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UNIVERSIDADE ESTADUAL DO OESTE DO PARANÁ - UNIOESTE
CENTRO DE CIÊNCIAS EXATAS E TECNOLÓGICAS
PROGRAMA DE PÓS GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA AGRÍCOLA
CARACTERIZAÇÃO FÍSICO-QUÍMICA, MICROBIOLÓGICA E SENSORIAL
DE BROTOS DE LENTILHA DA VARIEDADE PRECOZ
NEORALDO THADEU PACHECO LOURES
CASCAVEL – PR
2007
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NEORALDO THADEU PACHECO LOURES
CARACTERIZAÇÃO FÍSICO-QUÍMICA, MICROBIOLÓGICA E SENSORIAL
DE BROTOS DE LENTILHA DA VARIEDADE PRECOZ
Dissertação apresentada como requisito
parcial à obtenção do grau de Mestre do
Curso de Mestrado em Engenharia
Agrícola, Centro de Ciências Exatas e
Tecnológicas da Universidade Estadual do
Oeste do Paraná.
Orientadora: Profª Drª Lúcia Helena
Pereira Nóbrega
Co-orientadora: Profª Drª Silvia Renata
Machado Coelho
CASCAVEL – PR
2007
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ii
"O valor das coisas não está no tempo em
que elas duram, mas na intensidade com que
acontecem. Por isso existem momentos
inesquecíveis, coisas inexplicáveis e pessoas
incomparáveis".
(Fernando Pessoa)
iii
AGRADECIMENTOS
Aos meus pais, que me proporcionaram a vida, me ensinaram a lutar sempre com
honestidade, perseverança e respeito;
À minha esposa Edna e meus filhos Bárbara e Mozart que estiveram todos os
momentos a meu lado, entendendo meu esforço, aceitando minha ausência e
compreendendo a importância do meu trabalho;
Ao meu irmão e amigo, Nereu, parceiro de todas as horas e companheiro de trabalho
e de lutas;
Aos meus colegas professores da UTFPR, Marco Aurélio, Aprígio, Flávio, Baú e
Saraspaty, pelo incentivo, cooperação e por me auxiliarem direta ou indiretamente na
realização deste projeto;
Ao amigo Vitor Hugo, responsável pela obtenção das sementes utilizadas para a
realização das práticas deste trabalho;
À Universidade Tecnológica Federal do Paraná - UTFPR - pela disponibilidade da sua
estrutura física para realização de parte das análises realizadas;
À Universidade Estadual do Oeste do Paraná – UNIOESTE -, pela oportunidade
oferecida para obtenção deste título, principalmente por seu corpo docente;
À Professora Lúcia, pela dedicação, orientação, amizade, paciência e principalmente
conhecimento, durante todo o tempo da realização deste trabalho;
À professora Sílvia, pelo auxílio direto e fundamental na etapa final da realização deste
projeto;
A todos aqueles que, de alguma forma, tiveram participação direta ou indireta na
elaboração deste trabalho e
A DEUS, que me permitiu saúde, coragem, paciência e esforço, em todos os
momentos.
iv
SUMÁRIO
LISTAS DE FIGURAS..............................................................................................
vi
LISTAS DE TABELAS.............................................................................................
vii
RESUMO...................................................................................................................
viii
ABSTRACT...............................................................................................................
ix
1 INTRODUÇÃO..........................................................................................
01
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA....................................................................
03
2.1 Lentilha.....................................................................................................
03
2.2 Brotos alimentícios...................................................................................
07
2.2.1 Propriedades fisiológicas dos brotos........................................................
07
2.2.2 Estresse fisiológico na produção de brotos...............................................
08
2.3 Germinação de sementes......................................................................... 09
2.3.1 Efeito da umidade na germinação............................................................
11
2.3.2 Efeito da temperatura sobre a germinação...............................................
14
2.4 Vigor das sementes..................................................................................
15
2.5 Análises microbiológicas para frutos, brotos e alimentos minimamente
processados...............................................................................................
17
2.6 Análise sensorial......................................................................................
19
2.6.1 Testes afetivos.........................................................................................
20
3 MATERIAL E MÉTODOS.........................................................................
22
3.1 Caracterização da amostra.......................................................................
22
3.2 Determinação da qualidade das sementes..............................................
22
3.2.1 Peso de cem sementes............................................................................. 22
3.2.2 Determinação do teor de água.................................................................
23
3.2.3 Teste de germinação................................................................................ 23
3.3 Etapas de produção de brotos de lentilha................................................
24
3.3.1 Lavagem das sementes............................................................................ 24
3.3.2 Embebição das sementes........................................................................
24
3.3.3 Irrigação das sementes............................................................................
25
3.3.4 Controle de temperatura...........................................................................
25
3.3.5 Controle da luz..........................................................................................
26
3.3.6 Estresse fisiológico...................................................................................
26
3.3.7 Colheita dos brotos de lentilha................................................................... 27
3.3.8 Retirada do tegumento..............................................................................
27
3.3.9 Embalagem e armazenamento dos brotos...............................................
28
v
3.4 Análises microbiológicas............................................................................ 28
3.4.1 Preparação da amostra............................................................................. 28
3.4.2 Coliformes totais, coliformes fecais e Escherichia coli (NMP)...................
29
3.4.2.1 Contagem de coliformes totais.................................................................. 29
3.4.2.2 Contagem de coliformes fecais.................................................................. 30
3.4.2.3 Contagem de Escherichia coli ..................................................................
30
3.4.2.4 Identificação de bactérias gram-negativas pelo sistema Bac-Tray...........
30
3.4.2.4.1
Teste de oxidase........................................................................................ 30
3.4.3 Determinação de Salmonella.sp................................................................
32
3.4.3.1 Pré-enriquecimento....................................................................................
32
3.4.3.2 Enriquecimento seletivo.............................................................................
32
3.4.3.3 Plaqueamento diferencial.......................................................................... 33
3.4.3.4 Testes para confirmação de Salmonela....................................................
33
3.5 Análises físico-químicas............................................................................ 34
3.5.1 Acidez água-solúvel...................................................................................
35
3.5.2 Determinação do teor de cinzas (resíduo de mineral fixo)........................
35
3.5.3 Determinação do pH..................................................................................
36
3.6 Determinação de Nitrogênio total e Protídios............................................
36
3.7 Determinação de Carboidratos e Fibra bruta.............................................
37
3.8 Análise sensorial........................................................................................
38
4 RESULTADO E DISCUSSÃO...................................................................
40
4.1 Teste de germinação, peso de cem sementes e teor de água..................
40
4.2 Germinação de sementes para produção de brotos alimentícios.............
41
4.3 Análises microbiológicas……………………………………………..............
44
4.4
Análise físico-químicas……………………………………….........…..
45
4.5
Análise bioquímica………………………………………............……..
45
4.5 Análise sensorial…………………………………………………...........….....
48
5 CONCLUSÕES..........................................................................................
50
6 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.........................................................
51
vi
FIGURAS
FIGURA 1
Estruturas da lentilha (Lens esculenta
). Folhas, caule, flor,
vagens, sementes, raízes e cotilédones. Fonte Wikipedia
(2007).
.................................................................................................
03
FIGURA 2 Variedades de lentilhas: (A) lentilha rosa, (B) lentilha Puy, (C)
lentilha dahl amarela, (D) lentilha continental. Fonte Embrapa –
hortaliças..............................................................................................
04
FIGURA 3 Caixa térmica de espuma de poliuretano, com dreno lateral,
utilizada para a produção dos brotos de lentilha ................................
25
FIGURA 4 Sementes de lentilha após 48 horas de embebição; início da
germinação em sacos plásticos com água, utilizados para promover
estresse fisiológico (pesos) .................................................................
27
FIGURA 5 Brotos de lentilha no terceiro dia de germinação, em sacos plásticos
com água, utilizados como peso para promoção de estresse
fisiológico ............................................................................................
42
FIGURA 6 Brotos de lentilha no quarto dia de germinação.................................. 43
FIGURA 7 Porções de brotos retirados da caixa térmica de germinação no
quinto dia, mostrando o desenvolvimento dos brotos de lentilha........
43
FIGURA 8 A – Broto coletado no sexto dia de germinação, com hipocótilo (1),
radícula (2) e folíolos (3). B – Porção de brotos prontos para
embalagem e acondicionamento.........................................................
43
vii
TABELAS
TABELA 1 Composição química de brotos de ervilha, brotos de lentilha,
brotos de feijão, brotos de alfafa, leite integral com 3,3% de
gordura e porção de batatas assadas...............................................
06
TABELA 2 Leitura para identificação bacteriana. BAC-TRAY I, BAC-TRAY I e
II e BAC-TRAY III…………………………………………………………
31
TABELA 3 Ficha de escala hedônica para avaliar o grau de satisfação. O
provador pode comentar sua avaliação se achar necessário...........
39
TABELA 4 Qualidade inicial das sementes de lentilhas avaliadas pelo teste de
germinação, peso de
cem
sementes e teor de água........................
40
TABELA 5 Representação dos valores medidos durante os dias de
desenvolvimento dos brotos para o hipocótilo, a radícula e os
folíolos................................................................................................
42
TABELA 6 Resultados das análises microbiológicas de brotos de lentilha, com
NMP/g para coliformes totais e fecais, UFC/g para Escherichia coli
e pesquisa de Salmonella sp/25g......................................................
44
TABELA 7 Representação dos valores em porcentagem das análises físico-
químicas para acidez, teor de cinzas e o pH de brotos de
lentilha................................................................................................
45
TABELA 8 Relação dos valores obtidos em gramas, da composição
bioquímica para carboidratos, fibra bruta e proteínas em
cem
gramas de brotos de lentilha..............................................................
46
TABELA 9 Média do grau de satisfação global e índice de satisfação dos
provadores em relação aos brotos de lentilha, brotos de feijão e
brotos de alfafa..................................................................................
48
TABELA 10
Porcentagens de aceitação, de indiferença e de rejeição dos
provadores em relação aos brotos de lentilha, brotos de feijão e
brotos de alfafa..................................................................................
49
viii
RESUMO
O objetivo desta pesquisa foi avaliar a variedade precoce de lentilha,
desenvolvida e cultivada na Argentina, chamada PRECOZ, para ser utilizada
na produção de broto alimentício. A porcentagem de germinação avaliada foi
de 86% e as sementes foram então submetidas à produção de brotos em uma
caixa térmica de poliuretano com dreno lateral para escoamento da água, sob
ausência de luz e temperatura controlada. A germinação iniciou-se a partir do
segundo dia após a embebição, e o desenvolvimento dos brotos ocorreu até o
sexto dia. Após 48 horas de embebição, foram usados pesos sobre os brotos
para criar estresse fisiológico, aumentar a síntese de etileno e melhorar a
qualidade dos brotos produzidos. Os brotos obtidos foram submetidos a provas
microbiológicas, cujos valores foram maiores que 1,1 x 10
4
NMP/g para
coliformes fecais, provavelmente devido ao fato de apresentarem acidez de
2,64% e pH pouco ácido, com valores de 5,48. Não houve crescimento de
Salmonella, no entanto, para Escherichia coli, os níveis foram inferiores a 10
UFC/g. Em 100 gramas de brotos foram encontrados, 54,34 g de carboidratos,
6,24 g de fibra bruta e 25,56 g de proteínas. Após o desenvolvimento dos
brotos, foram realizados testes sensoriais, em comparação com brotos de
alfafa e feijão, com provadores não treinados. A aceitabilidade da lentilha ficou
em 73,3 % com apenas 13,3 % de rejeição e 13,3 % de indiferença; houve
valores inferiores aos alcançados para brotos de feijão com 96,7 % de
aceitação e 3,3% de rejeição, enquanto para brotos de alfafa, os resultados
foram 83,3 % de aceitação e 10,00 % de rejeição. Considerando a baixa
rejeição e também indiferença apresentada na avaliação sensorial, é possível
sugerir que a variedade de lentilha, em estudo, pode ser utilizada para a
produção de brotos alimentícios, como complemento nutricional na dieta
alimentar.
Palavras-chave: sementes germinadas, análise sensorial, alimentos, broto
alimentício.
ix
ABSTRACT
VARIETY OF LENTIL ACCEPTABILITY TO BE USED AS A NUTRITIVE
SPROUT
This trial aimed at evaluating the precocious variety of lentil, developed and
grown in Argentina, named as PRECOZ, in order to be used on nutritive sprout
production. Since the germination percentage was 86%, the seeds were
submitted to sprouts production into a thermal polyurethane box with a lateral
drain so that water could flow off. The applied process was carried out in
darkness and at room controlled temperature. The seedling began in the
second day after the imbibing practice, then, sprouts development came on the
sixth day. After 48 hours being imbibed, weights were put on sprouts to induce
them to a physiological stress, as well as to increase ethylene synthesis and
improve the quality of produced sprouts. The obtained sprouts were submitted
to microbiological tests, whose answers were superior to 1.1 x 10
4
NMP/g in
relation to fecal coliforms, probably, due to their acidity (2.64%) and low acid pH
(5.48). There was no growth of Salmonella and Escherichia coli once the levels
were inferior to 10 UFC/g. The analyses showed that, in 100 grams of sprouts,
there were 54.34g of carbohydrate; 6.24g of crude fiber and 25.56g of protein.
