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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
COMPARAÇÃO ENTRE DIFERENTES PERÍODOS DE
JEJUM EM CÃES SUBMETIDOS À ANESTESIA GERAL
INALATÓRIA: ASPECTOS CLÍNICOS, BIOQUÍMICOS E
ELETROLÍTICOS
SIMONE MACHADO GUIMARÃES
BOTUCATU – SP
Junho 2006
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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
COMPARAÇÃO ENTRE DIFERENTES PERÍODOS DE
JEJUM EM CÃES SUBMETIDOS À ANESTESIA GERAL
INALATÓRIA: ASPECTOS CLÍNICOS, BIOQUÍMICOS E
ELETROLÍTICOS
SIMONE MACHADO GUIMARÃES
Dissertação apresentada junto ao
Programa de Pós-Graduação em
Medicina Veterinária para obtenção do
título de Mestre
Orientadora: Profa. Dra. Valéria Nobre Leal
de Souza Oliva
BOTUCATU - SP
Junho 2006
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FICHA CATALOGRÁFICA ELABORADA PELA SEÇÃO TÉCNICA DE AQUISIÇÃO E TRATAMENTO
DA INFORMAÇÃO
DIVISÃO TÉCNICA DE BIBLIOTECA E DOCUMENTAÇÃO - CAMPUS DE BOTUCATU - UNESP
BIBLIOTECÁRIA RESPONSÁVEL: Selma Maria de Jesus
Guimarães, Simone Machado.
Comparação entre diferentes períodos de jejum em cães
submetidos à anestesia geral inalatória: aspectos clínicos, bioquímicos
e eletrolíticos / Simone Machado Guimarães. – 2006.
Dissertação (mestrado) – Universidade Estadual Paulista,
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Botucatu, 2006.
Orientador: Valéria Nobre Leal de Souza Oliva
Assunto CAPES: 50501011
1. Anestesia veterinária 2. Cão - Anestesia
CDD 636.089796
Palavras-chave: Cão; Cortisol; Equilíbrio ácido-base; Glicemia; Jejum
SIMONE MACHADO GUIMARÃES
COMPOSIÇÃO DA BANCA EXAMINADORA
Valéria Nobre Leal de Souza Oliva
Flávio Massone
Renata Navarro Cassu
Botucatu, 27 de junho de 2006.
Dedico
DedicoDedico
Dedico
Ao meu pai Caibar e minha avó Elidia, in memorian, pelo
amor incondicional que sempre tiveram por mim.
A minha mãe Vera, mulher guerreira e batalhadora, pelo seu
amor, apoio, compreensão e principalmente companheirismo.
A minha irmã Rita pelo apoio.
Aos meus animais, pelo amor e companheirismo integral,
meus melhores amigos.
Aos queridos e gratos animais: Dida, Prog, Krisna, Laika,
Catarina, Biscui, Tico e Brad. Sem vocês, não seria possível a
realização desta jornada. Carinho e respeito para sempre!!!
Obrigada a todos vocês!
Obrigada a todos vocês!Obrigada a todos vocês!
Obrigada a todos vocês!
AGRADECIMENTOS
AGRADECIMENTOS AGRADECIMENTOS
AGRADECIMENTOS ESPECIAIS
ESPECIAISESPECIAIS
ESPECIAIS
À orientadora Valéria Nobre Leal de Souza Oliva, pela
dedicação, paciência e carinho ao me instruir nesta jornada e,
principalmente, pela amizade. Responsável por meu crescimento
na Anestesiologia e obtenção deste título.
Obrigada pela confiança!!!
AGRADECIMENTOS
AGRADECIMENTOSAGRADECIMENTOS
AGRADECIMENTOS
À companheira de mestrado, Camila Maia, pela amizade e
enorme ajuda durante esta jornada.
Ao serviço de Radiologia do Hospital Veterinário Luis
Quintiliano de Oliveira, UNESP - Araçatuba, especialmente a
profa. Dra. Luciana Del Rio Pinoti Ciarlini e aos residentes
Alexandre Redson Soares da Silva e Carla Lacerda Barros, pela
atenção, carinho e ajuda durante a realização deste estudo.
Ao serviço de Laboratório Clínico do Hospital Veterinário
Luis Quintiliano de Oliveira, UNESP-Araçatuba, especialmente a
Profa. Dra. Suely Regina Mogami Bomfim, pela colaboração,
atenção e ajuda, sem a qual também seria impossível a realização
deste estudo.
À profa Dra. Sílvia Helena Venturoli Perri, pela realização
da análise estatística.
Ao prof. Dr. Guilherme de Paula Nogueira pela realização
das dosagens de cortisol.
Ao Hospital Veterinário Luis Quintiliano de Oliveira,
UNESP-Araçatuba, pelo espaço cedido para realização da parte
experimental do estudo.
Ao departamento de Cirurgia e Anestesiologia Veterinária da
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia de Botucatu, pelo
empréstimo do capnógrafo, em nome do prof. Dr. Stélio P. L. Luna.
Ao serviço de Análises Clínicas do Hospital da Santa Casa de
Misericórida de Araçatuba, pela realização da hemogasometria
durante todo experimento.
Às bibliotecárias Isabel Pereira de Matos e Selma Maria de
Jesus, pela correção das referências bibliográficas.
À pós-graduanda Lilian Bevilacqua, pela ajuda ao início da
parte experimental do estudo.
Às funcionárias do Hospital Veterinário Luis Quintiliano de
Oliveira, UNESP-Araçatuba, Marina e Cleonice, especialmente
pela amizade e alegria. Agradeço a atenção, cuidados e carinho
aos animais deste estudo.
Às alunas Maria Carolina Vivan e Daniela Boaventura, pela
ajuda e interesse durante o decorrer do estudo.
Aos amigos: Carla Barros, Bruno Monteiro, Maurício Zannete
e Lídia Matsubara pela amizade, carinho e auxílio no decorrer
deste estudo.
Aos professores Flávia de Rezende Eugênio e Alexandre Lima
de Andrade pela amizade, atenção e também pelos ensinamentos
durante a fase acadêmica.
À amiga Ana Cláudia Sato pela amizade, companheirismo e
incentivo em todos estes anos. Sempre presente!!
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e
Tecnológico (CNPq), pela bolsa concedida durante o mestrado.
À Fundação para o Desenvolvimento da UNESP
(FUNDUNESP), pelo apoio financeiro para a realização da
pesquisa.
À PREMIER Pet, pelas rações concedidas aos nossos queridos
animais durante todo o experimento.
À
FORT DODGE
e COVELI,
por nos doar vacinas óctuplas e
anti-rábicas, e vermífugos, respectivamente, aos animais do
estudo.
E a todos que contribuíram de alguma forma para a
realização deste estudo.
“EMBORA NINGUÉM POSSA VOLTAR ATRÁS E
FAZER UM NOVO COMEÇO, QUALQUER UM PODE
COMEÇAR AGORA E FAZER UM NOVO FIM”.
(CHICO XAVIER)
))
)
SUMÁRIO
Página
LISTA DE TABELAS..........................................................................................”x”
LISTA DE FIGURAS.......................................................................................”xiii”
LISTA DE ABREVIATURAS...........................................................................”xvi”
RESUMO.............................................................................................................1
ABSTRACT..........................................................................................................2
1INTRODUÇÃO...................................................................................................3
2 REVISÃO DE LITERATURA............................................................................ 4
2.1 Medicação pré-anestésica..........................................................................4
2.1.1 Acepromazina.....................................................................................4
2.2 Tiopental sódico..........................................................................................5
2.3 Halotano......................................................................................................5
2.4 Jejum pré – anestésico: finalidades e considerações.................................6
2.5 Esvaziamento gástrico..............................................................................10
2.6 Jejum prolongado.....................................................................................12
2.6.1 Hipoglicemia.....................................................................................13
2.6.2 Estresse............................................................................................15
2.6.3 Desidratação.................................................................................... 17
2.6.4 Hipotensão arterial............................................................................18
2.6.5 Acidose metabólica...........................................................................18
3 OBJETIVOS....................................................................................................20
4 MATERIAL E MÉTODO................................................................................. 21
4.1 Local.........................................................................................................21
4.2 Animais......................................................................................................21
4.2.1 Adaptação e preparo dos animais.................................................... 21
4.3 Grupos experimentais...............................................................................22
4.4 Manejo alimentar......................................................................................22
4.5 Avaliação da repleção gástrica ................................................................23
4.6 Procedimento anestésico..........................................................................24
4.6.1 Período pré-anestésico.....................................................................27
4.6.2 Indução anestésica...........................................................................28
4.6.3 Manutenção anestésica....................................................................28
4.7 Parâmetros avaliados............................................................................... 28
4.7.1 Parâmetros clínicos..........................................................................28
4.7.2 Parâmetros endócrinos ....................................................................29
4.8 Análise estatística ...............................................................................30
5 RESULTADOS............................................................................................... 31
6 DISCUSSÃO.................................................................................................. 72
7 CONCLUSÕES...............................................................................................80
8 REFERÊNCIAS............................................................................................. 81
9 TRABALHO CIENTÍFICO...............................................................................91
ANEXOS..........................................................................................................104
LISTA DE TABELAS
Página
Tabela 1: Quantidade diária de ração seca (g/dia) recomendada
pelo fabricante e fornecida aos animais...........................................22
Tabela 2: Quantidade de ração seca (gramas) consumida
diariamente durante o estudo ..........................................................23
Tabela 3: Valores da Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da
freqüência cardíaca (FC), em bpm, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em
cada momento de avaliação..............................................................32
Tabela 4: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
da temperatura retal (TR), em °C, em cães segundo
os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3
(24 horas) em cada momento de avaliação.......................................34
Tabela 5: Valores da média (
x
), erro padrão da média (EPM)
e mediana (Md) da freqüência respiratória (f),
em mpm, em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação. ....................................................................................36
Tabela 6: Valores da média (
x
), erro padrão da média (EPM)
e mediana (Md) do tempo de reperfusão capilar (TRC),
em cães segundos segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada
momento de avaliação......................................................................38
Tabela 7: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
da tensão de dióxido de carbono no final da
expiração (ETCO
2
), em mmHg, em cães segundo
os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas)
em cada momento de avaliação. ....................................................40
Tabela 8: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da
pressão arterial sistólica (PAS) obtida pelo método
não-invasivo, em mmHg, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3
(24 horas) em cada momento de avaliação.....................................43
Tabela 9: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da
pressão arterial média obtida pelo método não-invasivo
(PAM NINV), em mmHg, em cães segundo os grupos
G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada
momento de avaliação......................................................................45
Tabela 10: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da
pressão arterial diastólica (PAD) obtida pelo método
não-invasivo, em mmHg, em cães segundo os grupos
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas)
em cada momento de avaliação......................................................48
Tabela 11: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
do potencial hidrogeniônico (pH) do sangue arterial,
em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação...........................50
Tabela 12: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
da pressão parcial de dióxido de carbono no
sangue arterial (PaCO
2
), em mmHg, em cães segundo
os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas)
em cada momento de avaliação.....................................................52
Tabela 13: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
da pressão parcial de oxigênio no sangue arterial (PaO
2
),
em mmHg, em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação.....................................................................................54
Tabela 14: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da
concentração de bicarbonato (HCO
3
) no sangue arterial,
em mmol/l, em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação..............................................................................................56
Tabela 15: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM) do
dióxido de carbono total (CO
2
T) no sangue arterial,
em mmol/l, em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação.....................................................................................58
Tabela 16: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
do déficit de base (BE) no sangue arterial, em mmol/l,
em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2
(18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação......................................................................................60
Tabela 17: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
da saturação de oxigênio na hemoglobina (SatO
2
), em %,
em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação....................................................................................62
Tabela 18: Valores da média (
x
) e erro padrão da média (EPM)
da glicemia plasmática, em mg/dl, em cães segundo
os grupos os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação...........................64
Tabela 19: Valores da média (
x
), erro padrão da média (EPM)
e mediana (Md) do cortisol sérico, em µg/dl, em cães
segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e
G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.........................................................................................66
Tabela 20: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) do
diâmetro da luz estomacal, em cm,em cães segundo
os grupos G1(12 horas), G2 (18 horas) e
G3 (24 horas) no momento final de avaliação.................................68
Tabela 21: Número e porcentagem de animais segundo o
escore e momento de avaliação.....................................................69
Tabela 22: Número e porcentagem de animais segundo o
escore e grupo no momento final de avaliação. ............................70
LISTA DE FIGURAS
Página
Figura 1: Representação radiográfica do escore 4............................................25
Figura 2: Representação radiográfica do escore 3............................................25
Figura 3: Representação radiográfica do escore 2............................................25
Figura 4: Representação radiográfica do escore 1............................................26
Figura 5: Local para mensuração da pressão arterial não-invasiva
(acima da articulação umerorrádio-ulnar)..........................................26
Figura 6: Local para punção da artéria femoral para realização
da gasometria.....................................................................................26
Figura 7: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro
padrão da média (EPM) da freqüência cardíaca (FC),
em bpm, em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação.......................................................................................33
Figura 8: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e
erro padrão da média (EPM) da temperatura retal (TR),
em ºC, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2
(18 horas) e G3 (24 horas) em cada
momento de avaliação.......................................................................35
Figura 9: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e
erro padrão da média (EPM) da freqüência respiratória (f),
em mpm, em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação.......................................................................................37
Figura10: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e
erro padrão da média (EPM) do tempo de reperfusão
capilar (TRC), em segundos, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas)
em cada momento de avaliação.......................................................39
Figura 11: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e
erro padrão da média (EPM) da tensão de dióxido
de carbono no final da expiração (ETCO
2
), em mmHg,
em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação............................41
Figura 12: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e
erro padrão da média (EPM) da pressão arterial
sistólica (PAS) obtida pelo método não-invasivo, em mmHg,
em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação............................44
Figura 13: Representação gráfica dos valores da média (
x
)
e erro padrão da média (EPM) da pressão arterial média
(PAM) obtida pelo método não-invasivo, em mmHg, em
cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e
G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação....................................................................................46
Figura 14: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro
padrão da média (EPM) da pressão arterial diastólica (PAD)
obtida pelo método não-invasivo, em mmHg, em cães segundo
os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas)
em cada momento de avaliação......................................................49
Figura 15: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro
padrão da média (EPM) do potencial hidrogeniônico (pH) do
sangue arterial em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação.....................................................................................51
Figura 16: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro
padrão da média (EPM) da pressão parcial de dióxido de
carbono no sangue arterial (PaCO
2
), em mmHg, em cães
segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3
(24 horas) em cada momento de
avaliação.........................................................................................53
Figura 17: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) da pressão parcial de oxigênio no sangue
arterial (PaO
2
), em mmHg, em cães segundo os grupos G1
(12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação.....................................................................................55
Figura 18: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) de bicarbonato (HCO
3
) no sangue arterial,
em mmol/l, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2
(18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação....................................................................................57
Figura 19: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro
padrão da média (EPM) do dióxido de carbono total (CO
2
T)
no sangue arterial, em mmol/l, em cães segundo os grupos
G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação.....................................................................................59
Figura 20: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) de déficit de base (BE) no sangue arterial,
em mmol/l, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2
(18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação....................................................................................61
Figura 21: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) da saturação de oxigênio na hemoglobina
(SatO
2
), em %, em cães segundo os grupos G1 (12 horas),
G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento
de avaliação....................................................................................63
Figura 22: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) da glicemia plasmática, em mg/dl,
em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e
G3 (24 horas) em cada momento de avaliação...............................65
Figura 23: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) de cortisol sérico, em µg/dl, em cães
segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3
(24 horas) em cada momento de
avaliação.........................................................................................67
Figura 24: Representação gráfica da quantidade de material estomacal
baseada no estabelecimento de escore em diferentes
momentos de avaliação..................................................................71
Figura 25 : Representação gráfica da quantidade de material estomacal
baseada no estabelecimento de escore no momento final
de avaliação....................................................................................71
LISTA DE ABREVIATURAS
ACTH Hormônio adrenocorticotrópico
% Porcentagem
BE Déficit/Excesso de base
bpm Batimentos por minutos
cm Centímetro
° C Graus Celsius
CAM Concentração alveolar mínima
CO
2
T
Dióxido de carbono total
ETCO
2
Tensão de dióxido de carbono no final da expiração
f Freqüência respiratória
FC Freqüência cardíaca
g gramas
G1 Grupo 1
G2 Grupo 2
G3 Grupo 3
HCO
3
Bicarbonato
H3 Três horas após a ingestão do alimento sólido
H6 Seis horas após a ingestão do alimento sólido
H9 Nove horas após a ingestão do alimento sólido
H12 Doze horas após a ingestão do alimento sólido
H15 Quinze horas após a ingestão do alimento sólido
H16 Dezesseis horas após a ingestão do alimento sólido
H18 Dezoito horas após a ingestão do alimento sólido
H20 Vinte horas após a ingestão do alimento sólido
H24 Vinte e quatro horas após a ingestão do alimento sólido
Kg Quilograma
µg/dl Microgramas por decilitro
mmHg Milímetro de mercúrio
mmol/l Milimol por litro
mg/dl Miligrama por decilitro
MFi Momento final – 120 minutos após o término da
vaporização anestésica
MPA Medicação pré-anestésica
mpm Movimentos por minutos
M0 Anterior à pré-medicação
M1 Decorrido dez minutos da MPA
M2 Início da manutenção anestésica
M3 Dez minutos de manutenção anestésica
M4 Vinte minutos de manutenção anestésica
M5 Trinta minutos de manutenção anestésica
M6 Quarenta minutos de manutenção anestésica
M7 Cinqüenta minutos de manutenção anestésica
M8 Sessenta minutos de manutenção anestésica
N Número
pH Símbolo para logaritmo da recíproca concentração
de íons H ou potecial hidrogeniônico do sangue arterial
PaCO
2
Pressão parcial de dióxido de carbono no sangue arterial
PaO
2
Pressão parcial de oxigênio no sangue arterial
PAD Pressão arterial diastólica
PAM Pressão arterial média
PAS Pressão arterial sistólica
Sat
O
2
Saturação de oxigênio na hemoglobina
TRC Tempo de reperfusão capilar
TR Temperatura retal
V
M
Volume/minuto
RESUMO
GUIMARÃES, S. M. Comparação entre diferentes períodos de jejum em
cães submetidos à anestesia geral inalatória: aspectos clínicos,
bioquímicos e eletrolíticos. Botucatu, 2006. 124p. Dissertação (Mestrado) -
Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, Campus de Botucatu,
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”.
Este estudo correlacionou os tempos de jejum sólido pré-anestésico com
alterações nos níveis de glicemia plasmática, cortisol sérico, estado clínico e
equilíbrio ácido-base em cães submetidos à anestesia geral inalatória.
Utilizaram-se oito animais, adultos, sem raça definida, distribuídos de acordo
com o período de jejum sólido: GRUPO 1 (12 horas), GRUPO 2 (18 horas) e
GRUPO 3 (24 horas). Foi acompanhado o esvaziamento gástrico e em
seguida, todos os animais foram submetidos ao mesmo procedimento
anestésico. Freqüência cardíaca e respiratória, temperatura retal, tempo de
reperfusão capilar, grau de hidratação e pressão arterial não-invasiva foram
mensurados previamente à administração de acepromazina, 10 minutos
decorridos da mesma e a cada 10 minutos durante a manutenção anestésica,
incluindo-se ETCO
2
; valores hemogasométricos (pH, PaCO
2
, PaO
2
, HCO
3
, CO
2
total, SatO
2
, déficit de base), glicêmicos e de cortisol sérico foram avaliados
previamente à MPA e a cada trinta minutos durante a manutenção anestésica.
No período de recuperação anestésica, novas dosagens glicêmicas e de
cortisol foram realizadas. Constataram-se poucas alterações cardiocirculatórias
e respiratórias durante a anestesia, não havendo interferência dos diferentes
tempos de jejum. Os animais com 12 horas de jejum pré-anestésico
apresentaram glicemia mais alta do que os demais grupos, no período de
recuperação anestésica. As concentrações de cortisol não foram afetadas pelo
jejum. O jejum pré-anestésico sólido, independente do tempo de duração,
resultou em discreta alcalose respiratória. Todos os animais apresentaram-se
em bom estado clínico nos três grupos. Recomenda-se jejum pré-anestésico
sólido de 18 horas para garantir ausência completa de conteúdo alimentar
sólido no estômago.
Palavras-chaves: Glicemia, Cortisol, Equilíbrio ácido-base, Jejum, Cão.
ABSTRACT
GUIMARÃES, S. M. Comparison among different fasting periods in dogs
submitted to inhalation of general anaesthesia: clinical, chemistry and
electrolyte aspect. Botucatu, 2006. 124p. Dissertação (Mestrado) - Faculdade
de Medicina Veterinária e Zootecnia, Campus de Botucatu, Universidade
Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”.
This study correlated the solid preoperative fasting periods with plasma
glycemia, serum cortisol, condition clinic and acid-base balance in dogs
submitted to inhalation of general anaesthesia. Eight adults, animals were
distributed into three groups in accordance with solid preoperative fasting:
group 1 (12 hours), group 2 (18 hours) and group 3 (24 hours). Gastric
emptying was observed and following this animals were submitted to the same
anesthetic procedure. Heart and respiratory rate, rectal temperature, capillary
refill time, percent hydration and noninvasive arterial pressure determined
before and after Acepromazine and every 10 minutes during anaesthesia,
included ETCO
2
; values blood gas (pH, PaCO
2
, PaO
2
, HCO
3
, TCO
2
, SaO
2
, BE),
glycemic and serum cortisol were analyzed before MPA and each 30 minutes
during anaesthesia. In recovery anaesthetic, glycemia and serum cortisol were
repeated. During anaesthesia there were little cardiovascular and respiratory
alteration not having interference of the preoperative fasting periods. Animals
with 12 hours of the preoperative fasting showed a higher rise in glycemia levels
than others groups in recovery anaesthetic. Serum cortisol wasn’t influenced by
fasting. Solid preoperative fasting independent of the duration resulted in
discreet respiratory alkalosis. All animals showed good clinical condition in all
three groups. Solid preoperative fasting of the 18 hours is recommended to
ensure a complete absence of the solid food contents in stomach.
