempo de duplicação de B.
plicatilis alimentados com diferentes dietas (média±desvio padrão)
Taxa de
crescimento
populacional
(duplicações/dia)
Tempo de
duplicação
(dias/duplicação)
Experimento 1
Microalga
Chaetoceros calcitrans
0,11±0,02
a
11,09±22,91 ª
Isochrysis galbana
0,07±0,20 ª 22,88±32,66
b
Nannochloropsis sp. 0,06±0,21 ª -19,30±74,99
c
Experimento 2
Densidade inicial de
rotífero (rot.mL
-1
)
250 -0,17±0,08
b
-4,12±1,42
b
150 -0,17±0,07
b
-4,65±1,76
b
50 0,11±0,09 ª 5,62±0,99
a
Letras diferentes na mesma coluna diferem significativamente nos diferentes experimento s
A qualidade da água do cultivo do experimento 2 foi analisada de acordo
com os compostos nitrogenados: nitrogênio amoniacal (NH
4
+NH
3
), nitrito (NO
2
)
e nitrato (NO
3
) das amostras coletadas no final do cultivo. A média dos valores
50
iniciais desses compostos foram 0,00 mg.L
-1
de NH
4
+NH
3;
0,00 mg.L
-1
de NO
2
e 0,007 mg.L-1 de NO
3
.
Altos níveis de amônia não-ionizada são tóxicos para rotíferos, mas, se
cultivados em condições com concentrações de NH
3
inferiores a 1 mg.L
-1
,
parece ser seguro (Dhert, 1996). Hoff e Snell (2004) também recomendam que
o nível de amônia livre (tóxica) nos cultivos de rotíferos não excedam 1 mg.L
-1
.
No presente experimento, nos tratamentos 1 e 3, os níveis de NH
3
foram
inferiores ao recomendado por esses autores, visto que a média de NH
4
+NH
3
foi de 0,883±0,13 e 0,025±0,03, respectivamente (Tabela 3).
Tabela III. Compostos nitrogenados ao final do cultivo de B. plicatilis
(média±desvio padrão)
Densidade inicial de
rotífero (rot.mL
-1
)
NH
4
+NH
3
(mg.L
-1
)
NO
2
(mg.L
-1
)
NO
3
(mg.L
-1
)
250 0,883±0,13
b
0,005±0,00
b
0,099±0,03
b
150 1,060±0,09
b
0,003±0,00
a,b
0,090±0,02
b
50 0,025±0,03
a
0,001±0,00
a
0,028±0,03
a
Letras diferentes na mesma coluna diferem significativamente entre tratamentos
Durante a fase exponencial do cultivo, uma taxa r
51
Tabela IV. Taxa reprodutiva de B. plicatilis alimentados com microalga e dieta
formulada (média±desvio padrão)
Taxa reprodutiva (ovos/fêmea)
Experimento 1
Microalga
Chaetoceros calcitrans
0,30±0,09
a
Isochrysis galbana
0,29±0,15
a
Nannochloropsis sp.
0,28±0,13
a
Experimento 2
Densidade inicial de rotífero (rot.mL
-1
)
250 0,13±0,07
a
150 0,34±0,60
a
50 0,42±0,39
a
Letras iguais na mesma co luna não diferem significativamente nos diferente s experimentos
CONCLUSÕES
A densidade populacional, as taxas de crescimento e reprodutiva e a
produção de ovos de rotíferos Brachionus plicatilis, alimentados com dieta
formulada Culture Selco
®
Plus, variam de acordo com as densidades iniciais de
rotíferos no cultivo. A espécie de microalga Isochrysis galbana é mais eficiente
no cultivo de rotíferos.
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54
Títulos das ilustrações
Figura 1. Densidade populacional de Brachionus plicatilis durante o cultivo em
beckers de 250 mL. Cada ponto representa a média de quatro réplicas e desvio
padrão
Tabela I. Densidade populacional (rotíferos.mL
-1
) B. plicatilis alimentados com
dieta formulada (média±desvio padrão)
Tabela II. Taxa de crescimento populacional e tempo de duplicação de B.
plicatilis alimentados com diferentes dietas (média±desvio padrão)
Tabela III. Compostos nitrogenados ao final do cultivo de B. plicatilis
(média±desvio padrão)
Tabela IV. Taxa reprodutiva de B. plicatilis alimentados com dieta formulada
(média±desvio padrão)
55
Diretrizes para autores - ARQUIVOS DE CIÊNCIAS DO MAR (Archives of Marine
Sciences)
O periódico Arquivos de Ciências do Mar constitui o meio de comunicação científico do Instituto de
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56
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de páginas, cidade, ano.
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· Capítulo de livro - nome do(s) autor(es) seguido das iniciais, título completo do artigo , número de
páginas do capítulo, nome do(s) edito r (es), título do livro (em itálico), editora, número de páginas do
livro, cidade, ano.
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· Monografia, dissertação ou tese - n ome do(s) autor(es) seguido das iniciais, título completo do trabalho
(em itálico), especificação do tipo (monografia, dissertação ou tese), nome do curso de pós-graduação,
nome da unive rsidade, do número de páginas, cidade, ano.
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Ecologia e Recursos Naturais, Universidade Federal de São Carlos, 279 p., São Carlos, 1996.
Preparação do t ext o
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58
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