After the sprouts development, sensorial tests were carried out, to compare
these ones with sprouts of alfalfa and beans, so non trained taster people were
selected. The lentil acceptability answer was 73.3%, with only 13.3% of
rejection and 13.3% of indifference; but these answers were inferior to the ones
for beans sprouts with 96.7% of acceptance and 3.3% of rejection, as well as
for alfalfa sprouts, whose answers were 83.3% of acceptability, and 10.00% of
rejection. Taking into account the low rejection as well as the indifference
registered at sensorial evaluation, it is possible to suggest that the studied
variety of lentil can be used on sprouts production as a nutritional nourishing
complement.
Keywords: seedling, sensorial analysis, nourishing complements.
1
1 INTRODUÇÃO
Denomina-se alimento germinado qualquer semente cujo metabolismo,
enquanto conjunto de transformações biológicas de um organismo vivo, é
estimulado pelo contato com a água, o ar e o calor, e tem como resultado o
crescimento. As sementes germinadas dão lugar ao caule e às folhas que vão
preenchendo-se pouco a pouco com clorofila, originando os brotos.
Há evidências de que os chineses faziam dos brotos de feijão um de
seus pratos essenciais, há três milênios a.C. Encontra-se a descrição de
técnicas de germinação nas escrituras dos essênios, que viviam em Israel e no
Egito nos tempos de Cristo. Possivelmente os fenícios – comerciantes e
navegadores imbatíveis – faziam uso de brotos alimentícios, pois do contrário
não teriam empreendido com tanto êxito os longos percursos marítimos que
percorriam, uma vez que tinham como um de seus grandes problemas o
escorbuto, doença típica do início do século XIX, causada por insuficiência de
vitamina C, presente em frutas e verduras, impossíveis de ser armazenadas
durante longos períodos de tempo (VIEIRA & NISHIHARA, 1992).
Sementes germinadas e brotos podem ser didaticamente
diferenciados. Enquanto a semente germinada está relacionada ao primeiro
estágio após a germinação, o broto corresponde a um estádio mais avançado
de desenvolvimento, quando atinge de 8 a 10 cm de altura e apresenta folhas
definidas. Antes do início do brotamento, a semente é fonte rica de proteína,
carboidratos e, às vezes, gorduras – mas não de vitaminas. Habitualmente, as
sementes são duras e de difícil digestão. Entretanto, a germinação e o
crescimento do embrião promovem intensa atividade metabólica durante a qual
ocorrem várias reações químicas, dentre elas, a síntese das enzimas; também
consomem grande parte de carboidratos e gorduras, reaproveitados para a
síntese de vitaminas, açúcares, proteínas e sais minerais. Tornam-se assim de
fácil digestão e assimilação (EGLI & TEKRONY, 1997).
Cada semente contém uma proporção diferente de seus nutrientes
como também em cada fase da germinação as quantidades dessas
substâncias biológicas se alteram (EGLI & TEKRONY, 1997).
A germinação é um processo que libera energia latente na semente
dando origem a uma planta. Através deste processo, o amido é transformado,
2
por enzimas, em açúcares mais simples e as proteínas são decompostas em
aminoácidos. Há absorção de grandes quantidades de água, sintetizam-se
vitaminas e enzimas e há mobilização de minerais. Tal como o cozimento das
sementes, a germinação é uma espécie de pré-digestão. Mas, ao contrário do
que acontece com o cozimento, na germinação não há perda de nutrientes. O
mais elevado ponto de vitalidade no ciclo de vida de uma planta ocorre quando
esta é um broto, daí os seus benefícios nutricionais. Ao germinar, alguns
nutrientes dos cereais e das leguminosas multiplicam-se. É o caso da vitamina
C, que é praticamente inexistente na semente de trigo, mas que, uma vez
germinada, aumenta seiscentos por cento o seu teor (COSTA, 1996).
No estágio de semente germinada (dois a três dias), o gérmen começa
a transformar a reserva nutritiva dormente em alimento vivo, pronto para ser
assimilado pela nova planta. O próximo estágio é de um broto (cinco a sete
dias), com a planta apresentando raiz, haste e clorofila, com perda da casca, e
assimilação de quase toda reserva nutritiva da semente (MARCOS FILHO,
1986).
Assim, tem crescido o interesse pela produção de brotos a partir de
sementes de várias espécies que tenham alto valor nutritivo. Dentre essas
espécies, pode-se incluir a lentilha, para a qual, embora o Brasil apresente
condições favoráveis para seu cultivo e boa aceitação no mercado, a produção
ainda é pequena, fazendo-se necessária a quase totalidade de importação para
abastecer o mercado interno (VIEIRA & VIEIRA, 2001). No ano de 2004, o
Brasil importou cerca de 8,5 mil toneladas de lentilhas, com valor de US$ 3,8
milhões (BRASIL, 2004).
A produção de brotos comestíveis de lentilha não tem grande
significância no Brasil, porém, os brotos apresentam sabor agradável e suave,
fato que motivou a realização deste trabalho, que teve como objetivo a
avaliação físico-química, análise microbiológica dos brotos e potencial de
germinação de sementes de lentilha da variedade PRECOZ, para posterior
avaliação sensorial e determinação da aceitabilidade como broto alimentício.
3
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Lentilha
A lentilha (Lens esculenta) pertence à família das Fabáceas
(leguminosas). É uma planta anual, ereta, herbácea, originária de clima
temperado quente e tolerante à seca. Com 20 a 50 cm de altura, suas folhas
são constituídas de folíolos de tamanho médio e cor verde-clara. As flores são
de cor branca com listas azuladas, hermafroditas e autoférteis. Em geral,
formam-se duas vagens por pedúnculo e de uma a duas sementes por vagem.
As sementes têm formato achatado, superfície lisa com cores mescladas de
marrom, verde e alaranjada (FIGURA 1). A propagação é através de sementes,
diretamente no campo. O ciclo da planta varia de 70 a 110 dias, para
variedades precoces, e em torno de 140 dias, para as variedades de ciclo mais
longo e a produtividade normal varia de 800 a 1.500 kg.ha
-1
. Acredita-se que a
lentilha tenha começado a ser cultivada no final do período Neolítico, como
registra a enciclopédia The Cambridge World History of Food (KIPLE &
ORNELAS, 2000). É rica em proteínas, ferro e vitamina B
2
, com baixa taxa de
gordura (0,6%) e em sua composição, encontram-se ainda fibras e
antioxidantes.
Figura 1
Estruturas da lentilha (Lens esculenta
). Folhas, caule, flor, vagens,
sementes, raízes e cotilédones. Fonte Wikipedia (2007).
4
São conhecidas quatro variedades de lentilha: a continental é o tipo
mais comum, quando cozida mantém a forma; a Rosa, de rápido cozimento,
usada para engrossar molhos e ensopados; a Puy, cinza esverdeada, é a de
melhor sabor, ótima com carnes defumadas, a amarela, também conhecida
como dahl amarela, é normalmente servida em pratos indianos (Figura 2).
Figura 2
Variedades de lentilhas: (A) rosa, (B) Puy, (C) amarela, (D)
continental. Fonte Embrapa - hortaliças (2004).
A lentilha foi, provavelmente, uma das primeiras sementes de
leguminosas a ser domesticada: A descoberta dessa espécie deu-se em
Mureybit, no norte da Síria, no período de 9.500-10.000 anos A. C (HAWTIN et
al., 1980). A lentilha originou-se, provavelmente, no Oriente Próximo, na região
mediterrânea e é cultura de inverno nos trópicos, plantada desde o nível do
mar até 3.800 m de altitude, não se adaptando aos trópicos úmidos. A
temperatura ótima para a germinação das sementes é de 18-21 °C e, para
elevado rendimento, situa-se em torno de 24 °C (DUKE, 1983).
O florescimento é antecipado sob dias longos, mas sua exigência
fotoperiódica varia muito entre cultivares. Segundo VIEIRA & LOPES (2001), o
International Center for Agricultural Research in the Dry Areas (ICARDA)
estudou 36 linhagens de lentilha, cultivadas em condições de comprimento de
dias curtos (8 h), normais (13,3-14,4 h) e longos (15 h). Não foram produzidas
flores em dias curtos, mas a floração de várias linhagens ocorreu, tanto em
dias normais como longos. Isso indica que há uma necessidade qualitativa de
dias longos. Outras linhagens, no entanto, exibiram resposta quantitativa, mas
de grau variável: redução de três a vinte e um dias do início da floração em
5
condições de dias longos, quando em comparação aos dias normais (HAWTIN
et al., 1980). Segundo DUTTA
1
et al. (1993), citados por VIEIRA et al (1999),
genótipos de lentilha insensíveis ao foto período também já foram identificados.
PEREIRA (2007), ao apresentar uma comparação entre lentilha e
feijão, considerando todos os dados apresentados, em amostras de 100
gramas para as duas sementes, citou que, em termos energéticos, o feijão
apresenta 151 calorias e a lentilha 116 calorias, portanto é menos energética.
Quanto às fibras, que auxiliam no processo digestivo, a lentilha apresenta 7,9
gramas, e o feijão apresenta 5,5 gramas. Quanto à concentração de fósforo,
participante importante da estrutura óssea, a lentilha apresenta 180 miligramas
enquanto o feijão contém 109 miligramas. Em relação à concentração de ácido
fólico, vitamina importante na proteção do feto, a lentilha também apresenta
teores superiores ao feijão, 181 microgramas contra 48 microgramas. Na
comparação da concentração de proteínas, a lentilha apresenta valores
superiores, enquanto no feijão são encontradas taxas de 5,54 gramas, a
lentilha apresenta 9,0 gramas. O selênio é um mineral de ação antioxidante
capaz de combater moléculas nocivas como os radicais livres, e se encontra
em concentrações superiores no feijão, 5,7 microgramas contra 2,8
microgramas presentes na lentilha. Por último, na comparação da
concentração de magnésio, mineral relacionado com a irritabilidade, o feijão
apresenta concentrações superiores, 43 miligramas enquanto a lentilha
apresenta 36 miligramas.
Em um estudo comparativo do valor nutricional de brotos de feijão
Moyashi, brotos de alfafa, leite integral com 3,3% de gordura e batatas
assadas, os brotos de lentilha apresentaram maiores concentrações de fibras e
proteínas e teores de gordura e carboidrato, inferiores aos de brotos de ervilha.
Com relação à presença de minerais, no mesmo estudo, os brotos de lentilha
apresentaram maiores concentrações de ferro, fósforo, zinco, cobre e
manganês e maiores concentrações de ácido ascórbico (vitamina C), como
também de tiamina ou vitamina B
1
(Tabela 1).
1
DUTTA, R.K.; SHAIKH, M.A.Q.; CHOWDHURY, S.I.; MUSLIMUDDIN, M. Physiology of flowering and pod
development in lentil in relation to photoperiod and temperature. Lens Newsletter, Aleppo, v.20, n.1, p.51-56,
1993.
6
Tabela 1
Composição química de brotos de ervilha, brotos de lentilha, brotos
de
feijão, brotos de alfafa, leite integral com 3,3% de gordura e
porção de batatas assadas.
Nutrientes Brotos
de
ervilha
Brotos
de
lentilha
Brotos
de
feijão
Brotos
de
alfafa
Leite
integral
Batatas
assadas
Água (g) 62,27 67,34 90,40 91,14 87,99 75,42
Calorias (Kcal) 128,0 106,0 30,0 29,00 61,0 93,0
Proteína (g) 8,80 8,96 3,04 3,99 3,29 1,96
Gordura (g) 0,68 0,55 0,18 0,69 3,34 0,10
Carboidratos (g) 28,26 22,14 5,93 3,78 4,66 21,56
Fibras (g) 2,78 3,05 0,81 1,64 0 0,38
Cinzas (g) 1,14 1,00 0,44 - 0,72 0,97
Cálcio (mg) 36,0 25,0 13,0 32,00 119,0 5,0
Ferro (mg) 2,26 3,21 0,91 0,96 0,05 0,36
Magnésio (mg) 56,0 37,0 21,0 27,00 13,0 25,0
Fósforo (mg) 165,0 173,0 54,0 70,00 93,0 50,0
Potássio (mg) 381,0 322,0 149,0 79,00 152,0 391,0
Sódio (mg) 20,0 11,0 6,0 6,00 49,0 5,0
Zinco (mg) 1,050 1,51 0,41 0,92 0,38 0,29
Cobre (mg) 0,272 0,352 0,164 0,16 - 0,215
Manganês (mg) 0,438 0,506 0,188 0,19 - 0,161
Ac. Ascórbico (mg) 10,40 16,50 13,20 8,2 0,94 12,80
Tiamina (mg) 0,225 0,228 0,084 0,076 0,038 0,105
Riboflavina (mg) 0,155 0,128 0,124 0.126 0,162 0,021
Niacina (mg) 3,088 1,128 0,749 0,481 0,084 1,395
Pantotênico (mg) 1,029 0,578 0,380 0,563 0,314 0,555
Vitamina B6 (mg) 0,265 0,190 0,088 0,034 0,042 0,301
Folacin (mcg) 144,0 99,9 60,8 36,00 5,0 9,1
Vitamina A (IU) 166,0 45,0 21,0 155,00
126,0 -
Por 100 gramas de porções comestíveis. Fonte: Meyerowitz (1998).