Keywords: Glycemia, Cortisol, Acid-base balance, Fasting, Dog.
3
1 INTRODUÇÃO
Os procedimentos anestésicos, seguidos ou não de ato cirúrgico, devem
ser precedidos de jejum sólido e hídrico, permitindo maior segurança ao ato
clínico-cirúrgico.
Esta conduta tem a finalidade de reduzir a ocorrência de êmese ou de
refluxo gástrico durante a anestesia diminuindo, conseqüentemente, o risco de
asfixia ou pneumonite por aspiração. Além deste risco, a repleção do trato
gastrintestinal, especialmente do estômago, diminui a capacidade residual
funcional por compressão do diafragma e, associado ao decúbito, pode reduzir
o retorno venoso ao comprimir grandes vasos e vísceras.
O jejum é preconizado de acordo com a espécie animal e ocorrem
variações entre os autores quanto ao período ideal de jejum sólido e líquido
recomendado para cães. Por outro lado, pela comodidade do proprietário e,
dependendo do horário estabelecido para as cirurgias (por exemplo, um
período noturno entre a última refeição e o início da cirurgia), observa-se na
prática clínica, a realização de abstenção de água e alimento bastante superior
à recomendada chegando, em alguns casos, a até 24h de jejum total.
No entanto, os jejuns muito prolongados podem ocasionar alterações
importantes nos níveis sangüíneos de glicose e cortisol, no equilíbrio ácido-
base e na hidratação do paciente alterando, conseqüentemente, a homeostasia
e predispondo o paciente a outros riscos que podem ser agravados pela ação
direta dos anestésicos gerais inalatórios sobre o sistema cardiocirculatório e
respiratório.
Desta maneira, faz-se necessária uma investigação mais detalhada do
tempo ideal de jejum que permita a maior segurança do ato anestésico sem,
contudo, alterar de maneira significativa o equilíbrio orgânico do paciente.
4
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Medicação pré-anestésica
A medicação pré-anestésica tem a finalidade de preparar o animal
devidamente para a anestesia, promovendo sedação e reduzindo o estresse, a
agressividade e as reações indesejáveis causadas pelos anestésicos, tornando
assim o ato anestésico o mais confortável possível para o animal
(CORTOPASSI; FANTONI, 2002).
2.1.1 Acepromazina
A acepromazina é o derivado fenotiazínico mais comumente empregado
na medicina veterinária. Possui efeitos tranquilizantes e neurológicos por
bloquearem, no sistema nervoso central, importante gama de
neurotransmissores como a serotonina e a dopamina, bem como deprimindo o
sistema reticular (CORTOPASSI; FANTONI, 2002).
Tem como principal efeito hemodinâmico a hipotensão arterial, resultante
do bloqueio de receptores adrenérgicos periféricos α-1. Este efeito hipotensor é
dose-dependente, podendo ocorrer taquicardia reflexa e aumento da
concentração de catecolaminas circulantes. Há também a diminuição da
pressão venosa central que está relacionada diretamente com o aumento da
freqüência cardíaca, e com a redução da resistência vascular sistêmica,
resultando no aumento inicial do débito cardíaco. Outros efeitos encontrados
com a utilização da acepromazina são: depressão do miocárdio, hipotermia,
ação antiarrítmica, diminuição da concentração da hemoglobina e
vasodilatação esplênica. (CORTOPASSI; FANTONI, 2002).
Há pouca depressão respiratória, mas pode potencializar a ação
depressora de outros agentes, principalmente dos anestésicos gerais. Diminui
a sensibilidade dos quimiorreceptores ao dióxido de carbono, podendo diminuir,
também, a freqüência respiratória e o volume-minuto (CORTOPASSI;
FANTONI, 2002). Estudo realizado por Boyd et al. (1991) concluíram que a
medicação pré-anestésica com acepromazina não potencializa a depressão
cardiovascular causada pelo halotano.
5
2.2 Tiopental sódico
A anestesia barbitúrica causa depressão progressiva do sistema nervoso
central (desde a sedação ligeira até choque bulbar) e, em doses maciças, pode
ocorrer apnéia transitória. Possui ação parassimpatolítica em doses que
resultam em planos anestésicos profundos (MASSONE, 2002).
Há depressão direta do centro bulbar, com conseqüente diminuição da
amplitude respiratória, acarretando em redução do volume-minuto (MASSONE,
2002).
Em relação ao sistema cardiocirculatório, a anestesia superficial com
tiobarbitúricos causa vasodilatação por aumento no fluxo periférico que é
compensado pela constrição dos vasos sanguíneos esplâncnicos e renais para
que a pressão arterial e o débito cardíaco não se alterem muito, apesar do
bloqueio vagal causado (MASSONE, 2002). Para Fantoni et al. (1996), as
ações são bastante variáveis de acordo com a espécie animal e
principalmente, do seu estado volêmico, podendo-se verificar taquicardia e
aumento da pressão arterial média e do débito cardíaco, após administração de
dose anestésica padrão de tiopental sódico em cães normovolêmicos.
O tiopental sódico ainda é usado com margem de segurança em animais
hígidos, como agente indutor pela via intravenosa, possibilitando a intubação
orotraqueal ou pequenas intervenções cruentas que não ultrapassem 15 a 30
minutos de duração (MASSONE, 2002).
2.3 Halotano
Devido à CAM do halotano ser relativamente baixa, em comparação aos
demais agentes inalatórios, isto o torna um dos mais potentes nas diversas
espécies domésticas. A recuperação anestésica com este agente é tranqüila,
na maioria das vezes livre de excitação, ocorrendo dentro de um período de 5 a
15 minutos, na dependência do tempo de manutenção anestésica e do tipo de
indução realizada (OLIVA, 2002).
Diferentes mecanismos de ação são responsáveis pelos efeitos
hemodinâmicos do halotano. Por ação direta sobre o miocárdio, diminui de
maneira dose-dependente o débito cardíaco e a pressão arterial. Associa-se a
isto a depressão dos barorreceptores aórticos e carotídeos diminuindo a
resposta reflexa a hipotensão, ou seja, a freqüência cardíaca sofre pouca
6
alteração na vigência de hipo ou hipertensão (BERNARDI et al., 1996; OLIVA,
2002).
Este agente também reduz o automatismo cardíaco, causando
hiperpolarização do nódulo sino-atrial, contribuindo ainda mais para a
atenuação da resposta cronotrópica à redução da pressão arterial sistólica
(OLIVA, 2002).
Segundo Oliva (2002), a freqüência cardíaca tende a se manter
inalterada, a não ser que haja algum outro fator associado, como por exemplo,
o estímulo doloroso que pode elevá-la, especialmente em planos mais
superficiais de anestesia (< 2 CAM). Seus efeitos depressores tendem a
diminuir após algumas horas de anestesia, provavelmente devido a ativação
dos receptores adrenérgicos.
Em relação ao sistema respiratório, há elevação da freqüência
respiratória, porém, não de modo suficiente para manter o volume-minuto,
resultando, portanto, em depressão respiratória, com aumento da PaCO
2
(BERNARDI et al., 1996; OLIVA, 2002).
Sobre o SNC, causa depressão reversível e generalizada que caracteriza
a profundidade anestésica, como ocorre com os demais anestésicos
halogenados (OLIVA, 2002).
De um modo geral, os fármacos anestésicos deprimem os centros
termorreguladores do hipotálamo e reduzem o metabolismo, além da anestesia
geral inalatória provocar perda de calor através do ar expirado, levando ao
declínio da temperatura retal no período pré e transoperatório (SPINOZA;
GORNIAK, 1996; CORTOPASSI, 2002b; YAZBEK, 2002).
2.4 Jejum pré – anestésico: finalidades e considerações
O jejum sólido e líquido é preconizado como conduta pré-anestésica em
pequenos animais, tendo a finalidade de diminuir o volume do conteúdo
gastrintestinal evitando, portanto, algumas complicações tais como
regurgitação e/ou êmese levando à aspiração e pneumonite (TRIM, 1987;
AMBRÓSIO, 2002). Por outro lado, o estômago repleto interfere no movimento
livre do diafragma prejudicando a respiração e diminuindo a capacidade
residual funcional (HALL et al., 2001b).
7
O aumento de volume visceral pode comprimir a veia cava e causar danos
circulatórios e vasculares. Esse aumento de volume pode deslocar as vísceras
cranialmente, comprimir o diafragma e provocar comprometimento respiratório
(AMBRÓSIO, 2002).
O período de jejum recomendado para cães e gatos pode apresentar
variações, segundo diferentes autores. Massone (2003) recomenda jejum
sólido de 12 a 16 horas, Futema (2002) de 8 a 12 horas enquanto Ambrósio
(2002), Hall et al. (2001)a e Trim (1987), um período de cerca de 12 horas.
Já Bednarski (1996) refere que cães e gatos não devem receber nenhuma
alimentação por, no mínimo, 6 horas que precedam ao procedimento
anestésico. Segundo Green (1982), deve-se considerar o tempo de jejum, pois
na restrição alimentar de doze a vinte e quatro horas previamente ao ato
anestésico, há riscos de hipoglicemia.
A restrição de líquidos, que é um fator relevante em animais desidratados,
é indicada por um máximo de 2 a 3 horas antes do procedimento cirúrgico
(MASSONE, 2003). Trim (1987), Hall et al. (2001)a e Ambrósio (2002)
recomendam um período de 2 horas enquanto Futema (2002), um jejum hídrico
de 4 horas.
Bednarski (1996) sugere que a água pode permanecer à disposição dos
animais até o momento da medicação pré-anestésica, enquanto Massone
(2003) cita que animais em jejum, mas sem restrição hídrica (onde há
esquecimento por parte do proprietário), há riscos de aspirações com menor
conteúdo gástrico.
Futema (2002) alerta sobre os dias de calor em que o jejum hídrico deve
ser recomendado com maior critério, principalmente para cirurgias não
realizadas em horário marcado, situações estas que podem levar o paciente à
desidratação durante a espera da cirurgia.
Em pacientes pediátricos institui-se um período de jejum pré-anestésico
bastante inferior ao de animais adultos, sendo o jejum sólido de
aproximadamente seis horas e hídrico de duas horas e, para neonatos que
estão em fase de amamentação, recomenda-se de três a quatro horas
(alimentação sólida), para se evitar quadros hipoglicêmicos e de desidratação
durante o ato anestésico (CORTOPASSI, 2002a). Já Futema (2002) não
8
recomenda jejum a pacientes em aleitamento por ser o esvaziamento gástrico
extremamente rápido nestes. Segundo Bednarski (1996), animais com menos
de oito semanas de vida e pesando menos de dois quilos devem ser
submetidos a jejum de no máximo uma a dua horas.
O refluxo gastroesofágico ou regurgitação é um movimento passivo do
conteúdo gástrico para o esôfago ou faringe (HARDY, 1988; CORTOPASSI et
al., 2002). Sua prevenção não depende diretamente da pressão do esfíncter
esofágico inferior, mas da diferença entre esta e a pressão intra-gástrica
(MORO, 2004) denominada barreira pressórica. Uma barreira pressórica baixa
causada pela diminuição da pressão do esfíncter esofágico inferior ou um
aumento da pressão intra-gástrica facilitará o refluxo; já um aumento da
pressão do esfíncter esofágico inferior ou a prevenção do aumento da pressão
intra-gástrica reduzirá a incidência de refluxo (HARDY, 1988).
Alimentação recente, esvaziamento gástrico prolongado, distensão
abdominal, gestação, manipulação cirúrgica e alguns fármacos podem levar ao
refluxo. O refluxo de líquido gástrico para o esôfago pode ocorrer em alguns
cães e gatos anestesiados, mas dificilmente será observado pelo anestesista e
o mesmo pode causar esofagite e, tardiamente, o estreitamento do cárdia
(CORTOPASSI et al., 2002).
Galatos e Raptopoulos (1995)b associaram o jejum pré-operatório
prolongado ao aumento na incidência de refluxo e da acidez gástrica. Neste
estudo, monitorou-se o pH esofágico em 240 cães submetidos a diferentes
medicações pré-anestésicas e a diversos períodos de jejum sólido (doze a
dezoito horas, duas a quatro horas ou mínimo de vinte e quatro horas) e jejum
hídrico de duas horas. O refluxo gastroesofágico ocorreu em 16,3% dos
animais, sendo a maioria com pH ácido (pH<4). O refluxo do conteúdo gástrico
com pH inferior a 2,5 ocorreu em 7,9% dos animais. A regurgitação ocorreu em
apenas um cão (doze a dezoito horas de jejum) e, na maioria dos casos, o
refluxo ocorreu logo após a indução anestésica. Nenhum dos cães em jejum de
duas a quatro horas apresentou refluxo enquanto que, quatro dos cães em
jejum de doze a dezoito horas e oito daqueles com jejum de no mínimo 24
horas, apresentaram um episódio de refluxo durante a anestesia. O refluxo
ocorreu com menos freqüência após a administração de diazepam, meperidina
9
e propionilpromazina e, a maior freqüência deste ocorreu nos animais pré-
tratados com atropina associada à xilazina ou à propionilpromazina e naqueles
não tratados. Concluíram-se, portanto, que há associação do aumento de
incidência de refluxo gastroesofágico com o jejum pré-operatório prolongado e
com a administração pré-anestésica de atropina. Porém, não foi possível
determinar a segurança de um curto período de jejum pré-anestésico em
decorrência de outros fatores que não foram mensurados como: a composição
do alimento, o tempo de esvaziamento gástrico, o volume e o pH do conteúdo
gástrico à indução anestésica.
Em outro estudo, Galatos e Raptopoulos (1995)a correlacionaram a idade,
o posicionamento e o tipo de procedimento cirúrgico com a ocorrência de
refluxo gastroesofágico durante anestesia geral inalatória no cão. O pH
esofágico foi monitorado em 270 cães (jejum sólido de doze a dezoito horas e
hídrico de duas horas) e ocorreram 47 episódios de refluxo (17,4%), logo após
a indução anestésica, sendo a maioria com pH ácido (inferior a 4). Ocorreu
regurgitação em apenas dois cães. O aumento da idade foi associado com
aumento da incidência de refluxo e da acidez gástrica. A posição do animal
(decúbito esternal, dorsal lateral esquerdo ou direito) e a inclinação corporal
durante a cirurgia (horizontal ou grau de inclinação da cabeça em 8º) não
influenciaram a incidência de refluxo gastroesofágico; já os animais submetidos
a cirurgia abdominal apresentaram mais episódios de refluxo do que aqueles
submetidos a procedimentos não abdominais.
Em gatos, o refluxo gastroesofágico ocorreu somente em 4 de 8 e 2 de 8
animais submetidos à ventilação controlada com sonda endotraqueal e
máscara laríngea , respectivamente, em comparação à ventilação espontânea;
não havendo aspiração pulmonar ou traqueal. No estudo em questão,
preconizou-se jejum sólido de 12 horas e hídrico de 6 horas. O aumento da
pressão intra-torácica em decorrência da ventilação controlada pode ter
contribuído para o aumento da pressão intra-gástrica e conseqüentemente,
maior ocorrência de refluxo devido a compressão do diafragma e estômago
nestes animais (CASSU et al., 2004).
Wilson (1977) sugeriu lesões na mucosa esofágica exposta à secreção
gástrica com pH menor que 2,5 por aproximadamente vinte minutos e, Galatos
10
e Raptopoulos (1995)a ainda acrescentam que o mesmo pode ser considerado
um limite crítico para dano pulmonar, apesar de terem observado que há
possibilidades da mucosa canina esofágica tolerar conteúdos gástricos com pH
menor que 2,5 por mais de vinte minutos sem, contudo, descartar a
possibilidade de desenvolvimento de dano esofágico (ocorrência de esofagite e
estenose esofágica pós-anestésica). Alguns casos de esofagite e estenose
esofágica pós-anestésica em cães e gatos são relatados na literatura,
considerando o refluxo gastroesofágico durante a anestesia como causa
predisponente (PEARSON et al., 1978).
2.5 Esvaziamento gástrico
O tempo de esvaziamento gástrico é variável entre alimentos com alto teor
de umidade (4 a 6 horas) e secos (14 a 16 horas) em cães e gatos,
observando-se também variações individuais (ARNBJERG, 1992). As carnes
enlatadas e cereais secos presentes no estômago de cães são digeridos após
10 horas e a água após 52 minutos de ingestão, com observações de
variações individuais (AMBRÓSIO, 2002). No entanto, Evans (1996) afirma que
a presença de alimento no estômago de cães acima de 10 horas após a
refeição depende da consistência do alimento. A composição do alimento
também é significativa: o esvaziamento de lipídeos é mais lento, o de proteínas
mais rápido e dos carboidratos, intermediário (MORO, 2004).
Os líquidos deixam o estômago a uma velocidade mais rápida do que os
materiais particulados. O esvaziamento é rápido e de modo completo e as
partículas sólidas são retidas em proporção ao seu tamanho. A velocidade de
esvaziamento depende do volume e a distensão gástrica é o estímulo para
aumentar a motilidade gástrica (ARGENZIO, 1984).
Em animais sadios, o piloro e o antro possuem uma função importante no
controle do esvaziamento dos alimentos sólidos. Partículas sólidas são aceitas
pelo piloro após serem liquefeitas e, então, deixarão o estômago. Em cães, as
partículas dos alimentos são reduzidas a menos do que dois mm de tamanho
antes de deixarem o estômago (GUILFORD; STROMBECK, 1996).
Outros fatores alteram o tempo de esvaziamento gástrico, tais como: a
presença de úlceras duodenais (JONDERKO, 1987), pacientes com pseudo-
11
obstrução que possuem um atraso no tempo de esvaziamento de sólidos e um
rápido esvaziamento de partes líquidas de um composto alimentar (MAYER et
al., 1988) e pacientes gestantes, nas quais o útero gravídico desloca o
estômago, que apresenta motilidade diminuída, e apresentam altas taxas de
progesterona que retarda o esvaziamento (MASTROCINQUE, 2002).
Dor, estresse e as condições mentais dos animais (animais inquietos ou
ansiosos) também podem atrasar o esvaziamento gástrico aumentando assim,
o risco de regurgitação (HARDY, 1988; ARNBJERG, 1992).
Alguns fármacos pré-anestésicos e anestésicos utilizados isoladamente
ou em associações, podem afetar a motilidade gastrintestinal, a secreção, o pH
e o tônus gastroesofágico. A acepromazina, xilazina e medetomidina diminuem
a pressão do esfíncter gastroesofágico em cães; atrasando, desse modo, o
tempo de trânsito gastrintestinal e, provavelmente, aumentando o refluxo
gástrico (AMBRÓSIO, 2002; CORTOPASSI et al., 2002). A morfina estimula o
centro do vômito e os esfíncteres do trato gastrintestinal e aumenta a amplitude
e as contrações segmentais não-propulsivas dos intestinos delgado e grosso,
resultando em constipação peri-operatória (AMBRÓSIO, 2002), além de reduzir
a pressão do esfíncter esofágico inferior (MORO, 2004).
O tiopental sódico provoca intensa atividade no duodeno e no jejuno, mas
não altera as atividades do estômago e íleo e, o halotano, por outro lado,
diminui a motilidade do estômago, jejuno e do colon em cães, mas as
contrações retornam rapidamente após sua administração ser interrompida
(AMBRÓSIO, 2002). Ambos os agentes diminuem a pressão do esfíncter
esofágico inferior (MORO, 2004). Já, a cetamina não altera a atividade
gastrintestinal (TRIM, 1987) e a atropina e o glicopirrolato diminuem a atividade
motora do trato gastrintestinal, caracterizada por redução do tônus, da
freqüência e amplitude das contrações peristálticas, além de diminuirem as
secreções salivares e gástricas e aumentarem o pH gástrico, permitindo a
utilização na profilaxia da lesão ácida após refluxo (AMBRÓSIO, 2002).
Como dados de referência para a espécie canina Willard (1997) cita que a
capacidade gástrica no cão varia de 99 a 250 ml/kg e geralmente os filhotes
têm uma capacidade maior do que a de adultos. Estudos experimentais em
gatos
demonstraram que o volume gástrico de 8-41 ml/kg foi necessário para
12
vencer o esfíncter esofágico inferior, levando à regurgitação (PLOURDE;
HARDY, 1986).
O esvaziamento gástrico e o trânsito intestinal podem ser avaliados pela
técnica de cintilografia no homem e, em cães, este também pode ser um
método experimental útil e não-invasivo (WILLARD, 1997; IWANAGA et al.,
1998). Outras alternativas são: a radiografia simples (ARNBJERG, 1992), a
ultra-sonografia abdominal (WILLARD, 1997), a administração oral de grânulos
de sulfato de bário formulados em comprimidos para avaliação radiográfica
posterior (HEINAMAKI, 1991), a gastrografia de contraste positivo com sulfato
de bário (WILLARD, 1997) e o uso de marcadores (MIZUTA et al., 1990;
WEBER et al., 2001; WEBER et al., 2002).