Segundo GIORDANO et al.(1988), no centro-oeste do Brasil, as áreas
com altitudes acima de 800 m oferecem excelentes condições para o
desenvolvimento da lentilha em semeaduras realizadas no mês de abril até a
segunda quinzena de maio. Semeaduras mais tardias resultam em menor
produtividade e maior risco de chuva durante a colheita.
A exemplo da grande maioria das leguminosas, a lentilha não se adapta a
solos muito úmidos e sujeitos ao encharcamento. Esse fato determina que as
áreas destinadas ao seu cultivo sejam bem drenadas e planas, para permitir
semeadura eficiente e colheita mecanizada. Não é uma espécie exigente e não
necessita de solos férteis, pois esses podem provocar exagerado crescimento
vegetativo, propiciando o aparecimento de fungos saprófitos e patogênicos,
abortamento das flores e baixo rendimento de grãos. A semeadura da lentilha
7
é, muitas vezes, feita mecanicamente. Em algumas regiões da América do Sul,
utilizam-se os mesmos equipamentos recomendados para cereais, com linhas
distanciadas de 15 a 20 cm. Para forçar a boa penetração da raiz no solo,
recomenda-se a profundidade de 4 a 5 cm. Até a floração é uma espécie que
resiste perfeitamente aos efeitos do clima temperado e temperado frio, mas a
partir desse estágio torna-se sensível a baixas temperaturas. Esse fator
determina a semeadura na primavera, em regiões de clima frio (BALDANZI, et
al, 1988).
2.2 Brotos alimentícios
O consumo humano de sementes germinadas ou brotos é bem
difundido e apreciado na China, Japão e Estados Unidos. No Brasil, observa-se
crescimento da demanda por esse tipo de alimento (DUQUE et al., 1987;
VIEIRA & NISHIHARA, 1992). A germinação é a fase mais rica em nutrientes
no desenvolvimento vegetal, os quais são facilmente digeridos e assimilados e
correspondem em suas características fisiológicas a um processo pré-digestivo
pelo qual as proteínas são decompostas em aminoácidos, os carboidratos
complexos em açúcares simples e as gorduras em ácidos graxos (COSTA,
1996).
A utilização deste tipo de alimento é uma prática milenar no Oriente e
observa-se a expansão do consumo também no Ocidente (CHAVAN &
KADAM, 1989; MONEAM, 1990; VIEIRA & NISHIHARA, 1992; BAU et al.,
1997). Por exemplo, há sementes de feijão mungo-verde para a produção de
brotos de feijão (“moyashi”), as quais o consumo tão apreciado quanto o da
China, do Japão e dos EUA (VIEIRA & NISHIHARA, 1992), há também a
produção e comercialização de brotos de alfafa, lentilha, trevo, girassol, entre
outros.
2.2.1 Propriedades fisiológicas dos brotos
Estudos com sementes de três cultivares de soja, germinadas por três
dias, mostraram que os teores de proteínas alcançaram valores máximos após
8
48 horas do início da germinação, sendo observado que a germinação, além de
ter induzido ao aumento do conteúdo protéico, causou redução do nível de
atividade específica da lipoxigenase-1 (BORDINGNON et al., 1995),
responsável pelo sabor indesejável na soja.
Os efeitos da germinação sobre a composição química, aspectos
nutricionais e características sensoriais, variam com as espécies, cultivares
vegetais e as condições de germinação das sementes. Proteínas de
leguminosas e de cereais complementam-se nutricionalmente como na
combinação soja-milho (BOOKWATER et al., 1971; SENA, 1978). A soja, ao
contrário do milho, possui lisina em quantidade satisfatória, embora apresente
os sulfurados como aminoácidos limitantes (GEORGE & LUMEN, 1991;
DESHPANDE, 1992).
A germinação de sementes proporciona melhor valor nutritivo, pela
maior digestibilidade protéica e quociente de eficiência protéica (QEP), além da
redução dos fatores antinutricionais nas leguminosas, tais como inibidores
proteolíticos e lecitinas, provocando a hidrólise de oligossacarídeos como
rafinose e estaquiose, presentes na soja, os quais são causadores de
flatulência e mais especificamente, em se tratando dos cereais, a germinação
reduz o conteúdo de fitatos (ácido fítico combinado com cátions) pelo aumento
da atividade da fitase e em ambos tem-se observado, ainda, o aumento da
biodisponibilidade de minerais e vitaminas, principalmente da vitamina C
(WANG & FIELDS, 1978; VANDERSTOEP, 1981; CRUZ & SILVA, 1986;
BORDINGNON et al., 1995).
2.2.2 Estresse fisiológico na produção de brotos
Segundo JONES e JONES (1991), o estresse pode ser definido, em
sentido geral, como uma pressão excessiva de algum fator adverso que
apresenta a tendência de inibir o funcionamento normal dos sistemas.
Um dos primeiros autores a estudar e definir o estresse biológico
partindo do conceito físico de estresse foi LEVITT (1981). Ele definiu o estresse
físico como uma força aplicada sobre um corpo e denominou como tensão as
alterações nas dimensões do corpo ocorridas em resposta à presença do fator
9
de estresse. Dessa forma, sugeriu que o estresse biológico poderia ser definido
como determinadas condições ambientais, que induzem um organismo a entrar
num estado de tensão, definindo tensão como determinadas alterações no
metabolismo e na fisiologia do organismo, que podem ou não causar danos. As
situações de estresse normalmente aumentam a produção de etileno.
Etileno é um fitohormônio na forma gasosa (C
2
H
4
), potente regulador
de crescimento, o qual afeta vários processos do desenvolvimento das plantas,
como crescimento, diferenciação e senescência (KADER, 1985). Esse
fitohormônio pode ainda estimular a germinação e superar a dormência em
várias espécies (ESASHI, 1991; ABELES et al., 1992).
A produção de etileno pelas sementes começa imediatamente após o
início da embebição de água e aumenta com o tempo; entretanto, o padrão da
produção de etileno pelas sementes durante a germinação varia entre as
espécies. Por exemplo, TAKAVANAGI e HARRINGTON (1971) encontraram
somente um pico de produção de etileno durante a germinação de sementes
de canola, coincidindo com a emergência e a elongação da radícula, a
expansão do cotilédone e a ruptura da testa.
2.3 Germinação de sementes
Os efeitos da germinação sobre a composição química, aspectos
nutricionais e características sensoriais variam com as espécies, cultivares
vegetais e as condições de germinação das sementes (COVELL et al., 1986;
CHANDRASIRI et al., 1987).
A germinação de sementes ocorre mediante condições apropriadas,
em que o eixo embrionário dá prosseguimento ao seu desenvolvimento,
interrompido por ocasião da maturidade fisiológica (CARVALHO &
NAKAGAWA, 1983). Durante a fase inicial do processo de germinação das
sementes, ocorre o reparo metabólico dos componentes celulares e do plasma
citoplasmático. As membranas se reorganizam, restabelecendo a
permeabilidade seletiva a fim de evitarem a exsudação excessiva de eletrólitos
(ABDUL-BAKI, 1980).
10
O potencial fisiológico das sementes é avaliado em laboratório pelo
teste de geminação, que fornece resultados referentes às plântulas normais
produzidas por um lote de sementes, de acordo com as recomendações das
Regras para Análise de Sementes - RAS (BRASIL, 1992).
A pesquisa em tecnologia de sementes tem revelado e discutido as
deficiências do teste de germinação e, por conseqüência as suas limitações;
assim, têm sido estudados métodos que permitam avaliação mais consistente
do potencial fisiológico ou vigor das sementes (AOSA, 1983 e ISTA, 1995).
O teste de germinação ainda não apresenta sensibilidade suficiente
para avaliar o estádio de deterioração das sementes, não detectando
diferenças entre lotes que possam apresentar comportamentos distintos em
campo, principalmente quando a germinação é semelhante (ISLAM et al.,
1973).
Estudos sobre o potencial fisiológico de hortaliças como cenoura,
ervilha, beterraba e tomate têm demonstrado que o teste de germinação não
traduz totalmente o potencial de desempenho de sementes dessas espécies
(NASCIMENTO, 1994). Por esse motivo, o uso de testes de vigor é de grande
utilidade no monitoramento da qualidade das sementes (PANOBIANCO &
MARCOS FILHO, 2001).
Outro aspecto a ser considerado no teste de germinação é o período
para sua realização. Em sementes de citros esse período pode prolongar-se
por até 60 dias após a semeadura. Além da germinação lenta, as sementes de
citros apresentam baixa longevidade após a colheita. Isto cria situações em
que, quando se obtém os resultados do teste de germinação, este pode não
refletir o verdadeiro estado fisiológico das sementes, além da predisposição
dessas ao ataque de patógenos, prejudicando seriamente a germinação.
Portanto, é interessante que as empresas produtoras de sementes disponham
de testes para a avaliação rápida quanto à viabilidade e ao vigor das mesmas,
para que se possibilite o descarte de lotes de sementes de baixa qualidade, já
na recepção ou no beneficiamento, com a conseqüente redução de custos de
armazenamento desnecessário (FRANÇA NETO et al, 1986).
A germinação é um fenômeno biológico que pode ser considerado
como a retomada do crescimento do embrião, com o subseqüente rompimento
do tegumento pela radícula. É definida como a emergência e o
11
desenvolvimento das estruturas essenciais do embrião, manifestando a sua
capacidade para dar origem a uma plântula normal, sob condições ambientais
favoráveis. Em síntese, tendo-se uma semente viável em repouso, por
quiescência ou dormência, quando satisfeita uma série de condições externas
(do ambiente) e internas (intrínsecas da semente), promoverá o crescimento do
embrião, o qual conduzirá à germinação. Por isso, do ponto de vista fisiológico,
germinar é simplesmente sair do repouso e entrar em atividade metabólica
(IPEF, 1998).
Dentre os principais fatores que afetam a germinação podem-se citar: a
luz, a temperatura, a disponibilidade de água e o oxigênio. Referente à
sensibilidade luminosa, existe uma ampla variação nas respostas germinativas.
Para algumas espécies, a germinação pode ser inibida pela luz, enquanto em
outras, a germinação é promovida. Algumas sementes germinam somente
quando expostas à luz e outras, com breve exposição, apesar de muitas se
apresentarem indiferentes à luminosidade. Certas sementes germinam
somente no escuro e outras necessitam de um curto ou longo fotoperíodo
diário. A germinação não está apenas relacionada com a presença ou ausência
de luz, mas também com a qualidade de luz.
2.3.1 Efeito da umidade na germinação
A água da semente pode ser caracterizada por um estado energético,
descrito, de forma conveniente, pelo potencial total de água, função aditiva dos
potenciais de pressão osmótica e matricial que, apresentado na forma de
energia por unidade de volume, pode ser expresso em unidades de medida de
pressão (VILLELA, 1998).
Os mecanismos bioquímicos e fisiológicos do metabolismo do processo
de germinação, iniciados com a embebição e que se estendem até a emissão
da raiz primária, variam conforme o nível de hidratação da semente. O
processo de hidratação é caracterizado, inicialmente, por rápida absorção de
água e acelerado aumento do potencial hídrico do embrião, seguido de
redução acentuada na velocidade de hidratação. Ao alcançar um teor de água
semelhante ao da maturidade fisiológica, a semente novamente apresenta
12
pronunciada velocidade de absorção de água (BEWLEY & BLACK, 1994;
BRADFORD, 1994). Por outro lado, há registros de que, no início do
crescimento visível do eixo embrionário, o potencial hídrico do embrião atinge
patamar semelhante ao verificado na maturidade fisiológica (WESTGATE,
1994; EGLI & TEKRONY, 1997).
A velocidade de hidratação depende da disponibilidade hídrica,
potencial mátrico do substrato, potencial osmótico da solução que umedece o
substrato, temperatura e características intrínsecas da semente, tais como:
tamanho, composição química, permeabilidade da cobertura protetora, teor de
água inicial e qualidade fisiológica (VERTUCCI & LEOPOLD, 1983;
POPINIGIS, 1985).
Segundo HOBBS e OBENDORF
2
(1972), citados por ROSSETO et al
(1997), a disponibilidade hídrica do substrato também merece destaque por
suas relações com o processo de germinação. Em condições de baixa
disponibilidade hídrica, a absorção de água se torna lenta e desta forma, as
sementes liberam exsudatos e permanecem expostas ao ataque de
microrganismos durante um período de tempo maior. Por outro lado, sementes
secas, semeadas em solo muito úmido, podem absorver água rapidamente,
provocando danos às membranas em reorganização e intensificando a
liberação de solutos, com conseqüentes prejuízos à germinação. A quantidade
de exsudatos liberada pelas sementes durante a embebição tem sido avaliada
pela condutividade elétrica da solução (TAO, 1978) e está relacionada à
germinação (POWELL, 1986).
Portanto, os danos provocados pela embebição rápida podem
constituir-se como causa adicional à redução da emergência das plântulas,
pois é a velocidade de reorganização do sistema de membranas que reflete o
vigor das sementes (TILDEN & WEST,1985).
Para VERTUCCI (1989), a eficiência de reorganização dos
constituintes celulares depende da velocidade de hidratação, ou seja, da
pressão osmótica da água ou da solução que umedece o substrato, do tempo
de exposição ao ambiente úmido, da temperatura e das características
2
HOBBS, P.R.; OBENDORF, R.L. Interaction of initial seed moisture and imbibitional temperature on
germination and productivity of soybean. Crop Science, v.13, p.664-667, 1972.
13
intrínsecas da semente, tais como: permeabilidade do tegumento, composição
química, teor de água inicial e qualidade fisiológica.
A perda da integridade das membranas celulares é a primeira
manifestação de redução ou perda de qualidade das sementes. A
permeabilidade das membranas, relacionada diretamente com a sua
integridade, contribui para detectar graus de deterioração das sementes e a
conseqüente perda de viabilidade e vigor (BEWLEY & BLACK, 1994).
Sementes deterioradas liberam maiores quantidades de substâncias como
açúcares e íons, quando comparadas às menos deterioradas, por ocasião da
embebição dessas sementes, indicando maior permeabilidade das membranas
(TOLEDO & MARCOS FILHO, 1977).
Em relação à qualidade fisiológica das sementes, VIEIRA (1980) e
ROCHA et al. (1984) relataram que é provável que a reorganização dos
constituintes celulares esteja relacionada à qualidade fisiológica, pois tem sido
verificada maior permeabilidade do tegumento nas mais deterioradas.
AMARAL & PESKE (1984) desenvolveram o teste do pH do exsudato,
considerando que, nas sementes colocadas para embeber em água, ocorre
liberação de açúcares, ácidos orgânicos e íons H
+
. Os íons H
+
acidificam o
meio e provocam a diminuição do pH do exsudato das sementes. Sementes
deterioradas liberam maior quantidade desses íons H
+
e, conseqüentemente,
resultam em menores valores de pH. Por outro lado, as sementes menos
deterioradas apresentam baixa lixiviação e não promovem grandes alterações
de pH do meio. Esses autores determinaram a viabilidade de sementes de soja
em períodos mais curtos do que os testes convencionais, por meio do teste do
pH do exsudato com fenolftaleína e concluíram que o período de embebição de
30 minutos foi o mais eficiente para estimar a viabilidade de sementes de soja.
Além disso, comentaram que esse teste, além de avaliar a viabilidade de
sementes de soja em apenas 30 minutos, possui metodologia simples e de fácil
avaliação.
SANTANA
3
(1994), citado por CARVALHO et al (2002), quando
trabalhou com esse teste em sementes de milho, encontrou melhores
3
SANTANA, D.G. Adaptação do teste do pH do exsudato e viabilidade do uso da amostragem seqüencial na
rápida definição sobre o destino de lotes de sementes de milho (Zea mays L.). Lavras: UFLA, 1994. 79p.
(Dissertação Mestrado).
14
resultados utilizando o período de embebição de 30 minutos na temperatura de
25 ºC. REICH et al. (1999), ao avaliarem a qualidade fisiológica em sementes
de ervilha, concluíram que o teste do pH do exsudato permitiu estimar a
viabilidade das sementes, quando elas foram embebidas por 30 minutos. Por
outro lado, ANDRADE
4
(1994) citado por CARVALHO et al (2002), estudando a
influência do período e temperatura de embebição no teste do pH do exsudato
para sementes de braquiária (Brachiaria decumbes Stapf), concluiu que os
melhores resultados foram observados com 75 minutos e temperatura de 25ºC.
De forma genérica, entre espécies, conforme a cultivar e as condições
ambientais reinantes, ocorrem diferenças apreciáveis no teor de água da
semente na maturidade fisiológica e na retomada do crescimento embrionário.
Entretanto, o potencial hídrico do embrião ou do eixo embrionário parece não
apresentar variações acentuadas entre as espécies, nesses dois estágios.
Desta forma, BRADFORD (1994) e EGLI & TEKRONY (1997), considerando
essa similaridade de potenciais hídricos, sugeriram que o estado da água
possa representar papel regulador no desenvolvimento e na germinação da
semente.
2.3.2 Efeito da temperatura sobre a germinação
Um dos meios utilizados para se determinar o nível de qualidade das
sementes é o teste padrão de germinação (TPG), o qual é realizado sob
condições de temperatura e substrato ideais para cada espécie (GOMES &
BRUNO, 1992).
As sementes de diferentes espécies apresentam comportamentos
variáveis quanto à temperatura, o que pode fornecer informações de interesse
biológico e ecológico. Dentro da faixa de temperatura em que as sementes de
uma espécie germinam, há uma temperatura ótima, denominada como aquela
em que ocorre o máximo de germinação em menor intervalo de tempo.
Temperaturas mínima e máxima são aquelas em que, abaixo ou acima das
4
ANDRADE, A.C. Adaptação do teste rápido (pH do exsudato –fenolftaleina), para estimar a viabilidade
de sementes de capim-braquiária (Brachiaria decumbes Stapf). Escola Superior de Agricultura de Lavras,
ESAL, 1994. 67p. (Dissertação Mestrado).
15
mesmas, respectivamente, a germinação é zero (MAYER & POLJAKOFF-
MAYBER, 1989). Segundo COPELAND e McDONALD (1995), determinadas
espécies apresentam melhor comportamento germinativo quando submetidas à
alternância de temperatura, a qual corresponde às flutuações naturais
encontradas no ambiente. Existem espécies cuja germinação de suas
sementes é favorecida quando submetidas à temperatura constante (LIMA et
al, 1997), outras exigem alternância de temperatura (SALOMÃO et al., 1995) e
existem ainda aquelas que germinam de maneiras indiferentes tanto em
temperaturas constantes quanto em alternadas (ALBUQUERQUE et al., 1998).
A lentilha apresenta melhor germinação à temperatura entre 18 e 25º (JOYCE
& STODDART, 2000).
A temperatura afeta a capacidade de germinação e a taxa em que essa
ocorre. As sementes têm capacidade de germinar sob faixa de temperatura
característica da espécie, mas o tempo necessário para ser alcançada a
porcentagem máxima de germinação varia com a temperatura (BEWLEY &
BLACK, 1994). Existe consenso entre os pesquisadores que a temperatura
para a germinação não apresenta um valor específico, mas pode ser expressa
em termos das temperaturas cardeais, isto é, mínima, máxima e ótima. A
temperatura ótima é definida como aquela em que ocorre o máximo de
germinação em tempo relativamente curto (IPEF, 1999).
O processo germinativo envolve várias etapas e cada uma exige
determinada temperatura para que se processe de maneira mais rápida e
eficiente. Assim, os efeitos da temperatura sobre a germinação refletem
apenas a conseqüência global, não havendo um coeficiente único que
caracterize a germinação (POPINIGIS, 1985). MARCOS FILHO (1986)
destacou que, no processo de germinação, ocorre uma série de atividades
metabólicas, baseadas em reações químicas e que cada uma delas apresenta
determinadas exigências quanto à temperatura, principalmente porque
dependem da atividade de sistemas enzimáticos complexos, cuja eficiência
está diretamente relacionada à temperatura e à disponibilidade de oxigênio.
2.4 Vigor das sementes
16
O vigor de sementes pode ser avaliado como a propriedade das
sementes que determina sua emergência sob condições desfavoráveis.
Segundo a International Rules for Seed Testing (ISTA, 1995), vigor é um índice
do grau de deterioração fisiológica e/ou integridade mecânica de um lote de
sementes de alta germinação, e representa sua ampla habilidade de
estabelecimento no ambiente.
A definição de vigor de sementes formulada pela Association of Official
Seed Analysts (AOSA, 1983) é semelhante. O vigor das sementes caracteriza-
se como a propriedade que essas têm em determinar o potencial para uma
emergência rápida e uniforme e para o desenvolvimento de plântulas normais
sob uma ampla faixa de condições de campo.
As definições dadas pela ISTA (1995) e AOSA (1983) apenas
descrevem as conseqüências práticas do vigor das sementes, sendo o mesmo
referido como um “índice” ou propriedade da semente. O vigor das sementes
não é uma propriedade mensurável, como a germinação, mas um conceito
capaz de descrever inúmeras características associadas com vários aspectos
de representação.
Muitas características fisiológicas e bioquímicas, juntamente com suas
complexas interações, contribuem para o vigor das sementes. A exata
contribuição e a interação entre essas propriedades das sementes não é
entendida completamente, por isso a falta de precisão sobre o que é realmente
vigor de sementes. O que facilmente é entendido são as conseqüências
práticas do vigor das mesmas, considerando um padrão estabelecido (ISTA,
1995; AOSA 1983).
Embora as definições acima acentuem a representação do campo, o
vigor das sementes também tem conseqüências importantes no
armazenamento de sementes, pois quanto mais baixo o vigor das sementes,
mais baixo será o potencial de armazenamento. Conseqüentemente, a
ocorrência da deterioração das sementes pode ser considerada como a
principal causa da redução do vigor. A deterioração das sementes, durante os
pra colheita, beneficiamento e armazenamento, ocorre a uma taxa fortemente
influenciada pela genética, fatores produtivos e ambientais. Esse tempo pode
levar poucos dias ou muitos anos, sendo geralmente progressivo e seqüencial,
17
embora seja muito difícil a distinção das causas primárias e dos efeitos
secundários (ISTA, 1995; AOSA 1983).
A deterioração das sementes é manifestada como uma redução
progressiva na capacidade produtiva, além da redução na taxa e uniformidade
de germinação e redução da tolerância ao estresse ambiental, com emergência
inferior e menor desenvolvimento de plântula. Ela é importante para distinguir a
perda de vigor que precede a perda da capacidade de germinação.
O vigor das sementes não pode ser diretamente determinado, como
pode ser a germinação, com resultados expressos em termos absolutos, tais
como percentagem de vigor. Não há uma escala absoluta de vigor, contudo, o
vigor das sementes é um componente de qualidade tão importante que os
cientistas têm direcionado as pesquisas para testes de laboratórios rápidos e
simples, que sejam capazes de fornecer uma indicação do vigor das sementes
(ISTA, 1995; AOSA 1983).
2.5 Análises microbiológicas para frutas, brotos e produtos minimamente
processados
A classificação dos coliformes, segundo SILVA (1997), apresenta o
grupo de coliformes totais que incluem as bactérias na forma de bastonetes
gram-negativos, não esporogênicos, aeróbios ou aeróbios facultativos, capazes
de fermentar a lactose com produção de gás, em 24 a 48 horas a 35ºC.
Apresentam-se cerca de vinte espécies, dentre as quais encontram-se tanto
bactérias originárias do trato intestinal de humanos como de outros animais de
sangue quente.
O alimento determina qual microrganismo é capaz ou incapaz de se
desenvolver. Conhecendo-se as características do alimento, é possível
predizer a flora microbiana que nele poderá se multiplicar (SILVA, 2000). Daí a
importância da análise microbiológica, pois inúmeros métodos laboratoriais
podem ser utilizados para investigar a ausência ou presença dos
microrganismos (FRANCO, 2003).
O grupo coliforme pertence à família Enterobacteriaceae bem como
diversos gêneros e espécies não entéricas, como Serratia e Aeromonas. A
18
presença desses em alimentos processados é considerada uma indicação útil
de contaminação pós-processo em que se evidenciam práticas de higiene e
sanificação aquém dos padrões requeridos para o processamento de
alimentos. Os coliformes fecais incluem três gêneros, Escherichia, Enterobacter
e Klebsiella, sendo as cepas de Enterobacter e Klebsiella de origem não fecal.
A Escherichia coli é a mais conhecida, seu habitat natural é o trato
gastrintestinal, e é indicadora de contaminação fecal em alimentos
processados (SILVA, 1997).
A Resolução RDC N
0
12, de 2 de janeiro de 2001, do Ministério da
Saúde (BRASIL, 2001), estabelece os padrões microbiológicos sanitários para
alimentos, não existindo padrões específicos para os produtos minimamente
processados. Esses podem ser inseridos no grupo de alimentos designados
como: “frutas frescas, in natura, preparadas, sanificadas, refrigeradas ou
congeladas, para consumo direto”, cuja tolerância máxima para amostra
indicativa é de 5 x 10
2
NMP.g
-1
ou UFC.g
-1
de coliformes a 45
0
C e ausência de
Salmonella sp em 25 gramas.
As salmonelas são atualmente os agentes mais importantes de
doenças transmitidas pelos alimentos. São bacilos gram-negativos curtos,
delgados e em forma de bastonete. Algumas delas são patogênicas apenas
para o homem; outras o são para o homem, bem como para outros animais.
Uma das espécies mais comuns é a Salmonella thyphimurium que provoca a
febre tifóide, ultimamente tem sido mais freqüente a salmonelose devido à
Salmonela enteritis. A bactéria pode encontrar-se no intestino de muitos
animais, e no homem, e não apresentar qualquer sintoma de doença. Pode
contaminar os alimentos direta ou indiretamente, por exemplo, através das
fezes dos animais e do homem ou de águas poluídas por esgotos.
As frutas e hortaliças apresentam microbiota natural que provém do
ambiente, sendo influenciada pela estrutura das plantas, de técnicas de cultivo,
de transporte e armazenamento (PACHECO et al., 2002; ROSA & CARVALHO,
2000). Conseqüentemente, a microbiota encontrada em produtos minimamente
processados é a mesma que ocorre na produção no campo, constituída
tipicamente por microrganismos que não são patogênicos para o homem.