Arnbjerg (1992) determinou o período de jejum necessário para
esvaziamento completo do estômago em cães e gatos. O tempo de passagem
de três diferentes tipos de alimentos foi avaliado radiograficamente:
alimentação seca com 10% de umidade (GI), alimentação enlatada com 70 %
de umidade (GII) e alimentação fresca com 75% de umidade (GIII). Nos cães,
após 14 a 16 horas, 7 a 8 horas e 4 a 6 horas da alimentação,
radiograficamente, o estômago se apresentou completamente vazio no GI, GII
e GIII, respectivamente. Nos gatos, o tempo de esvaziamento foi de 12 a 14
horas (GI), 6 a 8 horas (GII) e 4 a 5 horas no G(III). Portanto, o autor
recomenda um período de jejum mínimo de 16 a 20 horas para garantir o trato
gastrintestinal completamente vazio, mas lembrando que a duração do jejum
varia conforme o conteúdo gástrico presente antes do mesmo.
Hutchinson et al. (1988) citam que o jejum não garante que o estômago
esteja completamente vazio para a indução anestésica e, em pacientes
saudáveis submetidos a cirurgias eletivas podem ser encontrados volumes de
fluídos gástricos em quantidades acima de 25 ml e com pH menor do que 2,5,
mesmo que estes indivíduos tenham sido submetido a um jejum prolongado.
2.6 Jejum prolongado
O jejum prolongado pode desencadear hipoglicemia, estresse,
desidratação, desequilíbrio ácido-base, fome, sede e desconforto ao paciente
(GALATOS; RAPTOPOULOS, 1995b; GREEN et al., 1996; LUNA, 2002),
sendo indesejável, principalmente em temperaturas altas e após pré-
13
medicações antisialogogas (GALATOS; RAPTOPOULOS, 1995b). Para Green
et al. (1996), os efeitos são mais prejudiciais em crianças, possibilitando a
ocorrência de desidratação, hipovolemia e hipoglicemia.
2.6.1 Hipoglicemia
Animais hipoglicêmicos (valor normal de glicemia de jejum para o cão = 66
a 120 mg/dl) podem apresentar depressão, recuperação anestésica
prolongada, fraqueza, tremores musculares, alterações pressóricas, alteração
de comportamento e convulsões (CORTOPASSI et al., 2002; FUTEMA, 2002).
Em pacientes acordados, a hipoglicemia é normalmente seguida por
sonolência que pode progredir até ao coma. Em animais anestesiados, não são
observados os sinais clínicos de hipoglicemia, e esta só será diagnosticada
pela determinação da glicemia (NOGUEIRA et al., 2003).
O jejum induzindo níveis baixos de glicose plasmática mobiliza estoques
de glicogênio do fígado e diminui a circulação de ácidos graxos, o que pode
alterar a taxa de detoxificação dos fármacos (THURMON et al., 1996).
A hipoglicemia não reconhecida durante a anestesia é uma das prováveis
desvantagens do jejum pré-operatório prolongado, sendo sua incidência de 0 a
30% durante o ato anestésico conforme relatado por Phillips et al. (1994).
Walt e Carter (1986) compararam a concentração de glicose no sangue
arterial previamente e após à indução anestésica em pacientes pediátricos
submetidos a jejum aproximado de 333 minutos com aqueles que ingeriram
leite ou glicose três a quatro horas antes da cirurgia. Não houveram diferenças
significativas na glicemia plasmática e nos valores ácido-base entre os grupos.
Não houve correlação entre a duração de jejum e concentração de glicose ou
entre idade e peso. Houve elevação da glicose em todos os grupos após a
indução anestésica em comparação aos da pré-indução. Nenhum dos
pacientes se apresentou hipoglicêmico.
Maekawa et al. (1993) avaliaram os efeitos dos intervalos de duas,
quatros e doze horas de jejum pré-operatório frente ao volume e pH do fluído
gástrico, glicose plasmática e homeostase lipídica em crianças, após ingestão
de 10 ml/kg de suco de maçã. Não ocorreram diferenças significativas entre os
três grupos em relação ao volume e pH do fluído gástrico, o mesmo
sendo
14
verificado para a glicose plasmática, triglicérides e cortisol. Mas, em períodos
de quatro e doze horas de jejum houve um aumento da lipólise que
provavelmente foi um mecanismo compensatório de manter a normoglicemia.
Portanto, as concentrações de ácidos graxos não-esterificados e corpos
cetônicos encontraram-se mais elevadas nestes respectivos períodos de jejum
em comparação àquele de duas horas.
A concentração de glicose sangüínea em crianças após indução
anestésica apresentou-se mais elevada pela manhã em comparação ao
ocorrido naquelas operadas no período da tarde. Nenhum destes pacientes
estava hipoglicêmico, independente do jejum ou da duração da cirurgia
(REDFNER et al., 1986). Uma possível explicação para estas variações seria a
influência do ritmo circadiano, em que a taxa de secreção de ACTH e cortisol
são mais elevadas pela manhã podendo gerar hiperglicemia decorrente do
estímulo à gliconeogênese pelo cortisol (GUYTON; HALL, 1996).
Nogueira et al. (2003) avaliaram o efeito do jejum alimentar pré-cirúrgico
(GI: 6 – 8 horas, GII: 12 – 14 horas e GIII: acima de 16 horas) sobre a glicemia
e o período de recuperação em cães. Todos os animais foram submetidos ao
mesmo protocolo anestésico (anestesia geral inalatória) e a procedimentos
cirúrgicos eletivos, precozinando-se jejum hídrico de 2 horas. Não houveram
diferenças significativas entre os grupos em relação à glicemia pré e pós-
anestésica bem como em relação ao período de recuperação destes animais.
Deste modo, concluíram-se que os diferentes períodos de jejum alimentar
propostos neste estudo, associados à idade juvenil a adulta, aos
procedimentos eletivos, aos tempos cirúrgicos entre 50 e 80 minutos, não
interferiram nos valores glicêmicos (momentos pré e pós-anestésico) nem no
período de recuperação.
A presença de hipoglicemia moderada (60 mg/dl), induzida por infusão de
insulina, reduziu a CAM do halotano em aproximadamente 20%, em ratos
machos. Durante a presença de normoglicemia e hiperglicemia moderada ou
severa, a CAM não apresentou diferenças significativas em estudo realizado
por Ishizawa et al. (1997).
15
De um modo geral, a incidência de hipoglicemia em decorrência do jejum
pré-anestésico parece ser baixa em pacientes saudáveis (PHILLIPS et al.,
1994).
2.6.2 Estresse
O estresse é um dos fatores que altera o controle de glicocorticóides por
“feedback” negativo, aumentando as concentrações de cortisol em poucos
minutos (CUNNINGHAM, 1999). Desta maneira, o cortisol é considerado um
indicador de estresse fisiológico em humanos e animais (FOX et al., 1998) e, a
resposta dos glicocorticóides é proporcional à gravidade do estresse, ou seja,
níveis menores de estresse resultam em menos produção de cortisol quando
comparados com níveis de estresse mais elevados (CUNNINGHAM, 1999).
Para que ocorra a secreção de ACTH e cortisol, estímulos são enviados
ao hipotálamo induzindo a secreção do fator liberador de corticotropina,
fazendo com que a hipófise libere ACTH e ß-endorfina. O ACTH estimula o
córtex adrenal para a liberação do cortisol. No período pré-operatório, as
respostas endócrinas já se iniciam pela ansiedade, medo, dor, hipoglicemia do
jejum, hipovolemia e preparo e manuseio do paciente (CHEIBUB, 1991;
FANTONI; MASTROCINQUE, 2002). Tensões físicas e emocionais, hipóxia,
hipotensão, exposição ao frio, pirógenos bem como a intubação traqueal,
incisão de pele, tração visceral, extubação traqueal e despertar pós-anestésico
podem estimular a secreção de ACTH e cortisol (JONES; GILLHAM, 1988;
CHEIBUB, 1991; FELDMAN, 1997).
Os níveis plasmáticos de ACTH e cortisol elevam-se desde o início da
cirurgia, alcançando valores máximos na sala de recuperação pós-anestésica,
mantendo-se elevados nas 24-48 horas de pós-operatório no homem
(CHEIBUB, 1991). Já em cães observou-se que os níveis de cortisol
retornaram próximos aos níveis basais após 24 horas do término do
procedimento cirúrgico (CHURCH et al., 1994; FOX et al., 1994).
Alguns estudos demonstraram que a anestesia, acompanhada ou não de
cirurgia, produz uma típica resposta ao estresse com alterações hormonais e
metabólicas nos animais e homens (REDFNER et al., 1986; TAYLOR, 1989;
CHEIBUB, 1991; LUNA et al., 1996; LUNA et al., 1997; MASTROCINQUE;
FANTONI, 2001).
16
Já Church et al. (1994) e Fox et al. (1998) observaram que a anestesia
isoladamente não provocou alterações significativas nas concentrações de
cortisol em cães.
Na avaliação dos efeitos da associação da levomepromazina, propofol e
halotano ou enfluorano em cães sobre a dinâmica cardiovascular, respiratória,
bioquímica e hormonal, Pirolo (1996) observou que a síntese de cortisol foi
inibida pela anestesia com halotano ou enfluorano.
Por sua vez, os hormônios glicocorticóides são responsáveis por estimular
a gliconeogênese hepática, resultando em aumento do glicogênio hepático e
dos níveis de glicose sanguínea (CUNNINGHAM, 1999).
O cortisol possui um papel importante na regulação do metabolismo dos
carboidratos, proteínas, lipídios e ácidos nucléicos. A síntese de proteínas nos
tecidos periféricos é bloqueada, ocorrendo aumento do catabolismo protéico,
com liberação de aminoácidos livres, que são transformados em glicose no
fígado. Simultâneamente, a utilização de glicose periférica é inibida,
provavelmente devido à resistência tissular à insulina, que ocorre após a
administração de cortisol. Há também aumento da lipólise com subseqüente
aumento da elevação dos níveis plasmáticos de glicerol, corpos cetônicos e
ácidos graxos livres que podem ser responsáveis por arritmias ventriculares na
indução e manutenção anestésica (CHEIBUB, 1991).
Kolevska et al. (2003) sugerem que as concentrações de cortisol no cão
estão sujeitas a alterações consideráveis durante o dia. Já para Dikson (1984),
o ritmo circadiano parece estar correlacionado à atividade do animal sendo que
em animais ativos durante as horas do dia, a liberação de ACTH começa a
aumentar antes do despertar e atinge o auge no período matutino.
Segundo Camacho et al. (1986), em cães clinicamente normais, os níveis
séricos de cortisol são maiores durante a noite, com os machos apresentando
níveis menores em relação às fêmeas e atingindo concentrações maiores
próximo às quatro horas da manhã, decrescendo durante o período diurno. As
concentrações de cortisol variam ente 0,5 – 6,0 µg/dl conforme Feldman e
Nelson (1996).
Knol et al. (1992) verificaram que a venopunção não influenciou
significativamente nas concentrações plasmáticas do hormônio luteinizante,
testosterona e cortisol em cães.
17
Reimers et al. (1986) avaliaram o efeito de diferentes períodos de jejum
sólido (12, 18, 24 e 36 horas) frente às concentrações basais e estimuladas de
cortisol, tiroxina (T
4
) e 3, 5, 3 ‘- triiodotironina (T
3
) em cães da raça Beagle. A
duração do jejum não afetou as concentrações séricas de T
3
ou T
4
nestes cães
após 12, 18, 24 ou 36 horas da privação alimentar. Os valores médios de
concentrações de cortisol nos animais em jejum há 12 ou 24 horas foram
inferiores àqueles ao grupo controle (animais alimentados) e as concentrações
destes hormônios, após administração de tirotropina e adrenocorticotropina,
não foram afetadas pelo jejum. Portanto, as concentrações basais de cortisol,
T
3
e T
4
não são afetadas pelo jejum por 36 horas em cães e, as reservas
adrenocorticais e tiroideanas destes hormônios não são influenciadas pela
duração do jejum.
O estresse e a hipoglicemia estimulam a secreção de catecolaminas,
importantes para a manutenção da pressão arterial (CUNNINGHAM, 1999) e
aumento da produção de glicose associada à redução de sua utilização
periférica (CHEIBUB, 1991).
Em situações de estresse há, ainda, a elevação da temperatura corpórea
afetando a concentração do íon H
+
de todo fluído corporal e alterando, deste
modo, o pKa e a solubilidade do C0
2
no sangue. Portanto, se há um aumento
da temperatura corpórea (pKa e a solubilidade de CO
2
sanguíneo diminui), o
pH diminui e a PCO
2
aumenta, conseqüentemente (MUIR; MORAIS, 1996).
2.6.3 Desidratação
A desidratação pode ocorrer em pequena intensidade em jejuns de 4
horas, mas pode ser significativa com períodos maiores. Suas conseqüências
são o desconforto e a irritabilidade, sem comprometimento hemodinâmico em
pacientes saudáveis (PHILLIPS et al., 1994).
Já a desidratação grave pode levar à redução da pressão arterial pela
diminuição do volume de pré-carga, com conseqüente redução do débito
cardíaco e da pressão arterial (CUNNINGHAM, 1999) com envolvimento de
perda de água e eletrólitos (HOUPT, 1984). Um cão privado de água sob
condições moderadas perde cerca de 10% de seu peso corporal em cinco dias
(HOUPT, 1984).
18
Por outro lado, a ocorrência de desidratação diminui a ligação de
proteínas aos fármacos alterando a disponibilidade e a eliminação dos mesmos
(THURMON et al., 1996).
O estado de hidratação do animal pode ser estimado através do turgor da
pele, umidade da mucosa oral e tempo de reperfusão capilar, classificando-a
leve, moderada e grave (CHEW, 1998).
2.6.4 Hipotensão arterial
Em estudos realizados com neonatos e pacientes pediátricos, o jejum
prolongado (8 – 12 horas) foi associado com notáveis diminuições da pressão
sanguínea arterial durante anestesia com halotano em crianças (FRIESEN et
al., 2002).
A pressão arterial pode ser aferida pela técnica de medida direta e
indireta, porém esta última apresenta como desvantagem a imprecisão relativa
aos valores de pressão arterial diastólica em pacientes hipotensos (NUNES,
2002).
2.6.5 Acidose metabólica
O jejum prolongado pode resultar em acidose metabólica, desequilíbrio
ácido-base mais freqüente em carnívoros, que ocorre devido ao aumento da
absorção de ácido no sangue, resultante do catabolismo de proteínas, ácidos
nucléicos, glicídeos e/ou pela hidrólise da oxidação de ácidos graxos e corpos
cetônicos. Já a excitação do SNC (dor, medo, estresse, ansiedade) pode levar
à alcalose respiratória (LUNA, 2002) e os fármacos anestésicos, de um modo
geral, interferem no sistema cardiorespiratório em nível de SNC, alterando a
freqüência cardíaca, respiratória e equilíbrio ácido-base do paciente
diminuindo, deste modo, a segurança de uma anestesia geral inalatória
(FERREIRA et al., 2002).
Na presença de acidose metabólica há aumento no teor de ácidos
(redução do pH sangüíneo ou normal quando compensado), redução de teor
de bases (bicarbonato) e redução da PaCO
2
(quando compensada ou em
tentativa de compensação), obtendo-se como sinais clínicos: hiperventilação,
vasodilatação periférica com hipotensão, redução da contratilidade cardíaca,
podendo ocorrer até fibrilação ventricular (LUNA, 2002).
19
Pickrell et al. (1973) estudaram a influência do jejum sobre os valores de
gases sangüíneos em cães. As amostras sangüíneas foram analisadas após
30 minutos, 1, 4, 7, 24 e 48 horas após a alimentação. Os valores de pH,
PaCO
2
e BE apresentaram-se diminuídos nos períodos de 24 e 48 horas de
jejum, comprovando que quanto maior o período de jejum, menores são os
valores das respectivas variáveis citadas acima. Neste estudo, considerou-se a
ocorrência de acidose moderada de origem metabólica.
20
3 OBJETIVOS
Frente à literatura disponível e às deficiências existentes sobre o tema, os
principais objetivos deste trabalho foram:
• Correlacionar os tempos de jejum sólido pré-anestésico com alterações
nos níveis de glicemia, cortisol sérico, estado clínico do animal e equilíbrio
ácido-base;
• Avaliar as alterações de valores de parâmetros cardiocirculatórios e
respiratórios ocorridos após diferentes períodos de jejum pré-anestésico em
cães submetidos à anestesia geral inalatória;
• Propor um período de jejum pré-anestésico mais preciso para a espécie
canina que traga o mínimo de alterações fisiológicas e que não interfira na
segurança de uma anestesia geral nalatória.
21
____________________________
1
BULVERMIM PLUS, COVELI®
2
Duramune, Anti-rábica – FORT DODGE® Saúde Animal
3
Scalibor®, Intervet
4
PREMIER
Pet
®
4 MATERIAL E MÉTODO
4.1 Local
O estudo experimental foi conduzido nas dependências do Hospital
Veterinário “Luis Quintiliano de Oliveira” da UNESP - Campus de Araçatuba.
4.2 Animais
4.2.1 Adaptação e preparo dos animais
Para realização da parte experimental, este estudo foi aprovado pela
Comissão de Ética na Experimentação Animal (CEEA) da Faculdade de
Medicina Veterinária da UNESP/Campus de Araçatuba, de acordo com o
protocolo n. 01/04.
Foram empregados oito cães adultos, clinicamente sadios, sendo três
machos e cinco fêmeas, com peso corporal entre 13,8 a 24 quilos,
provenientes do Biotério Central do Campus de Botucatu; evitando-se animais
muito jovens (abaixo de um ano de idade), muito idosos (acima de seis anos),
animais portadores de enfermidades crônicas ou incuráveis, e fêmeas
gestantes ou em fase de estro.
Os animais permaneceram alocados no canil experimental do Hospital
Veterinário “Luis Quintiliano de Oliveira” da UNESP, Campus de Araçatuba,
durante trinta dias, período em que foram adaptados ao ambiente e submetidos
à avaliação clínica, hematológica, hemogasométrica, sorológica para
Leishmaniose, à administração de vermífugos a base de praziquantel e
pamoato de pirantel
1
e, de vacinas óctupla e anti-rábica canina
2
. Foram
colocadas coleiras anti-parasitárias, a base de deltrametrina
3
, para controle da
picada do mosquito vetor da leishmaniose canina. Os animais que
apresentaram alguma enfermidade aguda foram tratados com o medicamento
necessário e somente incluídos no experimento após um período mínimo de 15
dias do final do tratamento e, quando todos os exames apresentassem valores
normais para a espécie. O manejo alimentar constituiu-se de ração industrial
seca
4
para cães, duas vezes ao dia (a cada 12 horas), em quantidades
22
padronizadas e proporcionais ao peso (Tabela 1), durante a fase de adaptação
e a água “ad libitum”.
TABELA 1: Quantidade diária de ração seca (g/dia) recomendada pelo
fabricante e fornecida aos animais.
Peso do animal (Kg) Quantidade diária (g/dia)
6 120
14 210
26 320
34 380
42 440
60 560
4.3 Grupos experimentais
Cada animal participou de todos os grupos, em diferentes momentos e
durante uma mesma estação climática e, a realização dos procedimentos
anestésicos e colheitas de material biológico foram realizadas em um mesmo
período do dia (sempre iniciados às 19 horas), com intervalo de sete dias entre
os mesmos. Os grupos foram compostos da seguinte maneira:
GRUPO 1 (G1): Jejum pré-anestésico líquido de 2 horas e sólido de 12 horas;
GRUPO 2 (G2): Jejum pré-anestésico líquido de 2 horas e sólido de 18 horas;
GRUPO 3 (G3): Jejum pré-anestésico líquido de 2 horas e sólido de 24 horas.
4.4 Manejo alimentar
Para delinear precisamente o período de jejum sólido experimental, foi
necessário que todos os cães se submetessem a um jejum sólido de vinte e
quatro horas previamente, durante sete dias, onde a quantidade de ração diária
foi fornecida uma vez ao dia, proporcionalmente ao peso (Tabela 1) e de
acordo com a capacidade gástrica de cada animal. Para o estudo dos
respectivos grupos experimentais (G1, G2 e G3), a ração foi oferecida na
mesma quantidade padronizada anteriormente e sempre no mesmo horário
referente ao grupo estudado e; estando disponível ao animal, num limite
_______________________________
5
KODAK
23
máximo de quinze minutos. Os animais tiveram livre acesso à água até duas
horas previamente à medicação pré-anestésica.
Após o delineamento, a quantidade de ração seca (em gramas)
padronizada para cada animal (oferecida somente uma vez ao dia) durante
todo o estudo experimental está apresentada na Tabela 2.
TABELA 2: Quantidade de ração seca (gramas) consumida diariamente
durante o estudo.
Animal Quantidade (gramas)
1 150
2 200
3 200
4 200
5 200
6 150
7 200
8 250
4.5 Avaliação da repleção gástrica
Os exames radiográficos foram efetuados em aparelho de Raios X,
modelo CRX, com capacidade para 150 mA, equipado com grade antidifusora
Potter-bucky. Foram utilizados filmes radiográficos RPX-OMAT de tamanho 30
x 40 cm
5
, depositados em chassi metálico com écran intensificador.
Os filmes foram identificados com espécie, raça, idade, e data do exame
radiográfico através de identificador radiográfico. A revelação e a fixação dos
filmes foram efetuadas através de processadora automática da marca
Macrotec, modelo MX-2.
Foi utilizada a técnica radiográfica que relaciona miliamperagem-segundo
e quilovoltagem à espessura da região a ser radiografada.
As radiografias foram realizadas nas incidências ventrodorsal (VD) e
latero-lateral direita (LD), observando-se as normas de proteção radiológica,
como o uso de protetor de tireóide, luvas e aventais plumbíferos.