19
2.6 Análise sensorial
Análise sensorial é a disciplina científica usada para evocar, medir,
analisar e interpretar reações às características dos alimentos e materiais como
são percebidas pelos sentidos da visão, olfato, gosto, tato e audição (ABNT,
1993). O homem tem a habilidade natural para comparar, diferenciar e
quantificar os atributos sensoriais, enquanto a análise sensorial utiliza-se dessa
habilidade para avaliar alimentos e bebidas, ao empregar a metodologia
apropriada aos objetivos do estudo e ao tratamento estatístico dos dados
obtidos.
Avaliar um produto por meio de análise sensorial faz parte do dia-a-dia
das pessoas que o fazem naturalmente desde crianças, quando aceitam ou
rejeitam um alimento ou quando preferem um produto de uma determinada
marca a outro por suas características sensoriais (FERREIRA, 2000).
Na análise dos alimentos, além dos testes objetivos (físicos, químicos e
instrumentais) de análise, são necessárias pessoas para avaliar os produtos
sensorialmente (MONTEIRO, 1984). As percepções sensoriais dos alimentos
são interações complexas que envolvem os cinco sentidos. No caso do sabor,
é geralmente definido como impressões sensoriais que ocorrem na cavidade
bucal, como resultado do odor e vários efeitos sensoriais, tais como, frio,
queimado, adstringência e outros (GEISE, 1995).
No processo de desenvolvimento de um produto, uma questão
importante é seu ciclo de vida que apresenta estreita relação com o grau e
nível de avanço tecnológico incorporado ao seu desenvolvimento, com o
segmento de mercado para o qual o mesmo foi desenvolvido, além de auxiliar
a definir o momento para sua retirada ou reposicionamento no mercado.
Para um alimento, além do ciclo de vida, outro aspecto importante a ser
considerado é seu tempo de vida de prateleira (self-life), que pode ser definido
com auxílio da avaliação sensorial, associada à avaliação de sua segurança
microbilógica e características químicas, físico-químicas e nutricionais. A self-
life de um alimento é, portanto, um critério para a avaliação do seu tempo de
falha, e para o estabelecimento de critérios para avaliação de falhas com base
em seus atributos sensoriais (cor, sabor, aroma e textura).
20
2.6.1 Testes afetivos
Os testes afetivos são usados para avaliar a preferência e/ou aceitação
de produtos. Geralmente, um grande número de julgadores é requerido para as
avaliações, os quais não são treinados, mas são selecionados para representar
uma população alvo (IFT, 1981).
Tais testes são considerados uma importante ferramenta, pois
acessam, diretamente, a opinião do consumidor já estabelecido ou o potencial
de um produto, sobre suas características específicas ou idéias sobre o
mesmo, por isso são também chamados de testes de consumidor (FERREIRA
et al., 2000). Eles medem quanto uma população gostou de um produto, para
avaliar preferência ou aceitabilidade. Preferência pode ser definida como
expressão do grau de gostar, escolha de uma amostra em relação à outra, e/ou
percepção do agradável até o desagradável, pelos quais se baseiam a escolha.
Já a aceitabilidade pode ser definida como uma experiência caracterizada por
uma atitude positiva, e/ou pela utilização atual do produto (hábito de comprar
ou consumir um alimento).
A escala hedônica afetiva mede o gostar ou desgostar de um alimento.
A avaliação da escala hedônica é convertida em escores numéricos,
estatisticamente analisados para determinar a diferença no grau de preferência
entre amostras (IFT, 1981).
O termo hedônica refere-se aos estados psicológicos conscientes
agradáveis e desagradáveis. Na escala hedônica, as respostas afetivas, isto é,
estados psicológicos de gosto ou desgosto, são medidas por uma escala de
pontos. Os termos escolhidos para a escala são importantes, pois além de dar
idéia de ordem sucessiva dos intervalos da escala, devem expressar com
clareza o significado da resposta do provador. A escala deve ajudar o provador
a registrar respostas imediatas sem grandes dificuldades.Ela pode ser
apresentada de forma vertical, dando uma idéia de contínuo com pontos
eqüidistantes. A escala hedônica é sempre apresentada com a categoria
“gostei muitíssimo” como a primeira de cima para baixo. O êxito da aplicação
desse método não depende somente dos provadores, mas também do
planejamento do teste e do procedimento da amostragem. Aos termos
hedônicos são atribuídos valores de 1 a 9. A vantagem da escala hedônica é
21
que seus termos definem cada ponto da escala e não necessitam de
provadores treinados ou com experiência no uso de escalas (MONTEIRO,
1984).
Os testes sensoriais são incluídos como garantia de qualidade por
serem uma medida multidimensional integrada, haja vista possuírem
importantes vantagens, tais como: serem capazes de identificar a presença ou
ausência de diferenças perceptíveis; definirem as características sensoriais
importantes de um produto de forma rápida e serem capazes de detectar
particularidades que não podem ser detectadas por outros procedimentos
analíticos.
22
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Caracterização da amostra
As sementes de lentilha da variedade PRECOZ foram adquiridas a
partir de um produtor argentino. É uma cultivar precoce, com ciclo de 120 dias,
apresenta plantas de porte ereto, com altura de 30 a 50 cm, folíolos de
tamanho médio, de cor verde-clara, epicótilo roxo-avermelhado, flor branca
com listas azuladas, uma a duas vagens por pedúnculo, com uma ou duas
sementes por vagem, grão achatado, liso, testa verde-amarelada e cotilédone
amarelo. As sementes não foram tratadas com inseticidas nem com fungicidas.
O produtor informou que a colheita foi realizada na primeira quinzena
de dezembro de 2006. As sementes foram recebidas, acondicionadas em
sacos plásticos e armazenadas em refrigerador, longe de contaminantes, para
conservação e evitar alterações fisiológicas. O experimento iniciou-se na
segunda quinzena de fevereiro de 2007.
3.2 Determinações da qualidade das sementes
A avaliação das sementes quanto à qualidade foi baseada em BRASIL
(1992). As determinações foram realizadas no Laboratório de Avaliação de
Sementes e Plantas – LASP, do Centro de Ciências Exatas e Tecnológicas, da
Universidade do Oeste do Paraná (UNIOESTE), Cascavel - PR.
3.2.1 Peso de cem sementes
Para a determinação do peso de cem sementes, foram separadas duas
amostras com quatro repetições de cem sementes. As amostras foram
colocadas em caixas gerbox e pesadas em balança com precisão 0,001 g.
23
3.2.2 Determinação do teor de água
Para determinação do teor de água, foram utilizadas duas amostras de
aproximadamente cinco gramas, de acordo com as recomendações de BRASIL
(1992). O teor de água foi determinado pelo método da estufa a 105 ºC. As
pesagens das amostras secas foram realizadas após 24 horas e determinado o
percentual de umidade para cada uma das amostras.
O teor de água foi calculado ao se aplicar a equação:
Teor de água = 100 (P – p)
P – t
Em que:
P = peso inicial: massa do recipiente e sua tampa mais a massa da
semente úmida;
p = peso final: massa do recipiente e sua tampa mais a massa da
semente seca;
t = tara: massa do recipiente com sua tampa.
O resultado final foi obtido pela média aritmética das amostras
(BRASIL, 1992).
3.2.3 Teste de germinação
O teste de germinação foi realizado conforme descrito em BRASIL
(1992). Foi utilizada uma amostra com quatro repetições de cinqüenta
sementes cada.
Utilizou-se um contador de sementes do tipo placas perfuradas com
cinqüenta perfurações. O substrato escolhido foi o papel germitest com folhas
embebidas em água destilada. A técnica utilizada foi a de rolo de papel toalha
(RP), segundo recomendação de BRASIL (1992). As sementes foram
depositadas entre folhas, depois embrulhadas na forma de rolos, identificadas
e colocadas no germinador em posição vertical durante nove dias. O
germinador utilizado foi o de câmara. Os rolos foram deixados no germinador à
24
temperatura de 20 ºC e umidade relativa do ar entre 90 e 95%. Foi seguido o
procedimento descrito em BRASIL (1992). Após o tempo de germinação (nove
dias, com a primeira contagem no 5º dia e a segunda no 9º dia), foi observado
o número de plântulas normais com capacidade de desenvolvimento posterior
normal.
3.3 Etapas de produção de brotos de lentilha
Todas as etapas foram realizadas baseadas no procedimento rotineiro
utilizado para a produção de broto de feijão mungo-verde (moyashi),
considerando a semelhança desse com a lentilha (VIEIRA & LOPES, 2001).
3.3.1 Lavagem das sementes
As sementes foram lavadas em recipiente de vidro de tamanho
suficiente para permitir que sementes de baixa qualidade, quebradas e restos
de cascas ficassem na superfície da água e pudessem ser desprezadas. O
procedimento foi repetido por três vezes.
3.3.2 Embebição das sementes
Após a lavagem, as sementes foram transferidas para um recipiente de
vidro com volume de água quatro vezes maior do que o ocupado pelas
sementes. No recipiente, as sementes ficaram embebidas em água durante
oito horas (período noturno), em repouso, e protegidas por uma tela fina para
permitir a ventilação. Tais condições são as mesmas empregadas na produção
de brotos de feijão (VIEIRA & LOPES, 2001).
Haja vista essa produção ter finalidade comercial, as sementes foram
desinfetadas durante o tempo de embebição para prevenir contra-ataque de
fungos e/ou bactérias. Para a desinfecção, foi utilizada a solução de hipoclorito
25
de sódio (2% de cloro) na proporção de 100 mL para cada 10 L de água,
durante todo o período (VIEIRA & LOPES, 2001).
Na Figura 3, é apresentada a caixa utilizada na produção dos brotos.
Figura 3
Caixa térmica de espuma de poliuretano, com dreno lateral,
utilizada para a produção dos brotos de lentilha
3.3.3 Irrigação das sementes
Para cada processo de germinação, foi utilizada uma média de 300
gramas de sementes, o que permitiu uma distribuição homogênea no fundo da
caixa térmica. Após a embebição de doze horas, as sementes foram lavadas
(três vezes) em grande volume de água para eliminação de qualquer resíduo
de hipoclorito de sódio. A caixa térmica (Figura 03) é feita de espuma de
poliuretano, para a máxima conservação das sementes, com tampa removível,
travamento automático ao fechar, capacidade para 24 L com dimensões de
29,3 x 34,8 x 40,4 cm e dreno lateral que permite a eliminação de toda a água
quando inclinada.
Para favorecer a germinação, foram promovidas irrigações com
intervalos de seis horas, durante todo o tempo de desenvolvimento dos brotos.
O volume de água deve ser suficiente para eliminar o calor promovido durante
a germinação, como também para renovar a água que será utilizada no
processo. A drenagem permite que todo o excesso seja eliminado.
3.3.4 Controle da temperatura
26
Um termômetro manual adaptado na lateral da caixa térmica permitiu o
controle da temperatura ambiental, desta forma foi possível detectar qualquer
variação mais acentuada da temperatura.
Os brotos podem ser produzidos em qualquer época do ano, porém a
temperatura deve ser mantida entre 21 e 26 ºC (VIEIRA & LOPES, 2001). Em
temperaturas baixas, há redução no metabolismo dos brotos, aumentando o
tempo para a colheita e favorecendo o crescimento das raízes. Já temperaturas
acima de 30 ºC promovem crescimento de brotos mais finos e longos, portanto,
aumentam o risco de crescimento de fungos e bactérias.
3.3.5 Controle da luz
Os brotos de lentilha, assim como os de feijões, em geral, devem ser
produzidos em total escuridão, daí a opção por uma caixa térmica
completamente vedada contra a ação da luz. A caixa era aberta rapidamente,
apenas para o molhamento, já que a luz pode promover o crescimento de
brotos estiolados, duros e esverdeados, o que não é desejável (VIEIRA &
LOPES, 2001).
3.3.6 Estresse fisiológico
A colocação de pesos sobre os brotos, entre 24 e 48 horas após o
início da produção, favorece a robustez do hipocótilo (caule) e reduz o
comprimento da raiz dos brotos. É recomendado o uso de 6 g de peso/cm
2
de
área de superfície. Os pesos podem ser pedras lavadas e desinfetadas em
água de cloro. Optou-se por preparar frascos plásticos com água, devidamente
pesados e distribuídos sobre um tecido esterilizado e colocados sobre os
brotos. Desta forma, a distribuição foi mais uniforme (Figura 04).
A finalidade do peso é criar um estresse fisiológico que aumenta a
produção de etileno pela planta e promovam alterações nas características de
crescimento dos brotos, tornando-os mais consistentes (VIEIRA & LOPES,
2001).
27
Figura 4
Sementes de lentilha após 48 h de embebição; início da germinação
em sacos plásticos com água, utilizados para promover estresse
fisiológico (pesos)
3.3.7 Colheita dos brotos de lentilha
O tempo entre o início da embebição das sementes e a colheita dos
brotos varia de acordo com a espécie. Em geral, o tempo de cinco a nove dias
é suficiente para a maioria delas. Nesse caso, a colheita foi realizada no 6º dia,
tempo em que os folíolos verdes apresentaram entre 0,5 a 1,0 cm de
comprimento e o hipocótilo tinha cerca de 5 cm de comprimento.
Comercialmente, é desejável que o hipocótilo seja robusto (2 mm de diâmetro)
e as raízes curtas (KYLEN & McCREADY citados por VIEIRA & LOPES, 2001).
3.3.8 Retirada do tegumento
O tegumento que se solta ou fica preso aos cotilédones dos brotos não
causa dano à saúde do broto. No entanto, a retirada do mesmo melhora a
aparência, o sabor dos brotos, como também aumenta o tempo de
conservação do produto na geladeira, já que os tegumentos soltos facilitam o
apodrecimento dos mesmos. A retirada do tegumento foi realizada da seguinte
forma: Os brotos foram transferidos do recipiente de crescimento para outro de
maior volume com água limpa e sofreram agitação manual até o
28
desprendimento do tegumento, com cuidado para evitar rompimento dos
tecidos, tanto do caule e folhas como da raiz.
Após a agitação, o tegumento se separa e, por ser mais leve que os
brotos, tende a ficar na superfície do líquido de onde pode ser retirado
facilmente. Esse processo pode ser repetido com cuidado algumas vezes, até
que, a maioria do tegumento possa ser separado e retirado. É muito importante
lembrar que, para o caso da produção de brotos de lentilha, a retirada de
tegumento é difícil e para que não haja prejuízo na qualidade do alimento
produzido, não houve grande preocupação com relação à retirada de todo o
tegumento.
3.3.9 Embalagem e armazenamento dos brotos
Depois da retirada do tegumento, os brotos foram transferidos para um
escorredor para escoamento e drenagem de toda a água possível. Neste
ponto, recomenda-se uma lavagem com água gelada para retirar o calor dos
brotos e ajudar na conservação. Após o procedimento, os brotos foram
devidamente empacotados em sacos plásticos estéreis com capacidade de 500
g, fechados com fios apropriados para isto e pesados, identificados com
etiquetas, com data de colheita e validade e guardados sob refrigeração para a
realização dos testes posteriores.
Antes da embalagem final, os brotos ficaram durante alguns minutos
em um escorredor para que fosse eliminada toda a água possível.
3.4 Análises microbiológicas
3.4.1 Preparação da amostra
A unidade analítica utilizada nas análises dos brotos foi de 25 gramas,
a qual foi retirada assepticamente da amostra e transferida para um
homogeneizador modelo Stomacher Circulador 400, utilizado para esmagar,
extrair, misturar, homogeneizar e preparar as amostras que serão analisadas,
mantendo-as em suas condições originais, a fim de evitar qualquer tipo de
29
contaminação cruzada, pois nenhuma parte do equipamento entra em contato
direto com a amostra, que fica contida em sacos plásticos. Tal processo
operacional é realizado por duas pás curvas. No início da operação, as pás
esmagam a amostra e circulam os fragmentos em suspensão, provocando uma
ação de agitação de cima para baixo. Tal ação garante uma maior extração de
organismos (bactérias) que estão em suspensão. Após a homogeneização, a
amostra é transferida para 225 mL de água peptonada a 0,1%, previamente
esterilizada.
As análises microbiológicas foram realizadas no Laboratório de
Análises Microbiológicas e Físico-Químicas de Alimentos e Água (LAMAG) da
Universidade Tecnológica Federal do Paraná (UTFPR), Campus Medianeira,
de acordo com a Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA, 2001),
resolução RDC nº12. (Norma: POP MB 009, 2006).
3.4.2 Coliformes totais, coliformes fecais e Escherichia coli pelo Método do
Número Mais Provável (NMP)
Foram preparadas três diluições da amostra, 0,1 mL, 0,01 mL e 0,001
mL e, com uma pipeta de 10,0 mL, inoculada uma série de três tubos de Caldo
Lauril Sulfato Triptose (LST) por diluição, adicionando 1,0 mL da diluição por
tubo com 9,0 mL de LST. Incubados os tubos de LST a 35
o
C por 24 horas e
observado crescimento com produção de gás (Norma: POP MB 009, 2006).
3.4.2.1 Contagem de coliformes totais
A partir dos tubos de caldo Lauril Sulfato triptose (LST) com produção
de gás, foi transferida uma alçada bem carregada de cada cultura para tubos
de Caldo Verde Brilhante Bile (VB). Incubados a 35
o
C por 24 - 48 horas, e
observado crescimento dos coliformes com a produção de gás. Foi também
anotado o número de tubos de VB com produção de gás, o qual é dado
confirmativo da presença de coliformes totais, bem como foi determinado o
Número Mais Provável (NMP)/g em uma tabela de Número Mais Provável,
apropriada às diluições inoculadas (Norma: POP MB 009, 2006).
30
3.4.2.2 Contagem de coliformes fecais
Foram tomados os tubos de LST com produção de gás e transferida
uma alçada bem carregada de cada cultura para tubos de Caldo E. coli (EC).
Incubados em banho-maria 44,5
o
C por 24 horas e observado o crescimento
dos coliformes fecais com produção de gás. Anotado o número de tubos de EC
com produção de gás, confirmativo da presença dos mesmos e determinado o
Número Mais Provável (NMP)/g em uma tabela de Número Mais Provável,
apropriada às diluições inoculadas (Norma: POP MB 009, 2006).
3.4.2.3 Contagem de Escherichia coli
De cada tubo de EC com produção de gás, em 24 ou 48 horas, foi
estriada uma alçada da cultura em placas de Ágar Eosina Azul de Metileno
(EMB). Ao serem incubadas as placas a 35
o
C por 24 horas, observou-se o
desenvolvimento de colônias típicas de Escherichia coli (nucleadas com centro
preto com ou sem brilho metálico).
Das colônias típicas, foram transferidas duas delas que estavam bem
isoladas, para tubos com 3,0 mL de água estéril e seguido o resumo da técnica
utilizada para a identificação de bactérias gram-negativas pelo sistema Bac-
Tray I,II e III (Tabela 2) (Norma: POP MB 009, 2006).
3.4.2.4 Identificação de bactérias gram-negativas pelo sistema de Bac-Tray
3.4.2.4.1 Teste de oxidase
Uma pequena porção de uma colônia foi retirada com alça de platina e
colocada em cima da tira de papel de OXIDASE (DIFCO), já previamente
embebida com água. O desenvolvimento de cor AZUL indicou reação
POSITIVA, assim o próximo passo é o de usar o BAC-TRAY I ou I e II(Tabela
2).
31
Tabela 2 Leitura para identificação bacteriana. BAC-TRAY I, BAC-
TRAY I e
II e BAC-TRAY III
A) BAC-TRAY I OXIDASE NEGATIVA
Código com 4 dígitos
ONPG ADH LDC ODC H
2
S URE VP PD IND CIT
1 2 4 1 2 4 1 2 4 1
5 4 1 1
B) BAC-TRAY II OXIDASE NEGATIVA
Código com 7 dígitos (soma das duas tabelas de BAC-TRAY I e BAC-TRAY II)
MAL RHA ADO SAL ARA INO SOR SAC MAN RAF
2 4 1 2 4 1 2 4 1 2
5 4 1 1
C) BAC-TRAY III OXIDASE POSITIVA
Código com 3 dígitos.
CET ACE MAL CIT MLT ESC CTL ARG URE IND
1 2 4 1 2 4 / 1 2 4
7 1 3
Esta fase trata de preparar uma turvação quase imperceptível, que
toque a alça de platina numa colônia e emulsione-a em 3 mL de água destilada
estéril. Em seguida, inoculou-se 1 mL no canto superior esquerdo do BAC-
TRAY I e II ou III, após uma perfeita homogeneização. O BAC-TRAY foi
inclinado para trás em um ângulo de 45º, para a esquerda e para a direita por
duas vezes e depois para frente, a fim de possibilitar a queda do líquido nos
“pocinhos” onde estão os reativos. O próximo passo foi o de colocar três gotas
de vaselina estéril para vedação. É preciso deixar claro que o BAC-TRAY I (2º,
3º, 4º, 5º e 6º “pocinhos”) corresponde à ADH, LDC, ODC, H
2
S e URE e BAC-
TRAY III (7º, 8º e 9º “pocinhos”) corresponde à CLT, ARG e URE (Tabela 2).
O período de incubação das bactérias é de 18 a 24 horas para os
casos normais. A próxima etapa foi a de colocar de duas a três gotas de Alfa
naftol e hidróxido de potássio no VP (7º “pocinho” do BAC-TRAY I) e fazer a
leitura após vinte minutos. Como a prova foi positiva, a amostra apresentou
uma coloração vermelha. Em seguida, foram adicionadas de duas a três gotas
de cloreto férrico no PD (8º “pocinho” do BAC-TRAY I) e fez-se a leitura após
dois minutos, já que a prova foi positiva e a amostra apresentou coloração
verde. Por fim, foram colocadas de duas a três gotas do reativo KOVAC´S no
32
INDOL (9º “pocinho” do BAC-TRAY I), fez-se a leitura imediata, e como a prova
foi positiva, formou-se um anel de coloração vermelha.
Para verificar qual foi a coloração do BAC-TRAY, bem como a reação
ocorrida na prova, determinou-se o número que identifica a bactéria de acordo
com a tabela fornecida pelo fornecedor. Cada reação tem valor numérico pré-
determinado (1, 2 e 4) quando positivas; e 0 (zero) quando negativas. E assim,
a cada reação positiva, fez-se uma marcação com um círculo em torno dos
números correspondentes. Cada três reações formam um bloco a contar da
esquerda para a direita. Finalmente, os valores obtidos nas reações positivas
de cada bloco foram somados.
Na última prova, o CITRATO teve valor 1 (um) quando positivo; e valor
0 (zero) quando negativo, quando utilizado apenas o BAC-TRAY I. Quando se
acrescentou, também, o BAC-TRAY II, o resultado desta prova foi “somado” ao
resultado das duas provas iniciais do BAC-TRAY II, ou seja, MALONATO com
valor 2 (dois) e THAMNOSE com valor 4 (quatro) (Tabela 2).
3.4.3 Determinação de Salmonella sp
3.4.3.1 Pré-enriquecimento
Foi transferida uma porção de 25 gramas de brotos de lentilha para um
frasco de homogeneização previamente esterilizado e tarado. Adicionados 225
mL de Caldo de pré-enriquecimento e homogeneizada a amostra. O conteúdo
do homogenizador foi transferido para um Erlenmeyer contendo Caldo de Pré-
enriquecimento e incubadona 35
o
C por 18 - 24 horas, com a tampa
ligeiramente afrouxada.
3.4.3.2 Enriquecimento seletivo
A obtenção do enriquecimento seletivo do material exige cuidado
minucioso, portanto, o procedimento inicial foi o de agitar delicadamente o
frasco com o caldo de pré-enriquecimento, em seguida foram transferidos 0,1
33
mL para 10,0 mL de Caldo Rappaport Vassiliadis Modificado (RV) e 1,0 mL
para 10,0 mL de Caldo Selenito-Cistina (SC). Ao final, tanto o Caldo Rappaport
como o Caldo Selenito foram, respectivamente, incubados a 41 ºC e35
o
C,
durante 24 horas.
3.4.3.3 Plaqueamento diferencial
Após agitação dos tubos de enriquecimento seletivo, foi transferida
uma alçada do Caldo Selenito-Cistina (SC) em placas de Ágar Salmonella-
Shigella (SS) e estriada uma alçada do Caldo Rappaport Vassiliadis Modificado
(RV) em uma placa de Ágar Entérico de Hectoen (HE). As placas invertidas
foram Incubadas a 35
o
C
por 24 horas para verificar o desenvolvimento de
colônias típicas de Salmonella:
Ágar HE: colônias transparentes, verde-azuladas, com ou sem centro
preto. Cepas fortemente produtoras de H
2
S podem produzir colônias
inteiramente pretas. Em contrapartida, as colônias de fermentadores de
Lactose ou Sacarose são de cor salmão e não transparente.
Ágar SS: Colônias de cor amarelo-claro, transparentes, pequenas, com
ou sem ponto negro.
Ágar BG: Colônias rosa (pink), transparentes, pequenas.
3.4.3.4 Testes para confirmação de Salmonella
Uma pequena porção de uma colônia foi retirada com alça de platina e
colocada em cima da tira de papel de OXIDASE (DIFCO), já previamente
embebida com água. O desenvolvimento de cor AZUL indica reação
POSITIVA, logo foi usado o BAC-TRAY I ou I e II (Norma: POP MB 009, 2006).
Outro procedimento-padrão é o preparo da turvação quase
imperceptível, quando se tocou em um colônia com a alça de platina para
emulsioná-la em 3 mL de água destilada estéril. Inoculou-se 1 mL no canto
superior esquerdo do BAC-TRAY I e II ou III, após uma perfeita
homogeneização. Inclinou-se o BAC-TRAY para trás num ângulo de 45º, para
34
a esquerda e para a direita por duas vezes e depois para frente, para que o
líquido pudesse cair nos “pocinhos” onde estavam os reativos e, para vedação,
foram usadas três gotas de vaselina estéril.
O período de incubação da salmonela é de 18 a 24 horas para os
casos normais. Após este período, foram adicionadas duas a três gotas de Alfa
naftol e hidróxido de potássio no VP (7º “pocinho” do BAC-TRAY I) para que se
fizesse a leitura dos resultados após 20 minutos. A prova positiva das amostras
estudadas apresentou coloração vermelha. Em se confirmando a prova como
positiva, foram adicionadas de duas a três gotas de Cloreto férrico no PD (8º
“pocinho” do BAC-TRAY I), seguido de leitura após dois minutos. A prova
positiva nesse momento se deu pela apresentação da coloração verde na
amostra. Assim, o próximo passo foi a adição de duas a três gotas de reativo
de KOVAC´S no INDOL (9º “pocinho” do BAC-TRAY I), porém, nesta fase, a
leitura foi imediata. Como a prova foi positiva, houve a formação de anel de cor
vermelha.