24
____________________________
6
Acepran 0,2%, UNIVET
7
Cateter Angiocath 20G, BD
8
Solução de Ringer com Lactato - Frenesius
Os exames radiográficos tiveram por objetivo avaliar comparativamente o
esvaziamento do conteúdo gástrico. Para o grupo 1, foram realizados exames
radiográficos com intervalo de três horas após a ingestão de alimento sólido.
No grupo 2, os exames radiográficos, foram realizados a cada três horas, após
um jejum de 12 horas de alimento sólido. Já no grupo 3, as radiografias foram
obtidas com intervalo de quatro horas.
Para a avaliação radiográfica da quantidade de material estomacal (sólido
e/ou líquido) foi utilizado o diâmetro da luz estomacal (projeção latero-lateral
direita, em cm), estes resultados foram confirmados pela análise comparativa
de conteúdo gástrico baseada no estabelecimento de escores. Para
estabelecer o diâmetro da luz estomacal, identificou-se o maior diâmetro do
estômago, medindo-se o intervalo entre as paredes internas estomacais na
projeção latero-lateral direita e confirmando-se na projeção ventrodorsal.
A determinação do escore radiográfico (Figuras 1, 2, 3 e 4), foi baseada
na seguinte classificação:
4 – repleção estomacal sólida e/ou líquida com 100 a 80% de conteúdo;
3 – repleção estomacal sólida e/ou líquida com 79 a 50% de conteúdo;
2 – repleção estomacal sólida e/ou líquida com 49 a 15% de conteúdo;
1 – repleção estomacal sólida ausente e líquida abaixo de 15% de conteúdo;
0 – repleção estomacal sólida e líquida ausente.
4.6 Procedimento Anestésico
Cada animal, depois de realizado o jejum pré-anestésico inerente a cada
grupo, foi avaliado clinicamente e em seguida, recebeu como medicação pré-
anestésica (MPA), acepromazina a 0,2%
6
, na dose de 0,05 mg/kg, pela via
intravenosa. Em seguida, posicionou-se o animal em decúbito lateral esquerdo
sobre o colchão térmico e realizou-se a tricotomia do membro anterior
esquerdo para cateterização
7
da veia cefálica para fluidoterapia (administração
de solução de ringer lactato
8
, numa velocidade de infusão de 10ml/kg/h) e
administração do agente indutor; e tricotomia do membro anterior direito, acima
da articulação umerorrádio-ulnar para mensuração da pressão arterial não-
invasiva (Figura 5) e da região do trígono femoral para punção da artéria
femoral para obtenção dos valores hemogasométricos (Figura 6).
25
FIGURA 1. Representação radiográfica do escore 4.
FIGURA 2. Representação radiográfica do escore 3.
FIGURA 3. Representação radiográfica do escore 2.
26
FIGURA 4. Representação radiográfica do escore 1.
FIGURA 5. Local para mensuração da pressão arterial não-invasiva
(acima da articulação umerorrádio-ulnar).
FIGURA 6. Punção da artéria femoral para realização da gasometria.
27
_____________________________
9
Thiopental 1,0g – Laboratório Cristália
10
Sonda endotraqueal de Maggil – Rush
11
modelo 800 – Oxygel
12
Talohano – Laboratório Cristália
13
Oxygel
A indução anestésica foi realizada com a administração de tiopental
sódico
9
a 2,5%, na dose de 12,5 mg/kg, pela via intravenosa (veia cefálica
esquerda), lentamente, decorridos 15 minutos da administração da MPA. Após
a perda total dos reflexos protetores, o animal foi intubado com sonda de
Magill
10
, de diâmetro proporcional a traquéia do paciente. A sonda traqueal foi
conectada ao tubo coletor capilar de gases anestésicos para mensurar a
tensão de dióxido de carbono no final da expiração (ETCO
2
) durante a
manutenção anestésica.
Após o posicionamento do paciente em decúbito lateral esquerdo e
intubação traqueal, foi realizada a conexão a um sistema circular de
anestesia
11
, com fluxo diluente de O
2
a 100%, administrando o agente
anestésico halotano
12
na concentração média de 2%, através de um
vaporizador calibrado
13
. A concentração do anestésico foi ajustada, ao longo do
período de manutenção anestésica, controlando-se a profundidade do plano
anestésico através da observação de reflexos e parâmetros fisiológicos
condizentes com o 2
o
. plano do III estágio de anestesia geral, segundo a
classificação do plano de Guedel, mantendo-se a anestesia por 60 minutos. O
fluxo de oxigênio utilizado foi de 1 a 1,5 l/min, em média.
A seqüência do procedimento experimental para cada animal foi (G1),
(G3) e (G2).
Durante o procedimento anestésico, cada animal foi monitorado e os
dados paramétricos obtidos da seguinte maneira:
4.6.1 Período pré-anestésico
Anteriormente à medicação pré-anestésica, considerando-se como
momento zero (M0), foi realizada a aferição dos seguintes parâmetros clínicos:
temperatura retal (TR), freqüência cardíaca (FC), freqüência respiratória (f),
tempo de reperfusão capilar (TRC), grau de hidratação, pressão arterial
sistólica (PAS), pressão arterial média (PAM) e pressão arterial diastólica
(PAD). Em seguida, colheu-se por venopunção, uma amostra sangüínea de 10
ml da veia jugular, para a realização da glicemia e dosagem de cortisol e, outra
amostra de 1 ml de sangue arterial para análise hemogasométrica.
28
____________________________
14
Estetoscópio Littman®
15
Monitor de sinais vitais TAKAOKA
4.6.2 Indução anestésica
Decorridos 10 minutos da MPA, foram mensurados TR, FC, f, TRC, grau
de hidratação, PAS, PAM e PAD, considerando-se este momento (M1). Em
seguida, realizou-se a indução anestésica e iniciou-se a fluidoterapia, com taxa
de infusão inicial de 10ml/kg/hora que foi alterada no máximo para 20
ml/kg/hora quando a PAM atingia valores abaixo de 70 mmHg.
4.6.3 Manutenção anestésica
A manutenção anestésica foi realizada com concentração inicial média de
2,0%, baseando-se na observação de reflexos e parâmetros fisiológicos
conforme o plano anestésico. Após o início da vaporização houve um período
de estabilização de dez minutos. E após a mesma, os parâmetros
anteriormente avaliados: TR, FC, f, TRC, grau de hidratação, PAS, PAM, PAD,
incluindo-se a tensão de dióxido de carbono no final da expiração (ETCO
2
),
foram mensurados a cada 10 minutos até o final do procedimento anestésico,
constituindo-se os momentos de dois a oito (M2 a M8).
Durante a manutenção anestésica, a cada trinta minutos foram colhidas
novas amostras de sangue arterial para análise hemogasométrica e, venosa
para dosagem glicêmica e de cortisol, por venopunção, considerando-se como
momento cinco e oito, respectivamente (M5 e M8). E quando decorridas duas
horas do final da vaporização anestésica, novas amostras sangüíneas foram
colhidas para dosagem glicêmica e de cortisol, respectivamente, considerando-
se como momento final (MFi).
Todos os animais foram posicionados em decúbito lateral esquerdo sobre
a mesa cirúrgica e colchão térmico durante todo o procedimento.
4.7 Parâmetros avaliados
4.7.1 Parâmetros clínicos
A freqüência cardíaca (FC) foi mensurada por auscultação cardíaca
14
durante todo o procedimento anestésico.
Para mensurações das pressões arteriais sistólicas, médias e diastólicas
(PAS, PAM, PAD), empregou-se o monitor de pressão arterial não-invasiva
15
através do método oscilométrico, posicionando-se o manguito em região
29
____________________________
16
Capnógrafo CRITICARE – modelo POETTE
17
Termômetro clínico INCOTERM®
18, 19
Injex®
20
HEPTAR® - Heparina sódica – Eurofarma
21
Modelo AGS12 – Drake
22
Bioclin
23
CENTRIBIO TDL80 – 2B
24
KATAL
25
Modelo E-205D acoplado ao sistema cinético modelo SB-215P, CELM®
tricotomizada, acima da articulação umerorrádio-ulnar. Em cada momento,
fizeram-se três medidas consecutivas, obtendo-se como resultado final a média
entre as mesmas.
A freqüência respiratória (f) foi mensurada através da observação dos
movimentos respiratórios no momento anterior a indução anestésica. Durante a
manutenção anestésica, a freqüência respiratória foi determinada com um
auxílio de um capnógrafo
16
(de fluxo lateral) bem como a tensão de dióxido de
carbono no final da expiração (ETCO
2
).
O tempo de reperfusão capilar foi realizado através de compressão digital
sobre a gengiva e a temperatura retal através de um termômetro clínico
17
. O
grau de hidratação do animal foi avaliado de acordo com turgor da pele,
através do pregueamento da mesma.
As variáveis hemogasométricas, pHa (pH do sangue arterial), PaCO
2
(pressão parcial de CO
2
no sangue arterial), PaO
2
(pressão parcial de oxigênio
no sangue arterial), bicarbonato (HCO
3
), CO
2
total, déficit/excesso de base e
saturação de oxigênio na hemoglobina (SatO
2
) foram obtidas através de
amostras sangüíneas de sangue arterial colhidas em seringas descartáveis de
1 ml
18
e agulhas 13X0,45
19
previamente heparinizadas
20
, sendo as mesmas
acondicionadas em geladeira e transportadas em recipientes isotérmicos
contendo gelo até o laboratório clínico da Santa Casa de Misericórdia de
Araçatuba, para análise posterior em analisador de pH e gases sangüíneos
21
.
4.7.2 Parâmetros endócrinos
A dosagem glicêmica plasmática foi realizada a partir de amostras
sangüíneas de 3ml de sangue venoso, colhidas em tubo de vidro contendo o
anticoagulante flureto de sódio
22
e, em seguida, centrifugadas a 2 500 rpm
23
durante 10 minutos. Para a determinação de glicose foi usado o método
enzimático colorimétrico
24
e, a leitura realizada através de um
espectrofotômetro
25
.
30
______________________________
26, 27
Injex®
28
CENTRIBIO TDL80 – 2B
29
COAT-A-COUNT®, DPC
Para a dosagem sérica de cortisol, amostras de sangue venoso foram
colhidas, com seringas descartáveis de 10 ml
26
e agulhas 30x8
27
, mantida em
repouso em tubos de vidro por 20 minutos para coagulação sanguínea e
posterior centrifugação a 2500 rpm
28
durante 10 minutos. Em seguida, as
amostras foram acondicionadas em tubos siliconizados e conservado em
freezer até o momento da dosagem quantitativa, esta última realizada através
da técnica de radioimunoensaio de fase sólida, utilizando-se um kit específico
para a mensuração de cortisol
29
.
4.8 Análise estatística
Os dados foram submetidos à análise de variância com medidas repetidas
e análise de resíduos para verificar a normalidade e homogeneidade de
variâncias, pré-requisitos para a mesma (ZAR, 1999).
As variáveis que apresentaram distribuição normal foram analisadas por
meio da análise de variância, sendo as médias comparadas através do teste de
Tukey e as variáveis que não apresentaram distribuição normal foram
analisadas usando-se o teste de Friedman, seguido do teste de Dunn para
comparações múltiplas.
Para verificação da associação entre escore e momento para cada grupo
e associação entre escore e grupo no momento final de avaliação foi utilizado o
teste exato de Fisher.
As estatísticas foram consideradas significativas quando p < 0,05.
As análises estatísticas foram efetuadas empregando-se o programa SAS
(Statistica Analysis System).
31
5 RESULTADOS
No exame físico, todos animais se apresentaram clinicamente hidratados.
Apenas o animal 4 apresentou apnéia após a indução anestésica no grupo G1
e G3.
Todos os animais apresentaram uma boa recuperação anestésica, livre de
excitação e após 120 minutos do término da vaporização, todos estavam se
locomovendo normalmente.
5.1 Freqüência cardíaca (FC)
Observou-se estabilidade deste parâmetro nos animais do grupo G1 em
todos os momentos do procedimento anestésico, não havendo diferenças
significativas entre eles. Já em G2, a FC reduziu significativamente logo após a
MPA (M1), elevando-se em seguida em M2 (início da manutenção anestésica),
a partir do que houve certa estabilidade, não observando diferenças
significativas nos demais momentos.
O grupo G3 comportou de maneira igual a G2, a partir de M2.
Comparando-se os grupos, não foram observadas diferenças significativas em
nenhum momento da anestesia. (Tabela 3; Figura 7)
32
TABELA 3: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da freqüência cardíaca
(FC), em bpm, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3
(24 horas) em cada momento de avaliação.
FC (
x
± EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
99 ± 6 aA 104 ± 5 abA 96 ± 3 bA
M1
97 ± 13 aA 83 ± 5 cA 92 ± 5 bA
M2
106 ± 8 aA 117 ± 4 aA 115 ± 7 aA
M3
91 ± 5 aA 96 ± 5 bcA 97 ± 5 abA
M4
91 ± 7 aA 89 ± 6 bcA 88 ± 6 bA
M5
90 ± 4 aA 93 ± 4 bcA 93 ± 8 bA
M6
92 ± 6 aA 88 ± 5 bcA 85 ± 5 bA
M7
89 ± 4 aA 85 ± 5 cA 84 ± 5 bA
M8
85 ± 3 aA 94 ± 6 bcA 89 ± 7 bA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
33
70
80
90
100
110
120
130
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
FC (bpm)
G1 G2 G3
FIGURA 7: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM) da freqüência cardíaca (FC), em bpm, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.
34
5.2 Temperatura retal (TR)
A temperatura retal declinou significativamente e gradativamente no
decorrer da anestesia nos 3 grupos, observando valores significativos inferiores
a partir de M3 (10 minutos de manutenção anestésica) nos grupos G1 e G3, e
M2 (início da manutenção anestésica), no grupo G2. Em relação ao início da
manutenção anestésica (M2), a TR apresentou reduções significativas a partir
de M6 (40 minutos de manutenção anestésica) no grupo G1 e, M4 (20 minutos
de manutenção anestésica) nos grupos G2 e G3.
Entre os grupos não foram constatadas diferenças significativas nos
valores da TR em nenhum momento da anestesia. (Tabela 4; Figura 8)
Tabela 4: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da temperatura retal (TR),
em °C, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24
horas) em cada momento de avaliação.
TR (
x
± EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
38,48 ± 0,06 aA 38,64 ± 0,15 aA 38,48 ± 0,10 aA
M1
38,58 ± 0,14 aA 38,65 ± 0,16 aA 38,58 ± 0,06 aA
M2
38,24 ± 0,13 abA 37,99 ± 0,10 bA 38,25 ± 0,12 abA
M3
37,99 ± 0,12 bcA 37,88 ± 0,10 bcA
38,05 ± 0,10 bcA
M4
37,98 ± 0,10 bcA 37,69 ± 0,13 cdA
37,89 ± 0,14 cdA
M5
37,85 ± 0,11 bcA 37,65 ± 0,13 dA 37,83 ± 0,14 cdA
M6
37,61 ± 0,19 cdA 37,49 ± 0,11 deA
37,59 ± 0,12 deA
M7
37,39 ± 0,19 dA 37,40 ± 0,10 eA 37,46 ± 0,15 eA
M8
37,24 ± 0,20 daA 37,30 ± 0,08 eA 37,29 ± 0,16 eA
M édias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
35
37,0
37,5
38,0
38,5
39,0
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
TR (
o
C)
G1 G2 G3
FIGURA 8: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM) da temperatura retal (TR), em ºC, em cães segundo os grupos
G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
36
5.3 Freqüência respiratória
Observou-se redução significativa dessa variável ao longo dos momentos
nos 3 grupos sendo evidente a partir de M2 (início da manutenção anestésica),
a partir do que manteve-se estável e significativamente mais baixos que os
valores basais até o fim da anestesia.
Entre os grupos não foram observadas diferenças significativas nos
valores dessa variável em nenhum dos momentos. (Tabela 5; Figura 9)
TABELA 5: Média (
x
), erro padrão da média (EPM) e mediana (Md) da
freqüência respiratória (f), em mpm, em cães segundo os grupos G1 (12
horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
f
G1 G2 G3
Momento
x
± EPM
Md
x
± EPM
Md
x
± EPM
Md
M0
48 ± 5
40 aA
53 ± 10
50 aA
39 ± 4
36 aA
M1
39 ± 3
38 aA
47 ± 8
44 aA
61 ± 20
37 aA
M2
17 ± 3
17 bA
14 ± 3
13 bA
16 ± 2
16 bA
M3
15 ± 2
16 bA
13 ± 1
12 bA
14 ± 1
13 bA
M4
14 ± 2
17 bA
14 ± 2
13 bA
15 ± 1
15 bA
M5
15 ± 2
15 bA
14 ± 2
14 bA
16 ± 2
15 bA
M6
18 ± 2
19 bA
15 ± 2
15 bA
16 ± 2
16 bA
M7
17 ± 2
19 bA
16 ± 2
18 bA
19 ± 3
17 bA
M8
19 ± 1
18 bA
17 ± 2
17 bA
19 ± 4
16 bA
Medianas seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si (P > 0,05).
37
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
f (mpm)
G1 G2 G3
FIGURA 9: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM) da freqüência respiratória (f), em mpm, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.
38
5.4 Tempo de reperfusão capilar (TRC)
Os valores de TRC mantiveram-se dentro dos parâmetros normais não
observando diferenças estatísticas entre os grupos ou entre os momentos de
avaliação. (Tabela 6; Figura 10)
TABELA 6: Média (
x
), erro padrão da média (EPM) e mediana (Md) do tempo
de reperfusão capilar (TRC), em segundos, em cães segundo os grupos G1 (12
horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
TRC
G1 G2 G3
Momento
x
± EPM
Md
x
± EPM
Md
x
± EPM
Md
M0
2,0 ± 0,0
2 aA
2,0 ± 0,0
2 aA
2,0 ± 0,0
2 aA
M1
1,6 ± 0,2
2 aA
1,6 ± 0,2
2 aA
1,6 ± 0,2
2 aA
M2
1,1 ± 0,1
1 aA
1,1 ± 0,1
1 aA
1,4 ± 0,2
1 aA
M3
1,1 ± 0,1
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
1,3 ± 0,2
1 aA
M4
1,1 ± 0,1
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
1,1 ± 0,1
1 aA
M5
1,0 ± 0,0
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
M6
1,1 ± 0,1
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
1,1 ± 0,1
1 aA
M7
1,1 ± 0,1
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
M8
1,3 ± 0,2
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
1,0 ± 0,0
1 aA
Medianas seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si (P > 0,05).
39
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
TRC (segundos)
G1 G2 G3
FIGURA 10: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM) do tempo de reperfusão capilar (TRC), em segundos, em cães
segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada
momento de avaliação.
40
5.5 Tensão de dióxido de carbono no final da expiração (ETCO
2
)
Nos grupos G1 e G3, não foram observadas diferenças estatísticas ao
longo da anestesia com relação ao ETCO
2.
. Já no grupo G2, observou-se
redução significativa dessa variável a partir de M7 (50 minutos de manutenção
anestésica).
Comparando-se os grupos, o ETCO
2
foi significativamente maior no grupo
G2 do que G1 em M2 (início da manutenção anestésica), a partir do que se
comportaram de maneira igual. (Tabela 7; Figura 11)
TABELA 7: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da tensão de dióxido de
carbono no final da expiração (ETCO
2
), em mmHg, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.
ETCO
2
(
x
± EPM)
Momento
G1 G2 G3
M2
31,50 ± 1,56 aB 37,75 ± 2,52 aA 34,13 ± 1,44 aAB
M3
30,00 ± 2,15 aA 33,88 ± 2,29 abA 34,13 ± 1,11 aA
M4
30,63 ± 2,43 aA 34,50 ± 2,17 abA 31,38 ± 1,29 aA
M5
31,50 ± 1,76 aA 35,75 ± 2,75 abA 31,88 ± 1,22 aA
M6
29,25 ± 1,46 aA 34,38 ± 2,43 abA 32,63 ± 1,77 aA
M7
28,00 ± 2,05 aA 33,00 ± 2,75 bA 32,88 ± 1,51 aA
M8
27,63 ± 1,86 aA 32,71 ± 2,52 bA 32,63 ± 1,80 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
41
20
25
30
35
40
45
M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
ETCO
2
(mmHg)
G1 G2 G3
FIGURA 11: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM) da tensão de dióxido de carbono no final da expiração (ETCO
2
),
em mmHg, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24
horas) em cada momento de avaliação.
42
5.6 Pressão arterial sistólica obtida pelo método não-invasivo (PAS-NINV)
Houve redução significativa da PAS ao longo dos momentos em relação à
M0 (previamente a MPA), sendo evidente logo após a MPA (M1) no grupo G1
e, ao início da manutenção anestésica (M2) nos grupos G2 e G3.
Em relação à manutenção anestésica, no grupo G1, a PAS obtida em M2
foi significativamente maior que M3 (10 minutos de manutenção anestésica), a
partir do que manteve certa estabilidade até o fim da anestesia. Já no grupo
G3, observaram diferenças estatísticas somente entre M2 e M6. No grupo G2,
não houveram diferenças estatísticas ao longo da manutenção anestésica,
permanecendo estável durante este período.
Entre os grupos, não foram observadas diferenças estatísticas. (Tabela 8;
Figura 12).
43
TABELA 8: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da pressão arterial
sistólica (PAS) obtida pelo método não-invasivo, em mmHg, em cães segundo
os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.