Para verificar a coloração do BAC-TRAY, a reação ocorrida na prova e
bem como para se determinar o número que identifica a bactéria, utilizou-se a
tabela enviada pelo fornecedor. Nela, cada reação tem valor numérico pré-
determinado (1, 2 e 4) quando positivas; e 0 (zero) quando negativas. Foi feito
um círculo em torno dos números correspondentes a cada reação positiva.
Assim, cada três reações formaram um bloco a contar da esquerda para a
direita. Finalmente somar os valores obtidos nas reações positivas de cada
bloco.
Na última prova, o CITRATO teve valor 1 (um) quando positivo; e 0
(zero) quando negativo, quando utilizado apenas o BAC-TRAY I. Quando se
acrescentou, também, o BAC-TRAY II, o resultado desta prova foi “somado” ao
resultado das duas provas iniciais do BAC-TRAY II, ou seja, MALONATO com
valor 2 e THAMNOSE com valor 4 (Norma: POP MB 009, 2006).
3.5 Análises físico-químicas
As análises físico-químicas foram realizadas no Laboratório de Físico-
Química da UTFPR, Campus de Medianeira e serviram para determinação de
35
acidez titulável, determinação de resíduos de mineral fixo (cinzas) e
determinação de pH, sendo todos esses procedimentos efetuados segundo as
Normas Analíticas do INSTITUTO ADOLFO LUTZ (1985). Todas as análises
físico-químicas foram feitas a partir de preparações homogeneizadas de brotos.
3.5.1 Acidez água-solúvel
Foram pesados dez gramas da amostra de brotos homogeneizados em
um frasco de Erlenmeyer de 200 mL e adicionados 20 mL de água. O frasco foi
então agitado até a formação de uma pasta fina. Foram adicionados mais 80
mL de água, seguido de nova agitação, com cuidado, para evitar que partículas
da amostram se depositassem nas paredes do frasco. Adicionadas duas gotas
de indicador fenoftaleína e promovida titulação com solução de hidróxido de
sódio 0,1 N até coloração rósea.
Cálculo:
V x f x 100 = acidez em mL de solução normal por cento v/p
P x c
Em que:
V = nº de mL de solução de hidróxido de sódio 0,1 gasto na titulação;
f = fator da solução de hidróxido de sódio;
P = nº de gramas da amostra;
c = fator de correção (c= 10, para solução de hidróxido de sódio 0,1N).
3.5.2 Determinação do teor de cinzas (resíduos de mineral fixo)
Foram pesados cinco gramas da amostra em cápsula de porcelana,
previamente aquecida em mufla a 550 ºC, resfriada em dessecador até a
temperatura ambiente, e pesada. A amostra foi seca em estufa, carbonizada
em temperatura baixa e incinerada em mufla a 550 ºC. Resfriada em
dessecador à temperatura ambiente e pesada. Assim, foram repetidas as
36
operações de aquecimento e resfriamento até que se obtivesse peso
constante.
Cálculo:
100 x N = cinzas por cento p/p
P
Em que:
N = n º de g de cinzas; P = n º de g amostra
3.5.3 Determinação do pH
Fundamenta-se na medida da concentração de íons hidrogênio da
amostra. Assim, ajustou-se o pH metro com as soluções tampão de pH 7 e pH 4.
As análises de proteínas (nitrogênio total e protídios), carboidratos e
fibra bruta foram realizadas no Laboratório da FUNDETEC, com base no
método "Aplication Note 300 - Foss. Aprovado por AOAC e AACC", em
Cascavel-PR.
3.6 Nitrogênio total e protídios
A determinação do percentual de nitrogênio e protídios contidos na
amostra de brotos de lentilhas se deu pelo método de Kjeldahl, no qual a
matéria orgânica é decomposta e o nitrogênio existente é transformado em
amônia pela digestão com ácido sulfúrico PA e posterior destilação (Norma:
ISO – 1871 – 1975 - E). Para a determinação de protídios, introduziu-se um
fator de correção relacionado aos diferentes tipos de alimentos e, nesta
pesquisa, foi utilizado o fator de 6,25 (AOAC, 1984).
Foram pesados, em balança analítica, entre 0,25 g e 0,50 g de
amostra, os quais foram transferidos para balão de kjeldahl. Em seguida, foram
adicionados entre 0,18 e 0,20 g de mistura catalítica em 7 mL de ácido sulfúrico
PA e algumas pérolas de vidro. Inicialmente, o digestor foi aquecido lentamente
37
e depois fortemente até emissão de vapores brancos (400ºC). Quando o
líquido se tornou límpido, de tonalidade azul-esverdeada (após 2 horas de
digestão), a amostra foi retirada do digestor, resfriada para que fossem
adicionados 300 mL de água.
Foram colocados de três a quatro grânulos de zinco metálico no balão
de digestão, bem como adicionada a solução de hidróxido de sódio a 50 % até
que a solução se tornasse negra (em torno de 100 mL). O destilado foi
transferido para 25 mL de solução de ácido bórico a 4 % e adicionadas de
quatro a cinco gotas da solução do indicador misto. A solução foi titulada com
ácido sulfúrico 0,1 N ou com ácido clorídrico 0,1 N até a viragem do indicador.
Cálculos
% protídios = % nitrogênio total x F
Em que:
V = mL de solução de ácido sulfúrico 0,1 N ou solução de ácido
clorídrico 0,1 N gasto na titulação,
N = normalidade teórica da solução de ácido sulfúrico 0,1 N ou solução
de ácido clorídrico 0,1 N;
f = fator de correção da solução de ácido sulfúrico 0,1 N ou solução de
ácido clorídrico 0,1 N;
P = massa da amostra em gramas;
F = fator de conversão da relação nitrogênio / proteína, de acordo com
o produto (orientações do MAPA).
3.7 Determinação de carboidratos e fibra bruta
Os carboidratos foram obtidos por diferença:
Carboidratos totais = 100 – (umidade + cinzas + proteínas + lipídios +
fibra bruta), sendo o resultado expresso em %.
A determinação de fibra bruta seguiu a metodologia do Ministério da
Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA, 1991).
38
3.8 Análise sensorial
A análise sensorial foi realizada no LASP e para sua determinação
aplicou-se o teste de aceitação, utilizando escala hedônica estruturada de nove
pontos (9 = gostei extremamente; 1 = desgostei extremamente), segundo
MEILGAARD, et al., (1999), com equipe não treinada de trinta consumidores,
constituída por funcionários, professores e acadêmicos da Universidade, para
avaliar a aceitabilidade dos brotos germinados de lentilhas como alimento in
natura, calculando-se o índice de aceitação (DUTCOSKY, 1996).
Foram avaliados também brotos de feijão e de alfafa, apenas para
traçar um paralelo, visto que esses brotos são consumidos com maior
freqüência, dando aos provadores um parâmetro de paladar comparativo. O
índice de satisfação para as três amostras provadas de forma aleatória foi
expresso em porcentagem.
As amostras de brotos de lentilha, feijão e alfafa, acondicionadas em
sacos plásticos, sob refrigeração, foram transferidas para o LASP, onde foram
separadas em alíquotas de 5 g aproximadamente cada uma; e colocadas em
bandejas brancas de EPS, codificadas com algarismos aleatórios de três
dígitos, e distribuídas sobre a bancada para a avaliação dos provadores
(STONE & SEIDEL, 1985). Para cada provador, foi fornecida água em copos
plásticos para que, após cada prova, pudessem remover qualquer resíduo da
prova anterior, facilitando assim uma melhor avaliação.
As amostras foram distribuídas aleatoriamente e sofriam mudança de
posição para cada um dos provadores. Os provadores faziam a degustação
das amostras uma a uma. Em seguida, anotavam sua avaliação e deixavam
observações sempre que julgavam necessárias. O grau de satisfação para
cada amostra foi expresso pelo emprego de escala hedônica de nove pontos,
fornecida a cada provador, conforme MEILGAARD et al (1999). O índice de
satisfação foi calculado como uma expressão percentual da média do grau de
satisfação (Tabela 03).
39
Tabela 3
Ficha de escala hedônica para avaliar o grau de satisfação. O
provador pode comentar sua avaliação se achar necessário
Data: ____/ _____/ 2007
Provador:
______________________________________________________________
Por favor, avalie as amostras apresentadas; utilize a escala abaixo para descrever o
quanto você gostou ou desgostou da mesma. Marque na escala a opção que melhor
represente o seu julgamento.
Amostra nº _________
Comentários:
( 9 ) gostei extremamente
( 8 ) gostei muito
( 7 ) gostei moderadamente
( 6 ) gostei ligeiramente
( 5 ) não gostei nem desgostei
( 4 ) desgostei ligeiramente
( 3 ) desgostei moderadamente
( 2 ) desgostei muito
( 1 ) desgostei extremamente
40
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Teste de germinação, peso de cem sementes e teor de água
A amostra de sementes de lentilha (Lens esculenta), avaliada
inicialmente quanto à qualidade, apresentou valores médios representados na
Tabela 4. Nela também estão representados os valores médios de teor de água
e peso de cem sementes.
Tabela 4
Qualidade inicial das sementes de lentilhas avaliadas pelo teste de
germinação, peso de cem sementes e teor de água
Parâmetro Médias
Germinação (%) 86
Peso de
cem
sementes (g)
6,18
Teor de água (%) 13
O teste de germinação forneceu valor médio de 86 % de sementes
germinadas, segundo JOYCE e STODDART (2000), para sementes de lentilha
esta temperatura pode variar entre 18 e 25 ºC. Segundo DUKE (1983), a
temperatura ideal para o alto rendimento deve ser de 24 ºC. FREITAS e
NASCIMENTO (2006), ao avaliarem a cultivar Silvina, determinaram um valor
médio de germinação de 91 %, ligeiramente superior ao determinado neste
trabalho para a cultivar PRECOZ, que foi de 86 %.
O teor de água, calculado em base úmida, apresentou valor médio de
13%, considerado elevado quando comparado com os valores da tabela
brasileira de composição de alimentos (TACO, 2006), para semente de lentilha
crua que é de 11,0 %.
O peso de cem sementes apresentou valor médio de 6,18 g, o qual é
superior à média determinada por BRASIL (1992) para Lens culinaris, que
considera de 14 a 23 sementes por grama, correspondendo a valores entre
4,35 e 7,14 g com média de 5,74 g para cem sementes. VIEIRA et al. (1999)
relataram dados obtidos em épocas e locais diferentes para o peso de cem
41
sementes da cultivar PRECOZ de lentilha. Em 1988, em Viçosa-MG, o valor
médio obtido para cem sementes foi de 4,43 g; em 1994, na cidade de
Leopoldina-MG, o valor médio obtido foi de 6,77 g; em Uberaba-MG, no mesmo
ano, pesquisadores obtiveram valor médio de 5,01 g e em 1995, em ensaios
realizados em Janaúba-MG, o valor médio foi de 4,41 g para cem sementes
(VIEIRA et al, 1999).
Diante dos dados supracitados, recorremos à literatura científica
quando informa que o peso de cem sementes varia com o teor de água da
semente, com o acúmulo de massa seca, bem como com as condições
edafoclimáticas do local de produção, logo, apesar de serem dados diferentes,
estão aproximados, inclusive dos encontrados nesta pesquisa.
4.2 Germinação de sementes para produção de brotos alimentícios
A germinação para produção dos brotos de lentilha ocorreu em
ambiente apropriado, com boa ventilação e ausência de luz, temperatura
controlada, utilizando como padrão a produção de brotos de feijão-mungo
(VIEIRA & LOPES, 2001).
Após lavagem das sementes, as mesmas ficaram embebidas em água
com hipoclorito de sódio para evitar crescimento bacteriano por doze horas
(período da noite). Em seguida, foram transferidas para recipiente apropriado e
após 48 horas iniciou-se a germinação. Depois de 48 horas do início da
germinação, aplicou-se peso sobre os brotos para provocar estresse fisiológico
(Figura 4). No terceiro dia de germinação, iniciou-se a medição das partes
componentes do broto, cujos resultados estão expressos na Tabela 5.
Foi retirado um broto da caixa de germinação e medido seu hipocótilo
que apresentou 2,0 cm de comprimento, enquanto a radícula apresentou 1,5
cm de comprimento, sem sinais de folíolos (Figura 5). Após o quarto dia, foi
retirado um novo broto e medidos os comprimentos do hipocótilo e da radícula.
O hipocótilo apresentou comprimento de 3,5 cm e a radícula 2,0 cm com
folíolos ausentes (Figura 6). No quinto dia, repetiu-se o procedimento e as
medidas foram: para o hipocótilo de 5,0 cm e para a radícula de 3,0 cm,
enquanto, o aparecimento de folíolos apresentou 0,3 cm de comprimento
42
(Figura 7). No sexto e último dia de germinação, foi efetuada nova medição. O
hipocótilo apresentou comprimento de 5,5 cm e a radícula 3,5 cm. Os folíolos
se apresentaram com aproximadamente 0,7 cm de comprimento e coloração
verde amarelada com estrutura bem desenvolvida.