PAS NINV (
x
± EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
129 ± 2 aA 128 ± 6 aA 127 ± 7 aA
M1
112 ± 2 bA 110 ± 4 abA 108 ± 4 abA
M2
95 ± 3 cA 96 ± 2 bcA 99 ± 5 bcA
M3
81 ± 4 dA 89 ± 5 cA 86 ± 5 cdA
M4
87 ± 5 cdA 86 ± 3 cA 84 ± 4 cdA
M5
89 ± 5 cdA 95 ± 6 bcA 83 ± 3 cdA
M6
83 ± 4 cdA 86 ± 4 cA 78 ± 3 dA
M7
83 ± 3 cdA 84 ± 3 cA 83 ± 3 cdA
M8
87 ± 4 cdA 87 ± 3 cA 85 ± 3 cdA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
44
70
80
90
100
110
120
130
140
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
PAS (mmHg)
G1 G2 G3
FIGURA 12:
Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM)
da
pressão arterial sistólica (PAS) obtida pelo método não-
invasivo, em mmHg, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
45
5.7 Pressão arterial média obtida pelo método não-invasivo (PAM-NINV)
Houve redução significativa da PAM ao longo dos momentos em relação à
ao momento basal (M0), sendo evidente logo após a MPA (M1) nos grupos G2
e G3, e ao início da manutenção anestésica (M2) no grupo G1.
Em relação à manutenção anestésica, os valores da PAM permaneceram
estáveis ao longo deste período nos três grupos.
Entre os grupos, não foram observadas diferenças estatísticas. (Tabela 9;
Figura 13).
TABELA 9: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da pressão arterial média
obtida pelo método não-invasivo (PAM NINV), em mmHg, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.
PAM NINV (
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
84
±
4 aA 81
±
5 aA 83
±
4 aA
M1
70
±
4 abA 66
±
3 bA 66
±
5 bA
M2
64
±
4 bcA 64
±
3 bA 68
±
4 bA
M3
58
±
3 bcA 59
±
2 bA 59
±
5 bA
M4
59
±
3 bcA 59
±
2 bA 59
±
3 bA
M5
61
±
3 bcA 68
±
5 abA 56
±
3 bA
M6
56
±
1 cA 55
±
2 bA 55
±
3 bA
M7
54
±
2 cA 57
±
3 bA 55
±
2 bA
M8
55
±
4 cA 57
±
3 bA 60
±
2 bA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
46
40
50
60
70
80
90
100
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
PAM (mmHg)
G1 G2 G3
FIGURA 13:
Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM)
da
pressão arterial média (PAM) obtida pelo método não-
invasivo, em mmHg, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
47
5.8 Pressão arterial diastólica obtida pelo método não-invasivo (PAD-
NINV)
Houve redução significativa da PAD ao longo dos momentos em relação a
M0 (previamente à MPA), sendo evidente logo após a MPA (M1) nos grupos
G2 e G3 e, aos 10 minutos de manutenção anestésica (M3), no grupo G1.
Em relação à manutenção anestésica, observaram-se diferenças
estatísticas somente no grupo G1, em que a PAD no momento M2 (30 minutos
de manutenção anestésica) foi significativamente maior que M7 (50 minutos de
manutenção anestésica). Aos demais grupos, manteve-se estável ao longo
deste período.
Comparando-se os grupos, a PAD obtida em M0 foi significativamente
maior no grupo G3 em relação a G1. Já no momento M1, o valor dessa variável
foi significativamente maior no grupo G1 em relação à G2. (Tabela 10; Figura
14)
48
TABELA 10: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da pressão arterial
diastólica (PAD) obtida pelo método não-invasivo, em mmHg, em cães
segundo os grupos grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas)
em
cada momento de avaliação.
PAD NINV (
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
35
±
2 aB 43
±
6 aAB 48
±
2 aA
M1
34
±
2 aA 27
±
2 bB 33
±
2 bAB
M2
31
±
3 abA 30
±
3 bA 32
±
3 bA
M3
26
±
2 bcA 26
±
2 bA 27
±
1 bA
M4
27
±
2 bcA 24
±
2 bA 25
±
2 bA
M5
30
±
3 abA 30
±
3 bA 27
±
4 bA
M6
26
±
2 bcA 25
±
2 bA 25
±
1 bA
M7
23
±
3 cA 26
±
3 bA 27
±
2 bA
M8
25
±
2 bcA 27
±
2 bA 25
±
2 bA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
49
10
20
30
40
50
60
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
Momento
PAD (mmHg)
G1 G2 G3
FIGURA 14: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) da pressão arterial diastólica (PAD) obtida pelo método
não-invasivo, em mmHg, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18
horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
50
5.9 pH do sangue arterial
Observou-se
redução significativa do pH durante a manutenção
anestésica (M5 e M8) em relação ao momento basal (M0) nos grupos G1 e G3.
No grupo G2, notou-se que o pH aumentou significativamente ao final da
anestesia (M8), entretanto, manteve-se inferior em relação à M0.
Entre os grupos, não foram observadas diferenças estatísticas dessa
variável ao longo da anestesia. (Tabela 11; Figura 15)
TABELA 11: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) do potencial
hidrogeniônico (pH) do sangue arterial, em cães segundo os grupos G1 (12
horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
pH (
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
7,47
±
0,01 aA 7,47
±
0,01 aA 7,47
±
0,01 aA
M5
7,35
±
0,02 bA 7,37
±
0,01 cA 7,36
±
0,02 bA
M8
7,36
±
0,02 bA 7,40
±
0,02 bA 7,36
±
0,02 bA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
51
FIGURA 15:
Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão da
média (EPM)
do potencial hidrogeniônico (pH) do sangue arterial em cães
segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada
momento de avaliação.
7,32
7,34
7,36
7,38
7,40
7,42
7,44
7,46
7,48
7,50
Momento
pH
G1 G2 G3
M0
M5
M8
52
5.10 Pressão parcial de dióxido de carbono no sangue arterial (PaCO
2
)
Houve aumento significativo da PaCO
2
durante a manutenção anestésica
(M5 a M8) em relação ao momento basal (M0) nos três grupos.
Comparando-se os grupos, os valores da PaCO
2
não apresentaram
diferenças estatísticas. (Tabela 12; Figura 16).
TABELA 12: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da pressão parcial de
dióxido de carbono no sangue arterial (PaCO
2
), em mmHg, em cães segundo
os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.
PaCO
2
(
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
19,41
±
1,49 bA 20,94
±
1,65 bA 19,85
±
1,61 bA
M5
30,94
±
3,23 aA 35,10
±
2,45 aA 31,93
±
1,69 aA
M8
31,05
±
2,67 aA 31,38
±
1,95 aA 33,07
±
1,64 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
53
FIGURA 16: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) da pressão parcial de dióxido de carbono no sangue arterial
(PaCO
2
), em mmHg, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18
horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação
10
15
20
25
30
35
40
Momento
PaCO
2
(mmHg)
G1 G2 G3
M0
M5 M8
54
5.11
Pressão parcial de oxigênio no sangue arterial (PaO
2
)
Houve aumento significativo da PaO
2
durante a manutenção anestésica
(M5 a M8) em relação ao momento basal (M0) nos três grupos.
Comparando-se os grupos, os valores da PaO
2
não apresentaram
diferenças estatísticas. (Tabela 13; Figura 17)
TABELA 13: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da pressão parcial de
oxigênio no sangue arterial (PaO
2
), em mmHg, em cães segundo os grupos G1
(12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
PaO
2
(
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
112,75
±
8,27 bA 101,59
±
13,40 bA 107,75
±
10,05 bA
M5
321,95
±
16,93 aA 283,74
±
17,65 aA 286,89
±
17,19 aA
M8
305,08
±
33,86 aA 279,38
±
20,58 aA 236,36
±
37,77 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
55
FIGURA 17: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) da pressão parcial de oxigênio no sangue arterial (PaO
2
),
em mmHg, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3
(24 horas) em cada momento de avaliação
0
100
200
300
400
Momento
PaO
2
(mmHg)
G1 G2 G3
M0
M5
M8
56
5.12 Bicarbonato (HCO
3
)
Observou-se aumento significativo de HCO
3
durante a manutenção
anestésica (M5 a M8) em relação ao momento basal (M0) nos três grupos.
Entre os grupos, os valores de HCO
3
não apresentaram diferenças
estatísticas. (Tabela 14; Figura 18)
TABELA 14: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da concentração de
bicarbonato (HCO
3
) no sangue arterial, em mmol/l, em cães segundo os grupos
G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
HCO
3
(
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
14,09
±
1,19 bA 15,36
±
1,42 bA 14,30
±
1,31 bA
M5
17,04
±
1,61 aA 20,11
±
1,38 aA 18,03
±
1,19 aA
M8
17,35
±
1,28 aA 19,24
±
0,88 aA 18,89
±
0,83 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
57
FIGURA 18: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM) de bicarbonato (HCO
3
) no sangue arterial, em mmol/l, em
cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em
cada momento de avaliação.
12
14
16
18
20
22
24
Momento
HCO
3
(mmol/l)
G1 G2 G3
M0
M5
M8
58
5.13 Dióxido de carbono total (CO
2
T
)
Observou-se aumento significativo de CO
2
T durante a manutenção
anestésica (M5 a M8) em relação ao momento basal (M0) nos grupos G2 e G3.
Já no grupo G1, esse aumento foi evidente somente ao final da anestesia (M8).
Entre os grupos, os valores de CO
2
T não apresentaram diferenças
estatísticas. (Tabela 15; Figura 19)
TABELA 15: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) do dióxido de carbono
total (CO
2
T) no sangue arterial, em mmol/l, em cães segundo os grupos G1 (12
horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
CO
2
T (
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
15,26
±
1,57 bA 16,01
±
1,48 bA 14,91
±
1,35 bA
M5
17,98
±
1,71 abA
21,19
±
1,44 aA 19,04
±
1,23 aA
M8
18,30
±
1,36 aA 20,23
±
0,91 aA 19,91
±
0,85 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
59
FIGURA 19: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM
)
do dióxido de carbono total (CO
2
T) no sangue arterial, em
mmol/l, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24
horas) em cada momento de avaliação.
12
14
16
18
20
22
24
26
Momento
CO
2
T (mmol/l)
G1 G2 G3
M0
M5
M8
60
5.14 Déficit de base (BE)
Não foram observadas diferenças estatísticas do déficit de base ao longo
dos momentos ou entre grupos. (Tabela 16; Figura 20)
TABELA 16: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) do déficit de base (BE)
no sangue arterial, em mmol/l, em cães segundo os grupos
G1 (12 horas), G2
(18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
BE (
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
-6,23
±
1,15 aA -5,13
±
1,36 aA -6,11
±
1,17 aA
M5
-6,75
±
1,21 aA -4,03
±
1,23 aA -5,84
±
1,25 aA
M8
-6,36
±
1,02 aA -3,88
±
0,89 aA -4,99
±
0,88 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
61
FIGURA 20: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM
)
de déficit de base (BE) no sangue arterial, em mmol/l, em
cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em
cada momento de avaliação.
-10
-8
-6
-4
-2
0
Momento
BE (mmol/l)
G1 G2 G3
M0
M5
M8
62
5.15 Saturação de oxigênio na hemoglobina (SatO
2
)
No grupo G2, houve aumento significativo dessa variável durante a
manutenção anestésica (M5 a M8) em relação ao momento basal (M0) e no
grupo G1, evidente apenas em M5 (30 minutos de manutenção anestésica).
Em relação a G3, não foram observadas diferenças estatísticas ao longo
dos momentos.
Entre os grupos, os valores de SatO
2
não apresentaram diferenças
estatísticas. (Tabela 17; Figura 21)
TABELA 17: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da saturação de
oxigênio na hemoglobina (SatO
2
), em %, em cães segundo os grupos G1 (12
horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
SatO
2
(
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
97,96
±
0,61 bA 96,20
±
1,56 bA 97,25
±
0,99 aA
M5
99,70
±
0,04 aA 99,61
±
0,04 aA 99,61
±
0,05 aA
M8
99,25
±
0,48 abA
99,64
±
0,07 aA 98,83
±
0,55 aA
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
63
FIGURA 21: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM
)
da saturação de oxigênio na hemoglobina (SatO
2
), em %,
em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas)
em cada momento de avaliação.
95
96
97
98
99
100
Momento
SatO
2
(%)
G1 G2 G3
M0
M5
M8
64
5.16 Glicemia plasmática
No grupo G1, observou-se redução significativa da glicemia aos 30
minutos de manutenção anestésica (M5) em relação ao momento basal (M0)
sendo que o valor correspondente ao período de recuperação (MFi) foi
significativamente maior do que os demais momentos.
Já no grupo G3, houve declínio significativo e gradual da glicemia durante
a manutenção anestésica (M5 a M8), observando-se que a glicemia obtida na
recuperação anestésica (MFi) foi significativamente maior do que à obtida
durante a manutenção anestésica (M5 a M8). Em relação a G2, não foram
observadas diferenças estatísticas ao longo dos momentos.
Comparando-se os grupos, a glicemia do grupo G1 foi significativamente
maior do que G2 e G3 no período de recuperação anestésica. (Tabela 18;
Figura 22)
TABELA 18: Média
(
x
)
e erro padrão da média (EPM) da glicemia plasmática,
em mg/dl, em cães segundo os grupos os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas)
e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
Glicemia (
x
±
EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
82,25
±
2,03 bA 82,88
±
2,95 aA 78,25
±
2,16 aA
M5
74,63
±
1,86 cA 77,75
±
3,82 aA 71,38
±
2,92 bA
M8
78,50
±
2,25 bcA 78,88
±
3,71 aA 70,57
±
4,20 bA
MFi
92,71
±
2,06 aA 80,13
±
2,31 aB 80,13
±
2,21 aB
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre
si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
65
FIGURA 22: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM
)
da glicemia plasmática, em mg/dl, em cães segundo os
grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de
avaliação.
60
70
80
90
100
Momento
Glicemia (mg/dl)
G1 G2 G3
M0
M5 M8 MFi
66
5.17 Cortisol
As variações de cortisol sérico observadas ao longo dos momentos não
diferiram estatiscamente entre grupos ou dentro de um grupo. (Tabela 19;
Figura 23)
TABELA 19: Média (
x
), erro padrão da média (EPM) e mediana (Md) do
cortisol sérico, em µg/dl, em cães segundo os grupos G1 (12 horas), G2 (18
horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
Cortisol
G1 G2 G3
Momento
x
±
EPM
Md
x
±
EPM
Md
x
±
EPM
Md
M0
1,12
±
0,37
0,77 aA
1,85
±
0,60
1,12 aA
0,97
±
0,19
1,09 aA
M5
0,76
±
0,12
0,71 aA
0,53
±
0,21
0,36 aA
1,33
±
0,97
0,42 aA
M8
0,64
±
0,10
0,60 aA
0,56
±
0,15
0,36 aA
0,97
±
0,67
0,23 aA
MFi
0,51
±
0,13
0,34 aA
0,48
±
0,18
0,41 aA
0,29
±
0,06
0,23 aA
Medianas seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem
entre si (P > 0,05).
67
FIGURA 23: Representação gráfica dos valores da média (
x
) e erro padrão
da média (EPM
)
de cortisol sérico, em µg/dl, em cães segundo os grupos G1
(12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
.
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
Momento
Cortisol (
µ
µ
µ
µ
g/dl)
G1 G2 G3
M0 M5
M8
MF
i
68
5.18 Repleção gástrica
Em relação à ocorrência de êmese e/ou regurgitação durante a anestesia
não foi verificado nenhuma incidência, com exceção do animal 6 (G2), que
apresentou êmese três minutos à extubação, de aspecto seroso, de coloração
amarela.
5.18.1 Diâmetro da luz estomacal (cm)
O diâmetro da luz estomacal no momento final de avaliação foi
significativamente maior no grupo G1 do que os demais grupos. (Tabela 20)
TABELA 20: Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) do diâmetro da luz
estomacal, em cm,em cães segundo os grupos G1(12 horas), G2 (18 horas) e
G3 (24 horas) no momento final de avaliação.
Grupo
Diâmetro (
x
±
EPM)
G1
3,86
±
0,50 a
G2
1,50
±
0,41 b
G3
1,69
±
0,38 b
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P > 0,05).
69
5.18.2 Quantidade de material estomacal baseado no estabelecimento de
escore
A distribuição do número de animais foi associada ao estabelecimento de
escore referente aos momentos de cada grupo e entre grupos. (Tabela 21 e 22,
Figura 24 e 25)
TABELA 21: Número e porcentagem de animais segundo o escore e momento
de avaliação.
Escore
1 2 3 4
Grupo
Momento
N % N % N % N %
P
(1)
H3 0 0,0 0 0,0 0 0,0 8 100,0
H6 0 0,0 0 0,0 0 0,0 8 100,0
H9 0 0,0 1 14,3
6 85,7 0 0,0
G1
H12 0 0,0 7 87,5
1 12,5 0 0,0
<
0,0001
H12 1 12,5 7 87,5
0 0,0 0 0,0
H15 5 62,5 3 37,5
0 0,0 0 0,0
G2
H18 8 100,0 0 0,0 0 0,0 0 0,0
0,0016
H12 1 12,5 7 87,5
0 0,0 0 0,0
H16 5 62,5 3 37,5
0 0,0 0 0,0
H20 8 100,0 0 0,0 0 0,0 0 0,0
G3
H24 8 100,0 0 0,0 0 0,0 0 0,0
<
0,0001
(1)
nível descritivo do teste exato de Fisher.
70
TABELA 22: Número e porcentagem de animais segundo o escore e grupo no
momento final de avaliação.
Escore
1 2 3
Grupo
N % N % N %
P
(1)
G1 0 0,0 7 87,5 1 12,5
G2 8 100,0 0 0,0 0 0,0
G3 8 100,0 0 0,0 0 0,0
< 0,0001
(1)
nível descritivo do teste exato de Fisher.
71
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
H3 H6 H9 H12 H12 H15 H18 H12 H16 H20 H24
G1 G2 G3
N
o
de animais
1 2 3 4
FIGURA 24: Representação gráfica da quantidade de material estomacal
baseada no estabelecimento de escore em diferentes momentos de avaliação.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
G1 G2 G3
N
o
de animais
1 2 3
FIGURA 25: Representação gráfica da quantidade de material estomacal
baseado no estabelecimento de escore no momento final de avaliação.
72
6 DISCUSSÃO
O estudo em questão utilizou animais hígidos e não submetidos a
procedimentos cirúrgicos, não sendo, portanto, expostos ao desconforto da dor
no período pré e transoperatório, pois o mesmo interfere nos eixos
neuroendócrinos com elevações nos níveis de aldosterona, cortisol (levando a
hiperglicemia) e catecolaminas (CHEIBUB, 1991; FANTONI;
MASTROCINQUE, 2002). Desta forma, estes animais ficaram somente
expostos ao provável estresse da manipulação, do ambiente e dos diferentes
períodos de jejum pré-anestésico sólido.
6.1 Parâmetros cardiocirculatórios
Observou-se certa estabilidade da FC ao longo dos momentos nos três
grupos, com exceção do momento correspondente ao início da manutenção
anestésica, em que houve um aumento dessa variável, sendo significativo nos
grupos G2 e G3, que pode ser justificado pelo efeito do tiopental sódico como
citado por FANTONI et al. (1996). Outra justificativa é o estímulo da intubação
traqueal que, ao ativar o sistema nervoso autônomo, resulta no aumento de
catecolaminas circulantes e da freqüência cardíaca (CHEIBUB, 1991).
Durante a manutenção anestésica, a freqüência cardíaca se manteve
estável, não apresentando alterações significativas. Segundo Oliva (2002),
essa variável tende a se manter inalterada sob anestesia com halotano, a não
ser que haja outros fatores concomitantes como o estímulo doloroso, elevando
a mesma.
A hipotensão arterial observada durante a manutenção anestésica nos
três grupos é um típico efeito do halotano por ação direta sobre o miocárdio,
diminuindo, de maneira dose-dependente, o débito cardíaco e a pressão
arterial (OLIVA, 2002).
Pôde-se verificar um evidente efeito hipotensor da acepromazina sobre os
valores da PAM, nos grupos G2 e G3, no momento M1 em relação à M0 (no
grupo G1 houve redução da mesma, mas sem diferenças estatísticas). Os
valores médios da PAS também reduziram, sendo significativo apenas no
grupo G1; porém, apresentaram-se dentro do limite normal.
73
Os valores médios da PAD obtidos em M0 foram significativamente
maiores no grupo G3 em relação à G1. Já no momento M1, o valor dessa
variável foi significativamente maior no grupo G1 em relação à G2. Contudo, os
valores médios estavam abaixo do limite normal em todos os momentos. Esses
achados podem sugerir que os valores de PAD obtidos pelo método não-
invasivo em animais hipotensos não sejam fidedignos de acordo com
informações de Nunes (2002).
A ausência de taquicardia em resposta à hipotensão arterial observada
durante a manutenção anestésica com halotano é justificada por este agente
deprimir a sensibilidade dos barorreceptores aórticos e carotídeos (a FC sofre
pouca alteração na presença de hipotensão ou hipertensão) e reduzir o
automatismo cardíaco, causando a hiperpolarização do nodo-sinoatrial,
contribuindo ainda mais para atenuação da resposta cronotrópica à redução da
PAS (BERNARDI et al., 1996; OLIVA, 2002).
Neste estudo, a hipotensão arterial ocorreu ainda que com diferentes
tempos de jejum (12, 18 e 24 horas) durante a manutenção anestésica com
halotano, de maneira similar ao observado por Friesen et al. (2002). Porém,
estes autores associaram reduções significativas da pressão arterial com o
jejum prolongado (8 a 12 horas).
Os valores médios de TRC apresentaram-se dentro dos parâmetros
normais, indicando perfusão tecidual adequada ao longo dos momentos nos
três grupos.
6.2 Parâmetros ventilatórios
A freqüência respiratória reduziu significativamente ao longo dos
momentos nos três grupos, de maneira evidente ao início da manutenção
anestésica (M2), a partir do que se manteve estável e significativamente mais
baixo que os valores basais (embora estes últimos apresentaram-se acima dos
valores normais para a espécie canina), o que pode ser explicado pela ação do
halotano que deprime a função respiratória de forma significativa, resultando
em aumento da PaCO
2
e diminuição do Vm, de acordo com Bernardi et al.
(1996) e Oliva (2002). Porém, os valores médios dessa variável se
apresentaram dentro dos parâmetros normais para a espécie canina durante a
manutenção anestésica.
74
O aumento significativo da PaCO
2
provocou redução do pH e aumento de
HCO
3
durante a manutenção anestésica nos três grupos, provavelmente em
decorrência da possível depressão respiratória causada pelo halotano
(BERNARDI et al., 1996; OLIVA, 2002). O aumento de HCO
3
pode também
estar relacionado à fluidoterapia com Ringer Lactato durante o ato anestésico
que elevou suas concentrações. Contudo, a alteração nessas variáveis não
resultou em acidemia, uma vez que os valores de pH sangüíneo se mantiveram
dentro dos valores normais para espécie.
No momento basal (M0), observou-se nos três grupos que a PaCO
2
apresentou valores médios abaixo do normal (35-45 mmHg), levando a uma
alcalemia e à redução das concentrações de HCO
3
(mecanismo
compensatório). Portanto, houve a ocorrência de discreta alcalose respiratória
(compensada), justificada pela hiperventilação em decorrência da excitação
apresentada pelo animal (ansiedade, estímulo cortical, medo) segundo Luna
(2002).
Em relação à ETCO
2
, os valores médios apresentaram-se estáveis ao
longo dos momentos nos grupos G1 e G3, com exceção no grupo G2 em que
houve uma redução significativa a partir do momento M7 (50 minutos de
manutenção anestésica), sem importante significado biológico. Tal diminuição
poderia ser decorrente de uma elevação significativa da
f
, o que não ocorreu.
Entre os grupos, os valores médios de ETCO
2
foram significativamente
maiores no grupo G2 em relação à G1, no início da manutenção anestésica
(M2), a partir do que se comportaram de maneira igual. Apesar das diferenças
estatísticas apresentadas, os valores médios de ETCO
2
permaneceram
próximos aos valores normais de PaCO
2,
indicando uma adequada ventilação
em todos os grupos no decorrer da anestesia.
A oxigenação não foi comprometida, pois a PaO
2
e SatO
2
permaneceram
dentro dos valores normais, elevando-se somente após o fornecimento de
oxigênio 100% em todos os grupos, o que é esperado.
6.3 Temperatura retal
O declínio
da temperatura retal observado no decorrer da anestesia nos
três grupos pode ser justificado pelo protocolo anestésico empregado. Os
fármacos utilizados (Acepromazina, Tiopental sódico e Halotano) deprimem os
75
mecanismos termorreguladores do hipotálamo, reduzem o metabolismo, e a
anestesia geral inalatória provoca perda de calor através do ar expirado
(SPINOZA; GORNIAK, 1996; CORTOPASSI, 2002b; YAZBEK, 2002).
Muir e Morais (1996) afirmam que o estresse resulta em elevação da
temperatura corpórea. Esperava-se, portanto, que a manipulação do animal e
as influências do ambiente desde o início do procedimento experimental
levariam à elevação deste parâmetro antes da administração pré-anestésica, o
que não ocorreu. Verificou-se ainda que os diferentes períodos de jejum pré-
anestésico sólido não interferiram nos valores de temperatura retal neste
momento.
6.4 Grau de hidratação
Phillips et al. (1994) relata ocorrência de desidratação em pequena
intensidade em jejuns de 4 horas, sendo significativa com períodos maiores,
contanto neste estudo, todos os animais apresentaram-se hidratados de acordo
com o turgor da pele nos diferentes tempos de jejum. A desvantagem dessa
estimativa é que a desidratação abaixo de 5% não é detectada clinicamente
(CHEW, 1998). Todos os animais foram submetidos a fluidoterapia a partir do
início do procedimento anestésico, recuperando assim o grau de hidratação,
caso tenha ocorrido uma desidratação clinicamente inaparente.
6.5 Equilíbrio ácido-base
Os valores médios de pH, PaCO
2
e BE não apresentaram diferenças
estatísticas com 12, 18 e 24 horas de jejum pré-anestésico, diferindo dos
achados de Pickrell et al. (1973) que comprovaram que quanto maior o período
de jejum, menores os valores das respectivas variáveis, considerando-se a
ocorrência de acidose metabólica.
De acordo com os resultados obtidos neste estudo, o jejum prolongado
(24 horas) não levou à acidose metabólica, diferindo das citações na literatura
por Luna (2002) e Pickrell et al. (1973).
6.6 Glicemia plasmática
Neste estudo, os valores médios de glicemia permaneceram dentro dos
valores normais para a espécie canina em todos momentos de avaliação.
76
Segundo a literatura, há riscos de hipoglicemia em decorrência do jejum
prolongado (GREEN, 1982; GREEN et al., 1996), diferindo dos achados do
presente estudo que indicaram normoglicemia em 12, 18 e 24 horas de jejum
pré-anestésico sólido.
Somente os animais 1 e 2 apresentaram hipoglicemia durante a
manutenção anestésica no grupo G2 e G3, confirmando-se assim a baixa
incidência de hipoglicemia em decorrência do jejum pré-anestésico conforme
relatado por Phillips et al. (1994). Estes autores relatam também a ocorrência
de hipoglicemia durante a anestesia numa incidência de 0 a 30%. Estudos
realizados em crianças demonstraram que estes pacientes não se
apresentaram hipoglicêmicos frente aos efeitos de diferentes regimes
alimentares pré-operatórios e a duração do jejum, não havendo também
diferenças significativas entre a duração do jejum e a glicemia (REDFNER et
al., 1986; WALTER; CARTER, 1986; MAEKAWA et al., 1993).
No momento prévio à MPA (M0), não se observou hiperglicemia em
decorrência do estresse indicando que o ambiente, a manipulação, a colheita
por venopunção e a duração do jejum não interferiram na glicemia.
A anestesia, acompanhada ou não de cirurgia, produz uma típica resposta
ao estresse com alterações hormonais e metabólicas nos animais e homens,
incluindo elevação dos valores glicêmicos (REDFNER et al., 1986; TAYLOR,
1989; CHEIBUB, 1991; LUNA et al., 1996). No presente estudo, os valores
significativamente reduzidos da glicemia observados ao longo da manutenção
anestésica frente ao momento basal (M0) nos grupos G1 e G3 indicaram que
os fármacos utilizados e a venopunção não interferiram nas respostas
neuroendócrinas ao estresse. Walt e Carter (1986) observaram aumento da
glicose após a indução anestésica em comparação à pré-indução em pacientes
pediátricos, sendo justificado pelo estresse do manuseio do paciente para
colheita sangüínea ou pela indução anestésica que pode elevar os níveis
circulantes de catecolaminas.
No período de recuperação (120 minutos após o término da vaporização
anestésica), a glicemia elevou-se significativamente em relação aos demais
momentos no grupo G1 e, no grupo G3, apenas em relação ao período
anestésico. Tal alteração da glicemia neste período pode ser em decorrência
do despertar anestésico e da manipulação do animal para colheita do material
77
biológico. No grupo G2, houve redução da glicemia durante a manutenção
anestésica, voltando-se a elevar no momento final, porém, estatisticamente não
foi significativa.
Comparando-se os grupos, observou-se que a glicemia do grupo G1 foi
significativamente maior que os demais grupos no momento de recuperação
anestésica (MFi), diferindo de Nogueira et al. (2003) que não observaram
diferenças entre os diferentes grupos de jejum alimentar em relação às
glicemias pré e pós-anestésica .
6.7 Cortisol sérico
Os valores de cortisol sérico mensurados pelo método de
radioimunoensaio não diferiram estatisticamente entre os grupos ou dentro de
um mesmo grupo. Os valores médios apresentaram-se dentro do limite de
referência para as concentrações basais (0,5- 6,0 µg/dl) por este mesmo
método (FELDMAN; NELSON, 1996), com exceção do grupo G3 no momento
MFi (120 minutos após o término da vaporização anestésica).
Notou-se que a duração do jejum não afetou as concentrações séricas de
cortisol no momento prévio à MPA (M0), estando em acordo com os resultados
encontrados por Reimers et al. (1986) que concluíram que as concentrações
basais de cortisol não foram afetadas pelo jejum por 36 horas (12, 18, 24 e 36
horas).
Pode-se também afirmar que o manuseio do paciente, o despertar pós-
anestésico e colheita por venopunção não foram capazes de produzir uma
típica resposta ao estresse com liberação de cortisol. Tensões físicas e
emocionais bem como manuseio do paciente e despertar pós-anestésico
podem estimular a secreção de ACTH e cortisol segundo Cheibub (1991) e
Feldman (1997). Knol et al. (1992) observaram que a venopunção não
influenciou os níveis de cortisol em cães.
Neste estudo, a anestesia com halotano não alterou significativamente as
concentrações séricas de cortisol, resultados semelhantes ao relatados por
outros autores (CHURCH et al., 1994; FOX et al., 1998) em cães. Pirolo (1996)
observou inibição da síntese de cortisol na anestesia pelo halotano ou
enfluorano em cães e, segundo Cheibub (1991), os agentes inalatórios
78
halotano, enfluorano e isoflurano (0,5 CAM) produzem redução importante de
cortisol plasmático em humanos.
Taylor (1989) sugeriu que a hipotermia ocorrida durante a anestesia com
halotano em eqüinos aumentou a resposta ao estresse à anestesia. A
hipotensão também pode estimular a secreção de cortisol (JONES; GILLHAM,
1988), entretanto, neste estudo a presença de hipotensão e hipotermia não
foram suficientes para induzir a liberação deste hormônio.
Portanto, a anestesia bem como os diferentes períodos de jejum pré-
anestésico sólido não foram considerados um fator estressante já que o trauma
cirúrgico estava ausente nestes animais.
Os valores médios inferiores ao limite normal para a espécie canina no
momento MFi (120 minutos após o término da vaporização anestésica) no
grupo G3, não pôde ser elucidado com precisão. Diversos fatores podem
influenciar os níveis de cortisol como a luminosidade, o manuseio, o local, o
sexo e o ritmo circadiano (CAMACHO et al., 1986; DICKSON, 1984).
As concentrações de cortisol não acompanharam os valores glicêmicos,
sugerindo possível ação do sistema nervoso simpático nos valores da glicemia,
no período de recuperação anestésica.
6.8 Repleção gástrica
O diâmetro da luz estomacal no momento final de avaliação foi
significativamente maior no grupo G1 do que os demais grupos, justificado pela
presença de maior conteúdo gástrico. Todos os animais (100%) apresentaram
conteúdo sólido ausente (escore 1) com 18 e 24 horas de jejum pré-anestésico,
ao contrário do grupo G1 em que 7 (87,5 %) dos animais apresentaram escore
2 após 12 horas da alimentação.
O presente estudo demonstrou que 100% dos animais apresentaram
conteúdo sólido ausente a partir de 18 horas de jejum pré-anestésico,
confirmando os resultados encontrados por Arnbjerg (1992). O mesmo
observou que o estômago se apresentou completamente vazio após 14 a 16
horas da alimentação seca em cães, a partir do que recomendou um período
de jejum mínimo de 16 a 20 horas para garantir o trato gastrointestinal
completamente vazio, lembrando ainda que a duração do jejum varia conforme
o conteúdo gástrico presente antes do mesmo.
79
Entre 6 e 9 horas após a alimentação (H6 e H9) havia ainda grande
quantidade de material estomacal segundo a classificação por escores. Porém,
alguns autores recomendam jejum sólido a partir de 6 a 8 horas (BEDNARSKI,
1996; FUTEMA, 2002) e baseado nestes resultados, contra-indicando-se
períodos de jejum sólido inferiores a 12 horas.
Nos períodos de 18 e 24 horas de jejum, todos os animais apresentaram
repleção estomacal sólida ausente e líquida abaixo de 15% do conteúdo
(escore 1), observando-se que o jejum não garante um estômago
completamente vazio, o mesmo sendo relatado por Hutchinson et al. (1988).
A incidência de refluxo gastroesofágico não foi avaliada, pois o objetivo
deste estudo direcionou-se apenas ao tempo de esvaziamento gástrico,
especificamente de conteúdo sólido, através de exames radiográficos simples.
A êmese após extubação ocorrida em apenas um animal do grupo G2
poderia indicar uma possível regurgitação durante a anestesia evitada pela
presença da sonda endotraqueal. Contudo, não se pode elucidar tal ocorrência.
Baseado neste estudo recomenda-se um jejum pré-anestésico sólido de
18 horas para garantir ausência completa de conteúdo alimentar sólido (ração)
no estômago.
80
7 CONCLUSÕES
Baseado neste estudo experimental é possível concluir que:
- Os animais com 12 horas de jejum pré-anestésico apresentaram glicemia
mais alta do que aqueles submetidos a jejum de 18 e 24 horas, no período de
recuperação anestésica, apesar dos valores de glicemia pré-anestésica terem
sido normais em todos os diferentes tempos de jejum;
- A duração do jejum pré-anestésico não interferiu nas concentrações séricas
de cortisol no momento pré, trans e pós-anestésico;
- O jejum pré-anestésico sólido, independente do tempo de duração, resultou
em valores reduzidos de PaCO
2
e HCO
3
e aumento do pH no sangue arterial,
caracterizando uma discreta alcalose respiratória;
- Todos os animais apresentaram-se em bom estado clínico em 12, 18 e 24
horas de jejum pré-anestésico;
- A anestesia geral inalatória com halotano em cães pré-tratados com
acepromazina e tiopental sódico provocou poucas alterações
cardiocirculatórias e respiratórias não havendo interferência dos diferentes
períodos de jejum pré-anestésico;
- Recomenda-se jejum pré-anestésico mínimo de 18 horas para garantir
ausência completa de conteúdo alimentar sólido no estômago e, portanto,
evitar risco de regurgitação e aspiração de conteúdo sólido sem haver
comprometimento clínico do animal.
81
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4.ed. New Jersey: Prentice Hall, 1999. 875p.
91
9 TRABALHO CIENTÍFICO
“Trabalho a ser enviado para a revista Brazilian Journal of Veterinary
Research and Animal Science”:
Comparação entre diferentes períodos de jejum em cães
submetidos à anestesia geral inalatória: aspectos clínicos, bioquímicos e eletrolíticos.
Simone Machado GUIMARÃES
1
Valéria Nobre Leal de Souza OLIVA
2
Camila Aparecida de Almeida MAIA
3
Luciana Del Rio Pinoti CIARLINI
4
Silvia Helena Venturolli PERRI
5
Alexandre Redson Soares da SILVA
6
Daniela Boaventura de OLIVEIRA
7
Maria Carolina Ribeiro VIVAN
8
1
Curso de Mestrado, Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia (FMVZ), Universidade
Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (UNESP), Botucatu, SP, Brasil.
2,4
Departamento de Clínica, Cirurgia e Reprodução Animal, Faculdade de Odontologia de
Araçatuba, Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (UNESP), Araçatuba, SP,
Brasil.
3
Curso de Mestrado, Faculdade de Medicina de Botucatu, UNESP “Júlio de Mesquita Filho”,
Botucatu, SP, Brasil
5
Departamento de Apoio, Produção e Saúde Animal, Faculdade de Odontologia de Araçatuba,
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (UNESP), Araçatuba, SP, Brasil.
6
Residente, Radiologia Veterinária, Faculdade de Odontologia de Araçatuba, Universidade
Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” (UNESP), Araçatuba, SP, Brasil.
7,8
Iniciação científica, Faculdade de Odontologia de Araçatuba, Universidade Estadual Paulista
“Júlio de Mesquita Filho” (UNESP), Araçatuba, SP, Brasil.
Agradecimentos: FUNDUNESP, CNPq, Premier
Pet
, Fortd Dodge Saúde Animal, COVELI
92
Comparação entre diferentes períodos de jejum em cães submetidos à anestesia geral
inalatória: aspectos clínicos, bioquímicos e eletrolíticos.
Comparison among different fasting periods in dogs submitted to inhalation of general anaesthesia:
clinical, chemistry and electrolyte aspect.
INTRODUÇÃO
Os procedimentos anestésicos, seguidos ou não de ato cirúrgico, devem ser precedidos de jejum sólido e
hídrico, permitindo maior segurança ao ato clínico-cirúrgico. Esta conduta tem a finalidade de reduzir a
ocorrência de êmese ou de refluxo gástrico durante a anestesia diminuindo, conseqüentemente, o risco de asfixia
ou pneumonite por aspiração.
O jejum é preconizado de acordo com a espécie animal e ocorrem variações entre os autores quanto ao
período ideal de jejum sólido e líquido recomedado para cães. Períodos prolongados de jejum podem
desencadear hipoglicemia, estresse, desidratação, acidose metabólica, fome, sede e desconforto ao paciente
7, 9, 11,
sendo indesejável, principalmente em temperaturas altas e após pré-medicações antisialogogas
7
. Em alguns
estudos realizados, a glicemia não apresentou diferenças significativas frente a diferentes períodos de jejum pré-
anestésico preconizados
12, 13
. Em crianças, o jejum prolongado (8 – 12 horas) foi associado a notáveis
diminuições da pressão sangüínea arterial durante anestesia com halotano
5
. Pickrell et al. (1973)
15
comprovaram
que, em cães, quanto maior o período de jejum, menores são os valores de pH, paCO
2
e BE, considerando a
ocorrência de acidose moderada de origem metabólica.
Em relação ao tempo de esvaziamento gástrico, este é variável entre alimentos com alto teor de umidade
(4 a 6 horas) e secos (14 a 16 horas) em cães e gatos, observando-se também variações individuais
2
. As carnes
enlatadas e cereais secos presentes no estômago de cães são digeridos após 10 horas e a água após 52 minutos de
ingestão, com observações de variações individuais
1
. No entanto, Evans (1996)
4
afirma que a presença de
alimento no estômago de cães acima de 10 horas após a refeição depende da consistência do alimento. Dor,
estresse e as condições mentais dos animais (animais inquietos ou ansiosos) podem atrasar o esvaziamento
gástrico aumentando assim, o risco de regurgitação
2, 10
.
Portanto, os principais objetivos deste trabalho foram: correlacionar os tempos de jejum sólido pré-
anestésico com alterações nos níveis de glicemia, cortisol sérico, estado clínico do animal e equilíbrio ácido-
93
base; avaliar as alterações de valores de parâmetros cardiocirculatórios e respiratórios ocorridos após diferentes
períodos de jejum pré-anestésico em cães submetidos à anestesia geral inalatória e, propor um período de jejum
pré-anestésico mais preciso para a espécie canina que traga o mínimo de alterações fisiológicas e que não
interfira na segurança de uma anestesia geral inalatória.
MATERIAL E MÉTODO
Foram utilizados oito animais, hígidos, machos ou fêmeas, sem raça definida, com peso corporal de 13,8 a
24 quilos. Os animais foram distribuídos em três grupos, de acordo com o tempo de jejum sólido: Grupo 1 (12
horas), Grupo 2 (18 horas) e Grupo 3 (24 horas); preconizando-se jejum hídrico de duas horas em todos os
grupos. Foi realizada a avaliação radiográfica da quantidade de material estomacal (sólido e/ou líquido) através
do diâmetro da luz estomacal, realizando-se a classificação através de escores (Tab. 1), acompanhando-se o
esvaziamento do conteúdo gástrico durante o período de jejum estudado. Em seguida, realizou-se exame pré-
anestésico, aferindo-se os seguintes parâmetros: temperatura retal, freqüência cardíaca e respiratória, tempo de
reperfusão capilar, grau de hidratação, pressão arterial não-invasiva (sistólica, média e diastólica). Foram
colhidas amostras sangüíneas para dosagem glicêmica e de cortisol e análise hemogasométrica. O procedimento
anestésico escolhido foi: acepromazina (0,05 mg/kg, via intravenosa) e após 15 minutos, indução anestésica com
tiopental sódico (12 mg/kg, via intravenosa). A manutenção anestésica foi realizada com halotano, com fluxo
diluente de oxigênio de 100% durante 60 minutos.
Os parâmetros anteriormente avaliados foram mensurados 10 minutos decorridos da MPA e a cada 10
minutos durante a manutenção anestésica, incluindo-se o ETCO
2
. Novas amostras sangüíneas para análise
hemogasométrica e dosagem glicêmica e de cortisol foram colhidas durante a manutenção anestésica, a cada 30
minutos e; quando decorridas duas horas do final da vaporização anestésica realizou-se novamente a dosagem
glicêmica e de cortisol.
A dosagem glicêmica plasmática foi realizada a partir de amostras sangüíneas de 3ml de sangue venoso,
colhidas por venopunção, em tubo de vidro contendo o anticoagulante flureto de sódio
e, posteriormente
centrifugadas. Para a determinação de glicose foi usado o método enzimático colorimétrico
e, a leitura realizada
através de um espectrofotômetro. Para a dosagem sérica de cortisol, amostras de sangue venoso foram colhidas
por venopunção e mantidas em repouso para coagulação e posterior centrifugação. Em seguida, as amostras
94
foram acondicionadas em tubos siliconizados e conservados em freezer até o momento da dosagem quantitativa,
esta última realizada através da técnica de radioimunoensaio.
As variáveis que apresentaram distribuição normal foram analisadas por meio da análise de variância,
sendo as médias comparadas através do teste de Tukey e as variáveis que não apresentaram distribuição normal
foram analisadas usando-se o teste de Friedman, seguido do teste de Dunn para comparações múltiplas. O
estabelecimento de escore foi analisado através do teste exato de Fisher. As estatísticas foram consideradas
significativas quando p < 0,05 e efetuadas empregando-se o programa SAS (Statistica Analysis System).
TABELA1. Determinação do escore radiográfico baseado conforme a classificação.
Escore 4 repleção estomacal sólida e/ou líquida com 100 a 80% de conteúdo
Escore 3 repleção estomacal sólida e/ou líquida com 79 a 50% de conteúdo
Escore 2 repleção estomacal sólida e/ou líquida com 49 a 15% de conteúdo
Escore 1 repleção estomacal sólida ausente e líquida abaixo de 15% de conteúdo
Escore 0 repleção estomacal sólida e líquida ausente
RESULTADOS, DISCUSSÃO e CONCLUSÕES
Durante a manutenção anestésica observou-se, nos três grupos, estabilidade da freqüência cardíaca e
presença de hipotensão arterial. Friesen et al. (2002)
5
associaram o jejum prolongado (8 a 12 horas) com notáveis
diminuições da pressão arterial durante anestesia com halotano em crianças, de maneira similar ao ocorrido neste
estudo ainda que com diferentes tempos de jejum (12, 18 e 24 horas).
No momento basal (M0), observou-se nos três grupos a ocorrência de discreta alcalose respiratória
(compensada), justificada pela hiperventilação em decorrência da excitação apresentada pelo animal (ansiedade,
estímulo cortical, medo)
11
.
Os valores médios de pH, PaCO
2
e BE não apresentaram diferenças estatísticas com 12, 18 e 24 horas de
jejum pré-anestésico, diferindo dos achados de Pickrell et al. (1973)
15
que comprovaram que quanto maior o
período de jejum, menores os valores das respectivas variáveis, considerando-se a ocorrência de acidose
metabólica.
95
Phillips et al. (1994)
14
relatam ocorrência de desidratação em pequena intensidade em jejuns de 4 horas,
sendo significativa com períodos maiores, entretanto, neste estudo, todos os animais apresentaram-se hidratados
de acordo com o turgor da pele e características clínicas, nos diferentes tempos de jejum.
Neste estudo, os valores médios de glicemia permaneceram dentro dos valores normais para a espécie
canina em todos momentos de avaliação (Tab.2). Segundo a literatura, há riscos de hipoglicemia em decorrência
do jejum prolongado
8, 9
, diferindo dos achados do presente estudo que indicaram normoglicemia em 12, 18 e 24
horas de jejum pré-anestésico sólido. No momento prévio à MPA (M0), não se observou hiperglicemia em
decorrência do estresse indicando que o ambiente, a manipulação, a colheita por venopunção e a duração do
jejum não interferiram na glicemia.
Os valores significativamente reduzidos da glicemia observados ao longo da manutenção anestésica frente
ao momento basal (M0) nos grupos G1 e G3 indicaram que os fármacos utilizados e a venopunção não
interferiram nas respostas neuroendócrinas ao estresse. Walt e Carter (1986)
17
observaram aumento da glicose
após a indução anestésica em comparação à pré-indução em pacientes pediátricos, sendo justificado pelo estresse
do manuseio do paciente para colheita sangüínea ou pela indução anestésica que pode elevar os níveis
circulantes de catecolaminas.
No período de recuperação, a glicemia elevou-se significativamente em relação aos demais momentos no
grupo G1 e, no grupo G3, apenas em relação ao período anestésico. Tal alteração da glicemia neste período pode
ser em decorrência do despertar anestésico e da manipulação do animal para colheita do material biológico.
Comparando-se os grupos, observou-se que a glicemia do grupo G1 foi significativamente maior que os demais
grupos no momento de recuperação anestésica (MFi), diferindo de Nogueira et al. (2003)
13
que não observaram
diferenças entre os diferentes grupos de jejum alimentar em relação às glicemias pré e pós-anestésica .
Os valores de cortisol sérico mensurados pelo método de radioimunoensaio não diferiram estatisticamente
entre os grupos ou dentro de um mesmo grupo (Tab. 3). Os valores médios apresentaram-se dentro do limite de
referência para as concentrações basais (0,5- 6,0 µg/dl) por este mesmo método, com exceção do grupo G3 no
período de recuperação anestésica.
Notou-se que a duração do jejum não afetou as concentrações séricas de cortisol no momento prévio à
MPA (M0), estando em acordo com os resultados encontrados por Reimers et al. (1986)
16
que concluíram que as
concentrações basais de cortisol não foram afetadas pelo jejum por 36 horas em cães. Pode-se também afirmar
96
que o manuseio do paciente, o despertar pós-anestésico e colheita por venopunção não foram capazes de
produzir uma típica resposta ao estresse com liberação de cortisol.
As concentrações de cortisol não acompanharam os valores glicêmicos, sugerindo possível ação do
sistema nervoso simpático nos valores da glicemia, no período de recuperação anestésica.
O presente estudo demonstrou que 100% dos animais apresentaram conteúdo sólido ausente a partir de 18
horas de jejum pré-anestésico, confirmando os resultados encontrados por Arnbjerg (1992)
2
. O mesmo observou
que o estômago se apresentou completamente vazio após 14 a 16 horas da alimentação seca em cães, a partir do
que recomendou um período de jejum mínimo de 16 a 20 horas para garantir o trato gastrointestinal
completamente vazio. Entre 6 e 9 horas após a alimentação (H6 e H9) havia ainda grande quantidade de material
estomacal segundo a classificação por escores (escore 3 e 4). Porém, alguns autores recomendam jejum sólido a
partir de 6 a 8 horas
3, 6
o que, baseado nos resultados obtidos nesse estudo, contra-indicaria períodos de jejum
sólido pré-anestésicos inferiores a 12 horas.
Baseado neste estudo experimental é possível concluir que: os animais com 12 horas de jejum pré-
anestésico apresentaram glicemia mais alta do que aqueles submetidos a jejum de 18 e 24 horas, no período de
recuperação anestésica, apesar dos valores de glicemia pré-anestésica terem sido normais em todos os diferentes
tempos de jejum; a duração do jejum pré-anestésico não interferiu nas concentrações séricas de cortisol no
momento pré, trans e pós-anestésico; o jejum pré-anestésico sólido, independente do tempo de duração, resultou
em discreta alcalose respiratória; todos os animais apresentaram-se em bom estado clínico nos três grupos; a
anestesia geral inalatória com halotano em cães pré-tratados com acepromazina e tiopental sódico provocou
poucas alterações cardiocirculatórias e respiratórias não havendo interferência dos diferentes períodos de jejum
pré-anestésico.
Recomenda-se, baseado nos resultados observados, o jejum sólido pré-anestésico mínimo de 18 horas
para garantir ausência completa de conteúdo alimentar sólido no estômago e, portanto, evitar risco de
regurgitação e aspiração de conteúdo sólido, sem haver comprometimento clínico do paciente.
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RESUMO
Este estudo correlacionou os tempos de jejum sólido pré-anestésico com alterações nos níveis de glicemia
plasmática, cortisol sérico, estado clínico e equilíbrio ácido-base em cães submetidos a anestesia geral inalatória.
Utilizaram-se oito animais, adultos, sem raça definida, distribuídos de acordo com o período de jejum sólido:
GRUPO 1 (12 horas), GRUPO 2 (18 horas) e GRUPO 3 (24 horas). Foi acompanhado o esvaziamento do
conteúdo gástrico e em seguida, todos animais foram submetidos ao mesmo procedimento anestésico.
Freqüência cardíaca e respiratória, temperatura retal, tempo de reperfusão capilar, grau de hidratação e pressão
arterial não-invasiva foram mensurados previamente à administração de acepromazina, 10 minutos decorridos da
mesma e a cada 10 minutos durante a manutenção anestésica, incluindo-se ETCO
2
; valores hemogasométricos
(pH, PaCO
2
, PaO
2
, HCO
3
, CO
2
total, SatO
2
, déficit de base), glicêmicos e de cortisol sérico foram avaliados
previamente à MPA e a cada trinta minutos durante a manutenção anestésica. No período de recuperação
anestésica, novas dosagens glicêmicas e de cortisol foram realizadas. Constataram-se poucas alterações
cardiocirculatórias e respiratórias durante a anestesia, não havendo interferência dos diferentes tempos de jejum.
Os animais com 12 horas de jejum pré-anestésico apresentaram glicemia mais alta do que os demais grupos, no
período de recuperação anestésica. As concentrações de cortisol não foram afetadas pelo jejum. O jejum pré-
anestésico sólido, independente do tempo de duração, resultou em discreta alcalose respiratória. Todos os
animais apresentaram-se em bom estado clínico nos três grupos. Recomenda-se jejum pré-anestésico sólido de
18 horas para garantir ausência completa de conteúdo alimentar sólido no estômago.
Unitermos: Cortisol, Glicemia, Equilíbrio ácido-base, Jejum, Cão.
99
SUMMARY
This study correlated the solid preoperative fasting periods with plasma glycemia, serum cortisol, condition
clinic and acid-base balance in dogs submitted to inhalation of general anaesthesia. Eight adults, animals were
distributed into three groups in accordance with solid preoperative fasting: group 1 (12 hours), group 2 (18
hours) and group 3 (24 hours). Gastric emptying was observed and following this animals were submitted to the
same anesthetic procedure. Heart and respiratory rate, rectal temperature, capillary refill time, percent hydration
and noninvasive arterial pressure determined before and after Acepromazine and every 10 minutes during
anaesthesia, included ETCO
2
; values blood gas (pH, PaCO
2
, PaO
2
, HCO
3
, TCO
2
, SaO
2
, BE), glycemic and
serum cortisol were analyzed before MPA and each 30 minutes during anaesthesia. In recovery anaesthetic,
glycemia and serum cortisol were repeated. During anaesthesia there were little cardiovascular and respiratory
alteration not having interference of the preoperative fasting periods. Animals with 12 hours of the preoperative
fasting showed a higher rise in glycemia levels than others groups in recovery anaesthetic. Serum cortisol wasn’t
influenced by fasting. Solid preoperative fasting independent of the duration resulted in discreet respiratory
alkalosis. All animals showed good clinical condition in all three groups. Solid preoperative fasting of the 18
hours is recommended to ensure a complete absence of the solid food contents in stomach.
Uniterms: Cortisol, Glycemia, Acid-base balance, Fasting, Dog.
100
TABELA 2. Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) da glicemia plasmática, em mg/dl, em cães segundo os
grupos os grupos G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
Glicemia (
x
± EPM)
Momento
G1 G2 G3
M0
82,25 ± 2,03 bA 82,88 ± 2,95 aA 78,25 ± 2,16 aA
M5
74,63 ± 1,86 cA 77,75 ± 3,82 aA 71,38 ± 2,92 bA
M8
78,50 ± 2,25 bcA 78,88 ± 3,71 aA 70,57 ± 4,20 bA
MFi
92,71 ± 2,06 aA 80,13 ± 2,31 aB 80,13 ± 2,21 aB
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre si pelo
teste de Tukey (P > 0,05).
TABELA 3. Média (
x
) e erro padrão da média (EPM) do cortisol sérico, em µg/dl, em cães segundo os grupos
G1 (12 horas), G2 (18 horas) e G3 (24 horas) em cada momento de avaliação.
Cortisol
G1 G2 G3
Momento
x
± EPM
Md
x
± EPM
Md
x
± EPM
Md
M0
1,12 ± 0,37
0,77 aA
1,85 ± 0,60
1,12 aA
0,97 ± 0,19
1,09 aA
M5
0,76 ± 0,12
0,71 aA
0,53 ± 0,21
0,36 aA
1,33 ± 0,97
0,42 aA
M8
0,64 ± 0,10
0,60 Aa
0,56 ± 0,15
0,36 aA
0,97 ± 0,67
0,23 aA
MFi
0,51 ± 0,13
0,34 Aa
0,48 ± 0,18
0,41 aA
0,29 ± 0,06
0,23 aA
Medianas seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre si (P > 0,05).
101
Normas da publicação da revista
Brazilian Journal of Veterinary Research
and Animal Science.
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Ilustrações (fotografias, gráficos, desenhos ou esquemas)
: devem ser
numeradas consecutivamente com algarismos arábicos e citadas como figuras.
As fotografias deverão ser identificadas com o título do artigo e o nome do
autor principal, além de conter no verso a indicação de seu correto
posicionamento. Gráficos, desenhos ou esquemas deve ser fornecidos em
folha à parte identificada com o título do artigo e o nome do autor principal,
além das respectivas legendas. Todas as ilustrações deverão ser fornecidas
em três vias. Os gráficos devem trazer sempre os valores numéricos que lhes
deram origem. Desenhos e esquemas devem apresentar boa qualidade técnica
e artística (caso tenham sido gerados com o auxílio do computador, sempre
acompanhados dos originais impressos). Aceitar-se-á um número máximo de
nove ilustrações por artigo, distribuídas da seguinte forma: três fotografias, três
gráficos e três desenhos/esquemas. Acima deste limite, as despesas com
reprodução correrão por conta do autor. Ilustrações coloridas,
103
independentemente do número, serão cobradas. No texto devem ser indicadas
pela abreviatura Fig.
5 -
Referências bibliográficas
: devem ser arranjadas em ordem alfabética por
sobrenome do autor e numeradas consecutivamente. Os títulos de periódicos
devem ser mencionados de maneira uniforme, ou seja, todos por extenso. As
referências seguem a normalização da NBR-6023/2000, que deverá ser
consultada para outros tipos de documentos não exemplificados nas Instruções
aos Autores.
6 -
Citações no texto
: devem ser feitas por número sobrescrito. Quando
indispensável para a compreensão do texto, combinar sobrenome do autor com
indicação do número sobrescrito correspondente ao número que aparece nas
Referências Bibliográficas. Neste caso, quando se tratar de dois autores,
ambos devem ser citados. No caso de mais de dois autores, a citação deve ser
acompanhada pelo sobrenome do primeiro autor seguido da expressão et al.,
em letra maiúscula e minúscula, conforme exemplos abaixo:
Triparthy e Hanson
11
Yanaguita et al.
9
104
ANEXOS
VALORES INDIVIDUAIS – GRUPO 1 (G1)
Temperatura retal (ºC)
ANIMAL
GRUPO
M0
M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
38,4
38,3
38 37,8 38,1
38,2
38 38 37,6
2 G1 (12)
38,2
39,1
38,1 37,8 37,8
37,6
37 37 37,4
3 G1 (12)
38,6
38 37,6 37,4 37,4
37,3
36,9 36,4
36,2
4 G1 (12)
38,5
38,3
38,2 38,2 38,1
37,9
38 37,9
-
5 G1 (12)
38,3
38,7
38,6 38,2 38 38 37,2 37,1
37,1
6 G1 (12)
38,4
38,7
38,3 38,1 38 37,7
37,5 37,3
37,1
7 G1 (12)
38,7
38,4
38,3 37,9 38 37,9
37,9 37,6
37,5
8 G1 (12)
38,7
39,1
38,8 38,5 38,4
38,2
38,4 37,8
37,8
Freqüência cardíaca (bpm)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
76 120 128 100 115 96 96 100 96
2 G1 (12)
130
152 100 80 72 80 116 100 84
3 G1 (12)
116
60 102 88 72 84 82 88 82
4 G1 (12)
88 76 60 66 68 76 60 68 76
5 G1 (12)
100
68 108 80 88 92 100 100 88
6 G1 (12)
104
144 128 108 110 114 106 92 84
7 G1 (12)
88 72 99 100 112 96 88 92 101
8 G1 (12)
92 84 120 108 88 80 84 75 72
105
Freqüência respiratória (mpm)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
40 36 20 18 18 22 24 21 25
2 G1 (12)
40 52 15 10 7 10 19 16 18
3 G1 (12)
35 30 16 11 11 12 16 18 17
4 G1 (12)
80 32 4 7 6 9 7 8 16
5 G1 (12)
40 44 18 18 17 18 19 19 18
6 G1 (12)
60 32 19 21 18 19 19 24 17
7 G1 (12)
52 48 11 14 16 12 14 11 16
8 G1 (12)
36 40 36 21 21 20 24 22 21
Tempo de reperfusão capilar (segundos)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
2 2 1 2 1 1 1 1 1
2 G1 (12)
2 2 1 1 1 1 2 2 2
3 G1 (12)
2 1 1 1 1 1 1 1 1
4 G1 (12)
2 1 2 1 2 1 1 1 2
5 G1 (12)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
6 G1 (12)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
7 G1 (12)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
8 G1 (12)
2 1 1 1 1 1 1 1 1
Pressão arterial sistólica não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
125 115 90 73 108 97 81 89 102
2 G1 (12)
127 112 97 81 97 117 104 90 95
3 G1 (12)
120 105 88 65 63 68 72 68 77
4 G1 (12)
136 102 99 75 80 84 80 84 101
5 G1 (12)
135 113 82 85 87 94 92 78 90
6 G1 (12)
130 124 109 105 92 84 77 87 74
7 G1 (12)
130 108 99 82 81 80 83 82 77
8 G1 (12)
131 115 99 81 90 84 77 83 81
106
Pressão arterial média não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
72 75 51 59 74 71 58 60 76
2 G1 (12)
65 70 64 58 60 67 61 54 63
3 G1 (12)
82 50 68 51 46 52 51 50 52
4 G1 (12)
89 71 56 46 48 49 55 50 54
5 G1 (12)
89 58 54 64 61 73 60 43 44
6 G1 (12)
88 82 73 75 59 62 56 62 54
7 G1 (12)
97 76 81 61 62 63 57 58 51
8 G1 (12)
87 81 68 53 59 54 49 55 47
Pressão arterial diastólica não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
42 41 44 37 37 45 36 40 41
2 G1 (12)
39 34 30 26 22 39 34 28 22
3 G1 (12)
26 29 30 21 28 21 20 19 24
4 G1 (12)
32 29 27 26 29 31 29 19 25
5 G1 (12)
31 32 18 17 21 20 19 16 21
6 G1 (12)
33 39 28 24 30 31 22 21 28
7 G1 (12)
38 34 32 27 25 22 22 18 18
8 G1 (12)
42 35 37 33 25 28 28 21 23
ETCO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G1 (12)
27 19 19 26 27 23 23
2 G1 (12)
36 39 43 40 29 30 31
3 G1 (12)
33 34 30 30 25 20 20
4 G1 (12)
30 29 32 29 28 32 26
5 G1 (12)
38 32 30 34 33 33 32
6 G1 (12)
26 25 26 25 24 21 23
7 G1 (12)
34 29 30 33 32 30 32
8 G1 (12)
28 33 35 35 36 35 34
107
pH – sangue arterial
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G1 (12)
7,47 7,41 7,45
2 G1 (12)
7,41 7,27 7,29
3 G1 (12)
7,51 7,38 7,38
4 G1 (12)
7,42 7,33 7,29
5 G1 (12)
7,48 7,34 7,35
6 G1 (12)
7,44 7,38 7,37
7 G1 (12)
7,5 7,33 7,34
8 G1 (12)
7,49 7,39 7,41
PaCO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G1 (12)
14,5 10,4 14,2
2 G1 (12)
14,7 36,4 32,3
3 G1 (12)
15,5 26,8 29,3
4 G1 (12)
21,1 33,9 37,9
5 G1 (12)
25,4 39,7 38,5
6 G1 (12)
22,5 32,2 30,6
7 G1 (12)
18,5 36 31,9
8 G1 (12)
23,1 32,1 33,7
PaO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G1 (12)
135,6 345,6
362,6
2 G1 (12)
103,2 365 342,8
3 G1 (12)
122,9 360 407,5
4 G1 (12)
105,9 231,3 88,8
5 G1 (12)
62,2 321,7 316,5
6 G1 (12)
116,8 268,8 292,5
7 G1 (12)
132,7 328 285,6
8 G1 (12)
122,7 355,2 344,3
108
HCO
3
(mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G1 (12)
10,5 6,6 10
2 G1 (12)
9,4 16,8 15,5
3 G1 (12)
12,3 16 17,3
4 G1 (12)
13,7 17,7 18,2
5 G1 (12)
19,1 21,6 21,4
6 G1 (12)
15,4 19 17,7
7 G1 (12)
14,5 19 17,2
8 G1 (12)
17,8 19,6 21,5
CO
2
T (mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G1 (12)
11 6,9 10,4
2 G1 (12)
9,9 17,9 16,5
3 G1 (12)
12,7 16,8 18,2
4 G1 (12)
14,4 18,7 19,4
5 G1 (12)
19,9 22,8 22,6
6 G1 (12)
16,1 20 18,6
7 G1 (12)
15 20,1 18,1
8 G1 (12)
23,1 20,6 22,6
BE (mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G1 (12)
-9,1 -13,8 -9,9
2 G1 (12)
-11,4 -9,1 -9,7
3 G1 (12)
-6,7 -6,8 -5,9
4 G1 (12)
-7,7 -7 -7,5
5 G1 (12)
-1,7 -3,4 -3,3
6 G1 (12)
-5,7 -4,5 -5,9
7 G1 (12)
-5 -5,8 -7,1
8 G1 (12)
-2,5 -3,6 -1,6
109
Sat O
2
(%)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G1 (12)
98,9 99,8 99,8
2 G1 (12)
98 99,7 99,7
3 G1 (12)
98,8 99,8 99,8
4 G1 (12)
98,1 99,5 95,9
5 G1 (12)
93,8 99,7 99,7
6 G1 (12)
98,5 99,6 99,7
7 G1 (12)
98,9 99,7 99,6
8 G1 (12)
98,7 99,8 99,8
Glicemia (mg/dl)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8 MFi
1 G1 (12)
80 67 72 -
2 G1 (12)
80 85 89 94
3 G1 (12)
79 75 70 92
4 G1 (12)
73 73 76 87
5 G1 (12)
91 70 85 90
6 G1 (12)
82 75 76 90
7 G1 (12)
89 76 80 104
8 G1 (12)
84 76 80 92
Cortisol (µg/dl)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8 Mfi
1 G1 (12)
0,55 0,71 0,48 0,22
2 G1 (12)
1,71 1,1 0,79 0,44
3 G1 (12)
0,21 0,31 - 0,16
4 G1 (12)
3,46 1,32 1,04 0,25
5 G1 (12)
0,48 0,95 0,68 0,95
6 G1 (12)
1,09 0,54 0,52 0,83
7 G1 (12)
0,46 0,42 - 0,19
8 G1 (12)
0,99 0,71 0,33 1,07
110
Valores individuais – GRUPO 2 (18)
Temperatura retal (ºC)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
38,5
38,5
37,9
37,7
37,6
37,6
37,4
37,3
37,3
2 G2 (18)
38,4
38,5
37,7
37,8
37,6
37,5
37,4
37,3
37
3 G2 (18)
38,5
38,5
37,9
37,8
37,6
37,6
37,5
37,4
37,4
4 G2 (18)
38,6
38,3
37,8
37,7
37,5
37,4
37,2
37,3
37,3
5 G2 (18)
38,3
38,2
37,8
37,5
37,3
37,2
37,2
37 37,2
6 G2 (18)
38,4
38,5
38 37,9
37,4
37,5
37,3
37,3
37
7 G2 (18)
38,8
39,1
38,2
38,2
38,2
38,1
37,9
37,8
37,6
8 G2 (18)
39,6
39,6
38,6
38,4
38,3
38,3
38 37,8
37,6
Freqüência cardíaca (bpm)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
112 90 110 88 92 84 80 82 104
2 G2 (18)
96 88 120 92 75 82 74 72 92
3 G2 (18)
96 74 122 92 84 84 84 84 84
4 G2 (18)
96 68 120 72 56 92 88 73 74
5 G2 (18)
92 64 128 100 104 96 96 92 100
6 G2 (18)
132 96 104 120 104 116
96 100 120
7 G2 (18)
102 104 102 104 112 108
112
108 104
8 G2 (18)
104 81 132 100 84 84 72 72 76
111
Freqüência respiratória (mpm)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
100 60 16 12 13 11 13 12 14
2 G2 (18)
80 52 5 9 8 8 7 6 9
3 G2 (18)
44 24 15 12 16 16 15 18 18
4 G2 (18)
22 25 9 9 9 8 10 13 9
5 G2 (18)
56 36 11 11 13 15 15 17 16
6 G2 (18)
32 24 16 14 18 13 16 18 21
7 G2 (18)
28 64 11 11 11 17 18 18 21
8 G2 (18)
64 88 29 22 21 23 25 28 29
Tempo de reperfusão capilar (segundos)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
2 G2 (18)
2 1 1 1 1 1 1 1 1
3 G2 (18)
2 1 1 1 1 1 1 1 1
4 G2 (18)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
5 G2 (18)
2 2 2 1 1 1 1 1 1
6 G2 (18)
2 1 1 1 1 1 1 1 1
7 G2 (18)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
8 G2 (18)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
Pressão arterial sistólica não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
138 110 84 85 90 96 98 106 93
2 G2 (18)
110 108 97 118 96 114 87 80 109
3 G2 (18)
110 99 97 86 83 79 63 74 82
4 G2 (18)
153 107 102 72 71 125 102 85 82
5 G2 (18)
116 97 90 92 83 89 81 82 81
6 G2 (18)
112 107 99 86 96 85 81 80 82
7 G2 (18)
139 111 95 83 84 87 86 86 88
8 G2 (18)
146 138 104 88 88 81 89 79 81
112
Pressão arterial média não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
91 71 59 65 62 66 69 73 68
2 G2 (18)
75 71 68 71 63 80 48 54 47
3 G2 (18)
62 69 65 56 57 58 48 48 46
4 G2 (18)
95 70 61 50 48 93 59 50 63
5 G2 (18)
66 51 46 52 57 69 49 54 61
6 G2 (18)
77 60 74 60 62 63 56 57 56
7 G2 (18)
81 55 66 60 61 55 54 58 57
8 G2 (18)
97 77 74 57 58 56 56 58 55
Pressão arterial diastólica não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
34 24 32 30 29 35 36 40 36
2 G2 (18)
30 28 26 38 20 30 23 19 23
3 G2 (18)
36 27 32 26 25 24 23 19 26
4 G2 (18)
69 21 35 19 22 44 30 25 36
5 G2 (18)
22 19 19 20 19 24 20 14 16
6 G2 (18)
42 30 45 28 32 33 26 37 29
7 G2 (18)
42 32 26 18 18 20 20 21 23
8 G2 (18)
65 37 25 26 24 28 23 29 27
ETCO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G2 (18)
25 25 24 23 21 20 20
2 G2 (18)
40 37 35 35 38 38 37
3 G2 (18)
32 32 32 31 33 28 29
4 G2 (18)
41 30 41 48 32 28 37
5 G2 (18)
46 47 44 43 44 44 -
6 G2 (18)
37 33 32 34 35 35 34
7 G2 (18)
46 36 36 40 40 40 40
8 G2 (18)
35 31 32 32 32 31 32
113
pH – sangue arterial
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G2 (18)
7,46 7,38 7,42
2 G2 (18)
7,42 7,29 7,3
3 G2 (18)
7,45 7,34 7,38
4 G2 (18)
7,49 7,41 7,49
5 G2 (18)
7,51 7,39 7,44
6 G2 (18)
7,47 7,38 7,38
7 G2 (18)
- 7,35 7,39
8 G2 (18)
7,5 7,4 7,42
PaCO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G2 (18)
13,7 21,3 21,9
2 G2 (18)
20,6 40,9 40,4
3 G2 (18)
20,2 32,3 30,7
4 G2 (18)
27,4 36,1 28
5 G2 (18)
19,1 40,1 30,6
6 G2 (18)
20,7 33,2 31,1
7 G2 (18)
- 43,6 36,7
8 G2 (18)
24,9 33,3 31,6
PaO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G2 (18)
125,1 310 233,9
2 G2 (18)
54,7 295,6 310,8
3 G2 (18)
146,3 359,8 347,3
4 G2 (18)
107,3 330,9 163,4
5 G2 (18)
121 256,2 276,8
6 G2 (18)
103,9 272,9 294,7
7 G2 (18)
- 213 280,3
8 G2 (18)
52,8 231,5 327,8
114
HCO
3
(mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G2 (18)
9,8 12,6 14,1
2 G2 (18)
13,2 19,5 19,7
3 G2 (18)
14 17,3 18
4 G2 (18)
21 22,7 21,3
5 G2 (18)
15,2 24,5 20
6 G2 (18)
15 19,5 18,3
7 G2 (18)
- 24 22
8 G2 (18)
19,3 20,8 20,5
CO
2
T (mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G2 (18)
10,2 13,3 14,8
2 G2 (18)
13,9 20,7 21
3 G2 (18)
14,6 18,3 19
4 G2 (18)
21,9 23,8 22,1
5 G2 (18)
15,8 25,8 20,9
6 G2 (18)
15,6 20,5 19,3
7 G2 (18)
- 25,3 23,2
8 G2 (18)
20,1 21,8 21,5
BE (mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G2 (18)
-9,9 -9,6 -7,5
2 G2 (18)
-8,2 -6,6 -6,1
3 G2 (18)
-6,9 -7,1 -5,4
4 G2 (18)
0 -0,9 0
5 G2 (18)
-4,2 0,2 -2,6
6 G2 (18)
-5,5 -4,3 -5,1
7 G2 (18)
- -1,4 -2
8 G2 (18)
-1,2 -2,5 -2,3
115
SatO
2
(%)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G2 (18)
98,7 99,7 99,6
2 G2 (18)
89,8 99,6 99,7
3 G2 (18)
99 99,8 99,8
4 G2 (18)
98,3 99,7 99,2
5 G2 (18)
98,8 99,6 99,7
6 G2 (18)
98,2 99,6 99,7
7 G2 (18)
- 99,4 99,6
8 G2 (18)
90,6 99,5 99,8
Glicemia (mg/dl)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8 M Fi
1 G2 (18)
75 58 61 74
2 G2 (18)
88 88 86 79
3 G2 (18)
83 70 67 72
4 G2 (18)
78 79 83 86
5 G2 (18)
90 93 90 85
6 G2 (18)
94 79 82 90
7 G2 (18)
69 74 74 74
8 G2 (18)
86 81 88 81
Cortisol (µg/dl)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8 Mfi
1 G2 (18)
2,78 0,46 0,41 1,12
2 G2 (18)
4,65 - 0,26 -
3 G2 (18)
0,77 0,16 0,21 -
4 G2 (18)
0,16 0,22 1,37 0,2
5 G2 (18)
0,37 0,23 0,19 0,14
6 G2 (18)
1,46 0,42 0,82 0,41
7 G2 (18)
3,82 1,77 0,93 -
8 G2 (18)
0,77 0,36 0,31 0,53
116
Valores individuais – GRUPO 3 (24)
Temperatura retal (ºC)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
38,7
38,6
38,2
38,1
37,9
38 37,9
37,6
37,5
2 G3 (24)
38,5
38,4
38,3
38,2
37,9
37,7
37,3
37 36,8
3 G3 (24)
38,3
38,3
37,6
37,6
37,2
37,1
37 36,8
36,6
4 G3 (24)
38,2
38,5
38,5
38,4
38,4
38,4
37,8
38 37,7
5 G3 (24)
38,6
38,7
38,6
38,3
38,4
38,2
38 37,9
37,8
6 G3 (24)
38,4
38,8
38,6
38,1
37,9
37,8
37,4
37,3
37
7 G3 (24)
38,1
38,6
37,9
37,7
37,5
37,6
37,6
37,5
37,6
8 G3 (24)
39 38,7
38,3
38 37,9
37,8
37,7
37,6
37,3
Freqüência cardíaca (bpm)
ANIMAL
GRUPO M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
90 110 120 116
100
120
105 112
120
2 G3 (24)
96 82 92 72 76 75 78 72 76
3 G3 (24)
108 86 104 96 98 92 84 82 92
4 G3 (24)
91 96 136 92 52 60 79 68 68
5 G3 (24)
80 85 99 100
102
96 84 96 81
6 G3 (24)
100 108 148 116
104
128
102 88 104
7 G3 (24)
96 98 106 96 92 101
87 88 100
8 G3 (24)
106 72 116 84 82 72 64 68 68
117
Freqüência respiratória (mpm)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
48 50 22 20 22 26 27 40 42
2 G3 (24)
48 20 14 13 14 13 13 13 13
3 G3 (24)
36 20 12 14 16 12 14 15 10
4 G3 (24)
28 160 6 8 8 7 5 8 11
5 G3 (24)
56 136 13 13 14 15 15 16 16
6 G3 (24)
24 24 22 20 18 18 17 18 18
7 G3 (24)
36 60 18 13 16 14 16 17 16
8 G3 (24)
32 20 20 12 14 19 19 23 24
Tempo de reperfusão capilar (segundos)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
2 2 1 1 2 1 1 1 1
2 G3 (24)
2 1 1 2 1 1 1 1 1
3 G3 (24)
2 1 1 1 1 1 1 1 1
4 G3 (24)
2 2 2 1 1 1 1 1 1
5 G3 (24)
2 2 2 2 1 1 2 1 1
6 G3 (24)
2 2 1 1 1 1 1 1 1
7 G3 (24)
2 1 1 1 1 1 1 1 1
8 G3 (24)
2 2 2 1 1 1 1 1 1
Pressão arterial sistólica não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
112 127 77 77 88 78 70 73 78
2 G3 (24)
170 113 98 93 72 78 92 89 78
3 G3 (24)
117 89 80 71 73 74 71 88 91
4 G3 (24)
132 104 108 61 79 95 74 87 89
5 G3 (24)
109 95 94 91 88 96 76 88 99
6 G3 (24)
138 122 116 102 86 83 86 86 89
7 G3 (24)
114 109 106 104 103 79 81 79 77
8 G3 (24)
120 107 109 89 83 78 76 71 76
118
Pressão arterial média não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
72 85 57 46 55 53 47 45 56
2 G3 (24)
88 82 63 61 49 46 65 55 53
3 G3 (24)
91 52 52 51 60 43 53 54 68
4 G3 (24)
97 61 73 44 64 67 45 52 59
5 G3 (24)
63 49 58 57 56 65 57 64 70
6 G3 (24)
92 69 86 78,3 66 59 62 63 64
7 G3 (24)
87 62 78 80,3 70 58 60 53 54
8 G3 (24)
77 70 76 58 52 56 51 51 52
Pressão arterial diastólica não-invasiva (mmHg)
ANIMAL
GRUPO M0 M1 M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
59 35 30 25 23 31 26 21 22
2 G3 (24)
47 34 25 28 27 17 25 26 16
3 G3 (24)
46 28 26 23 22 18 21 27 30
4 G3 (24)
49 40 39 33 19 53 21 34 26
5 G3 (24)
38 20 19 21 22 23 23 26 28
6 G3 (24)
42 42 46 30 25 22 33 33 32
7 G3 (24)
51 33 34 27 37 27 24 21 20
8 G3 (24)
52 29 38 28 27 21 29 28 29
ETCO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO M2 M3 M4 M5 M6 M7 M8
1 G3 (24)
35 36 32 31 35 32 32
2 G3 (24)
28 32 30 29 29 28 28
3 G3 (24)
31 33 27 27 26 30 26
4 G3 (24)
36 35 27 30 27 28 28
5 G3 (24)
41 39 36 35 37 38 38
6 G3 (24)
34 31 31 31 31 32 33
7 G3 (24)
31 30 31 35 39 38 40
8 G3 (24)
37 37 37 37 37 37 36
119
pH – sangue arterial
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G3 (24)
7,47 7,33 7,29
2 G3 (24)
7,48 7,37 7,39
3 G3 (24)
7,43 7,41 7,41
4 G3 (24)
7,48 7,32 7,38
5 G3 (24)
7,47 7,33 7,32
6 G3 (24)
7,41 - -
7 G3 (24)
7,48 7,33 7,36
8 G3 (24)
7,5 7,42 7,4
PaCO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G3 (24)
16,8 26,4 36,5
2 G3 (24)
17,7 27,4 26,1
3 G3 (24)
21,6 29,7 30,6
4 G3 (24)
17,7 32,8 29,4
5 G3 (24)
15,3 32,4 35,6
6 G3 (24)
21,7 - -
7 G3 (24)
18,3 38,5 37,2
8 G3 (24)
29,7 36,3 36,1
PaO
2
(mmHg)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G3 (24)
124,5 280,3 96,6
2 G3 (24)
132,8 282,6 289,7
3 G3 (24)
57,5 319,1 303,1
4 G3 (24)
125,1 242,4 87,5
5 G3 (24)
112,8 226,5 261,8
6 G3 (24)
69,3 - -
7 G3 (24)
127,5 295,5 303,7
8 G3 (24)
112,5 361,8 312,1
120
HCO
3
(mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G3 (24)
12,2 13,8 17,5
2 G3 (24)
13,1 15,9 15,9
3 G3 (24)
14,5 18,9 19,6
4 G3 (24)
13,2 16,9 17,5
5 G3 (24)
11,1 16,9 18,5
6 G3 (24)
13,6 - -
7 G3 (24)
13,6 20,5 21,1
8 G3 (24)
23,1 23,3 22,1
CO
2
T (mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G3 (24)
12,7 14,6 18,6
2 G3 (24)
13,7 16,8 16,8
3 G3 (24)
15,1 19,9 20,5
4 G3 (24)
13,7 18 18,4
5 G3 (24)
11,6 17,9 19,6
6 G3 (24)
14,3 - -
7 G3 (24)
14,2 21,7 22,3
8 G3 (24)
24 24,4 23,2
BE (mmol/l)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G3 (24)
-7,7 -10,1 -8,2
2 G3 (24)
-6,7 -7,2 -6,6
3 G3 (24)
-6,8 -3,7 -3,2
4 G3 (24)
-6,6 -7,7 -5,6
5 G3 (24)
-8,5 -7,6 -6,4
6 G3 (24)
-8,2 - -
7 G3 (24)
-6,2 -4,5 -3,3
8 G3 (24)
1,8 -0,1 -1,6
121
Sat O
2
(%)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8
1 G3 (24)
98,7 99,6 96,7
2 G3 (24)
98,9 99,7 99,7
3 G3 (24)
91,4 99,7 99,7
4 G3 (24)
98,8 99,5 96,7
5 G3 (24)
98,5 99,4 99,6
6 G3 (24)
94,4 - -
7 G3 (24)
98,8 99,6 99,7
8 G3 (24)
98,5 99,8 99,7
Glicemia (mg/dl)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8 M Fi
1 G3 (24)
72 57 52 70
2 G3 (24)
78 66 64 85
3 G3 (24)
76 74 75 80
4 G3 (24)
72 70 74 74
5 G3 (24)
73 68 66 76
6 G3 (24)
84 85 87 84
7 G3 (24)
83 76 76 88
8 G3 (24)
88 75 - 84
Cortisol (µg/dl)
ANIMAL
GRUPO
M0 M5 M8 MFi
1 G3 (24)
1,16 0,21 0,14 -
2 G3 (24)
1,86 0,19 - 0,23
3 G3 (24)
0,14 0,15 0,16 -
4 G3 (24)
0,66 8,08 4,99 0,4
5 G3 (24)
1,15 0,39 0,3 -
6 G3 (24)
1,28 0,45 0,18 -
7 G3 (24)
0,44 0,63 0,8 -
8 G3 (24)
1,03 0,53 0,23 0,23
122
Valores individuais – Avaliação da repleção gástrica
Diâmetro da luz estomacal (cm) –GRUPO G1 (12 horas)
Animal
H3 H6 H9 H12
1 8 6,2 3
2 6 6 5,5 4
3 8,5 6 4 2,5
4 8,5 7 7 6
5 9,8 8 6 4
6 8 6 4 2,5
7 10,2 7,5 6 3
8 10,5 9,5 7 5,9
Diâmetro da luz estomacal (cm) – GRUPO G2 (18 horas)
Animal H12 H15 H18
1 3 2 3
2 3 4,5 1,5
3 2,5 2 1
4 3 5 3
5 4 1 2
6 1 3 1,5
7 1 1 0
8 4,5 3,5 0
Diâmetro da luz estomacal (cm) – GRUPO G3 (24 horas)
Animal
H12 H16 H20 H24
1 4 2,5 1,5 0,5
2 3,8 2,5 1,5 0,5
3 3,5 2 1 0,5
4 4 2,8 3 3
5 3,5 2 1 2
6 1,8 1 1 2
7 2 0 2 2
8 5,5 4,5 4,5 3
123
Escore – GRUPO G1 (12 horas)
Animal
H3 H6 H9 H12
1 4 4 - 2
2 4 4 3 2
3 4 4 3 2
4 4 4 3 3
5 4 4 3 2
6 4 4 2 2
7 4 4 3 2
8 4 4 3 2
Escore – GRUPO G2 (18 horas)
Animal H12 H15 H18
1 2 2 1
2 2 1 1
3 2 2 1
4 2 2 1
5 2 1 1
6 2 1 1
7 1 1 1
8 2 1 1
Escore – GRUPO G3 (24 horas)
Animal
H12 H16 H20 H24
1 2 1 1 1
2 2 1 1 1
3 2 2 1 1
4 2 2 1 1
5 2 1 1 1
6 2 1 1 1
7 1 1 1 1
8 2 2 1 1
124
Hemograma
Animal 1 2 3 4 5 6 7
Eritrócito (x10
6
/µl) 5,08
7,16
5,77
6,67
6,48
6,45
5,8
Hb (g/dl) 11,7
15,6
14,2
16,7
15,9
13,6
13,1
H.C.M(%) 33,42
34,66
34,63
34,79
35,33
34,87
33,58
V.C.M. (fl) 68,89
62,84
71,05
71,96
69,44
60,46
67,24
Plaquetas(p/cp/1000x)
8 10 8 10 8 15 8
PPT(g/dl) 9,2 6,9 8 8,6 7,4 8,7 7,8
Fibrinogênio(g/dl) 0,2 0,5 0,2 0,2 0,8 0,2 0,1
Indice ictérico(U) 2 2 2 2 2 2 2
Leucograma
Animal 1 2 3 4 5 6 7
Leucócitos (x10/µl)
14,9
10,1
10,1
10 21,3
16,1
8,7
Mielócitos (µl) 0 0 0 0 0 0 0
Metamielócitos (µl)
0 0 0 0 0 0 0
Bastonetes (µl) 0 0 101 100 0 0 0
Segmentados (µl)
9685
5959
6060
6200
9372
8694
5568
Linfócitos (µl) 4321
2525
2525
2300
4047
4025
1479
Monócitos (µl) 298 101 707 1000
852 483 1131
Eosinófilos (µl) 596 1515
707 400 7029
2898
522
Basófilos (µl) 0 0 0 0 0 0 0
Hemogasometria
Animal
1 2 3 4 5 6 7 8
pH 7,54 7,54 7,49 7,48 7,51 7,49 7,72 7,6
PaCO
2
(mmHg)
22,8 24,3 26,6 15,6 20,6 25,4 25,3 25,1
PaO
2
(mmHg)
117,4
122,5
119,4
135,4
127 119,2
106,8
104,8
HCO
3
(mmol/l)
19,5 21 20,2 11,5 16,3 19,3 32,7 24
CO
2
T (mmol/l)
20,2 21,7 21 12 17 20,1 33,5 24,8
BE (mmol)
0,1 1,3 -0,7 -8,1 -8,4 -1,5 15,3 5
SatO
2
(%) 98,7 98,8 98,6 98,9 98,9 98,6 98,9 98,5
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