Segundo VIEIRA & LOPES (2001), o broto de feijão, cujo hipocótilo
apresenta comprimento acima de 5,0 cm e folíolos entre 0,5 e 1,0 cm, é
considerado como ideal para ser utilizado como broto alimentício.
Tabela 5
Representação dos valores medidos durante os dias de
desenvolvimento dos brotos para o hipocótilo, a radícula e os folíolos
Tempo de germinação (dias)
Brotos de lentilha 3º 4º 5º 6º
Hipocótilo (cm) 2,00 3,50 5,00 5,50
Radícula (cm) 1,50 2,00 2,50 3,00
Folíolos (cm) Ausência Ausência 0,30 0,70
Figura 5
Brotos de lentilha no terceiro dia de germinação, em sacos
plásticos com água, utilizados como peso para promoção de
estresse fisiológico
43
Figura 6 Brotos de lentilha no quarto dia de germinação
Figura 7 Porçõe
s de brotos retirados da caixa térmica de germinação no
quinto dia, mostrando o desenvolvimento dos brotos de lentilha
Figura 8
Broto coletado no sexto dia de germinação, mostrando hipocótilo
(1), radícula (2) e folíolos (3). B – Porção de
brotos prontos para
embalagem e acondicionamento
44
4.3 Análises microbiológicas
Os resultados das análises microbiológicas estão na Tabela 6. O valor
médio obtido para coliformes totais foi acima de 1,1 x 10
4
NMP/g de brotos de
lentilha. O valor médio para coliformes fecais também foi superior a 1,1 x 10
4
NMP/g de brotos de lentilha. Porém, para Escherichia coli, o crescimento ficou
abaixo de 10 UFC/g de brotos de lentilha, isto pode significar que as coliformes
fecais que apresentaram crescimento podem ser de outras cepas como
Enterobacter sp ou Klebsiella sp e não de Escherichia coli (SILVA, 1997). A
utilização de Escherichia coli como indicador de contaminação de origem fecal
presente em água foi proposta em 1892 por Teobaldo Smith, uma vez que esse
microrganismo é encontrado no conteúdo intestinal do homem e de animais
homeotérmicos (FRANCO, 2003).
Na Tabela 6, também está registrado o não crescimento de
Salmonelas. Segundo a Resolução RDC N
0
12, de 2 de janeiro de 2001, do
Ministério da Saúde, a tolerância máxima para amostra indicativa é de 5 x 10
2
NMP/g ou UFC/g de coliformes a 45
0
C e ausência de Salmonella sp/ 25
gramas.
Comparando-se as amostras de brotos de lentilha com os valores
toleráveis, observa-se crescimento de coliformes fecais acima do desejável,
resposta que indica possível contaminação. Tal contaminação pode ser
proveniente da própria estrutura tegumentar da semente ou informar que houve
contaminação fecal durante a manipulação e preparo dos brotos ou na água
utilizada para o desenvolvimento do processo de germinação.
Tabela 6
Resultados das análises microbiológicas de brotos de lentilha, com
NMP/g para coliformes totais e fecais, UFC/g para Escherichia coli
e
pesquisa de Salmonella sp/25g
Amostra Coliformes totais
(NMP/g)
Coliformes fecais
(NMP/g)
Escherichia coli
(UFC/g)
Salmonella
sp/ 25g
Brotos de
lentilha
> 1,1 x 10
4
> 1,1 x 10
4
< 10 Ausência
NMP/g - Número mais provável por grama. UFC/g - Unidade Formadora de Colônias/
grama
45
4.4 Análises físico-químicas
Na Tabela 7, estão representados os valores porcentuais de acidez
para os brotos de lentilha com valor médio de 2,64 %. O pH encontrado
registrou valores médios de 5,48, ou seja, de baixa acidez, fato que pode
justificar o crescimento bacteriano observado nas análises microbiológicas.
O teor de cinzas para a amostra de lentilha com valor médio de 0,6
gramas por 100 gramas de brotos apresentou valor inferior ao obtido por
MEYEROWITZ (1998), que foi de um grama (1,0 g) por 100 gramas de broto.
Quando comparado com valores obtidos para brotos de ervilha e feijão,
observou-se que o teor de cinzas para os brotos de lentilha ficou bem abaixo
do alcançado para ervilha, 1,14 gramas por 100 gramas de broto, e superior ao
teor de cinzas para os brotos de feijão com valor de 0,44 gramas por 100
gramas de brotos.
VILAS BOAS et al (2002) determinaram, para brotos de soja, em base
úmida, com seis dias de germinação, valor médio de 4,62 gramas de cinzas por
100 gramas de broto, valores significativamente superiores em relação ao teor
de cinzas obtidos para os brotos de lentilha.
A tabela brasileira de composição de alimentos (TACO, 2006)
apresenta, para lentilha crua, valores de cinzas de 2,6 gramas por 100 gramas
de sementes cruas, superiores aos obtidos para os brotos de lentilha. A mesma
tabela apresenta um teor de cinzas para os brotos de feijão na faixa de 0,5
gramas por 100 gramas de brotos, ligeiramente inferior aos encontrados para
brotos de lentilha.
Tabela 7
Representação dos valores em porcentagem das análises físico-
químicas para acidez, teor de cinzas e o pH de brotos de lentilha
Amostra Acidez (%) pH Cinzas (%)
Brotos de lentilha 2,64 5,48 0,60
4.5 Análise bioquímica
46
O valor médio obtido na determinação de carboidratos para os brotos
de lentilha está representado na Tabela 08. O valor de 54,35 gramas para 100
gramas de brotos é superior quando comparado ao valor médio determinado
por MEYEROWITZ (1998), que foi de 22,14 gramas por 100 gramas de brotos
de lentilha.
Tabela 8
Relação dos valores obtidos em gramas, da compo
sição bioquímica
para carboidratos, fibra bruta e proteínas em cem gramas de brotos
de lentilha
Brotos de lentilha Carboidratos Fibra bruta Proteínas
g/100g g/100g g/100g
Amostra 54,35 6,24 25,56
Segundo AUGUSTIN
5
et al (1983), citados por VIEIRA e LOPES
(2001), sementes de alfafa apresentam teor de água de 7,4 %, enquanto seus
brotos apresentam 88,3 % de água. Assim, a quantidade de água é 11,9 vezes
maior nos brotos do que nas sementes, como conseqüência, os valores
determinados de carboidratos nos brotos de 3,4 gramas, na verdade,
correspondem a 40,46 gramas (11,9 vezes maior) por 100 gramas de brotos,
valor inferior aos obtidos para os brotos de lentilha.
Ao se aplicado o mesmo critério de cálculo para brotos de feijão-
mungo, verificou-se que o teor médio de água nas sementes foi de 10,1
gramas enquanto seus brotos apresentaram 88,85 % de água. Portanto, a
quantidade de água foi 8,5 vezes maior nos brotos do que nas sementes, e o
valor de 5,0 gramas de carboidratos por 100 gramas de brotos corresponde a
42,52 gramas (8,5 vezes maior), valor inferior ao obtido para os brotos de
lentilha de 54,35 gramas.
O teor de fibra encontrado na análise dos brotos de lentilha (Tabela 8)
foi de 6,24 gramas por 100 gramas de broto, valor muito superior aos 3,05
gramas obtidos por MEYEROWITZ (1998). Segundo esta pesquisa, os brotos
de alfafa apresentaram 1,64 gramas por 100 gramas de brotos e brotos de
feijão-mungo 0,60 gramas por 100 gramas de brotos, valores também muito
5
AUGUSTIN, J.; COLE, C.L.; FELLMAN, J.K.; MATTHEWS, R.H.;TASSINARI, P.L.; WOOD, H. Nutrient content
of sprouted wheat and selected legumes. Cereal Food World 28: 358-61, 1983.
47
inferiores aos determinados para os brotos de lentilha de 6,24 gramas por 100
gramas de brotos.
O mesmo critério foi aplicado para a determinação da taxa de
carboidratos, segundo AUGUSTIN et al (1983), citados por VIEIRA e LOPES
(2001), o teor de fibras em brotos de alfafa foi de 21,89 gramas por 100 gramas
de brotos, enquanto para brotos de feijão-mungo, o valor determinado foi de
6,38 gramas por 100 gramas de broto.
VILAS BOAS et al (2002), ao utilizarem a base úmida para cálculo,
determinaram um valor médio de fibras para brotos de soja com seis dias de
germinação de 9,41 gramas por 100 gramas de brotos, superior aos
determinados para os brotos de lentilha, nesta pesquisa.
Quanto à concentração de proteínas (Tabela 8), o valor de 25,56
gramas por 100 gramas está acima do valor determinado por MEYEROWITZ
(1998), de 8,96 gramas por 100 gramas de brotos.
Considerando o mesmo raciocínio de comparação aplicado para a
concentração de carboidratos, no caso das proteínas, segundo AUGUSTIN et
al (1983), citados por VIEIRA e LOPES (2001), as sementes de alfafa
apresentaram teor de água de 7,4 %, enquanto seus brotos apresentaram
88,30 % de água. Assim, a quantidade de água foi 11,9 vezes maior nos brotos
do que nas sementes, como conseqüência, os valores determinados de
proteínas nos brotos de 4,40 gramas, na verdade, correspondem a 52,36
gramas (11,9 vezes maior) por 100 gramas de brotos, valor superior aos
obtidos para os brotos de lentilha, nesta pesquisa.
O mesmo critério de cálculo foi aplicado para os brotos de feijão-
mungo, o teor médio de água nas sementes foi de 10,1 gramas, enquanto seus
brotos apresentaram 88,85 % de água. Portanto, a quantidade de água foi 8,5
vezes maior nos brotos que nas sementes, e o valor de 3,50 gramas de
proteínas por 100 gramas de brotos corresponde a 29,75 gramas (8,5 vezes
maior), valor bem inferior ao obtido para os brotos de lentilha que foi de 54,35
gramas, nesta pesquisa.
A concentração de proteínas em brotos de lentilha de 54,35 gramas por
100 gramas de broto também se apresenta superior à encontrada por VILAS
BOAS et al (2002), para os brotos de soja com seis dias de germinação,
determinada em base úmida, que foi de 40,9 gramas por 100 gramas de broto.
48
Quando se comparam os resultados obtidos para os brotos de lentilha
com valores referentes às sementes de lentilha crua da Tabela brasileira de
composição dos alimentos (TACO, 2006), observa-se que os valores para
carboidratos são de 64,0 gramas por 100 gramas de sementes, de fibras 16,9
gramas por 100 gramas de sementes e proteínas 23,2 gramas por 100 gramas
de sementes cruas. Praticamente, não houve variação para os valores de
proteínas e carboidratos, sendo o teor de fibra inferior para os brotos
comparados às sementes cruas.
Na produção de brotos de lentilha, foi observado que o tegumento não
se solta com facilidade como os de brotos de feijão, considerando-se que as
provas bioquímicas foram realizadas sem a retirada do tegumento, isto pode
explicar, em parte, os altos valores encontrados para carboidratos, proteínas e
fibras (Tabela 8).
4.5 Análise sensorial
De acordo com os resultados da análise sensorial para os brotos de
lentilha, brotos de feijão e brotos de alfafa, todos apresentaram boa aceitação
pelo público desta pesquisa. Os valores estão representados na Tabela 9.
Para os brotos de lentilha, a média do grau de satisfação foi de 6,03,
segundo a escala hedônica e para os brotos de feijão-mungo e alfafa, a média
de satisfação ficou em 7,03. Da mesma forma, a avaliação quanto ao índice de
satisfação, em porcentagem, apresentou, para os brotos de feijão e alfafa, um
valor coincidente de 78,11 %, enquanto para os brotos de lentilha, o índice foi
de 67,0 %.
Tabela 9
Média do grau de satisfação global e índice de satisfação dos
provadores em relação aos brotos de lentilha, brotos de feijão e
brotos de alfafa.
Amostra Média do grau de satisfação
(1)
Índice de satisfação (%)
Brotos de lentilha 6,03 67,00
Brotos de feijão 7,03 78,11
Brotos de alfafa 7,03 78,11
(1)
Valores médios de 30 provadores (9 = gostei extremamente, 1 = desgostei extremamente)
49
Na Tabela 10, são apresentadas as porcentagens de aceitação e
rejeição dos brotos avaliados. Com relação aos brotos de lentilha, 13,33 % dos
provadores apresentaram rejeição (grau de satisfação na escala hedônica
entre 1 e 4 pontos), 13,33 % foram indiferentes (grau de satisfação na escala
hedônica de 5 pontos) e 73,34 % registraram aceitação (grau de satisfação na
escala hedônica entre 6 e 9 pontos). Para os brotos de feijão, 3,33 % dos
provadores apresentaram rejeição (grau de satisfação entre 1 e 4 pontos),
nenhum dos provadores se mostrou indiferente e 96,67 % apresentaram
aceitação (grau de satisfação entre 6 e 9 pontos). Para os brotos de alfafa,
10,00 % dos provadores apresentaram rejeição (grau de satisfação entre 1 e 4
pontos); 6,67 % foram indiferentes (grau de rejeição 5) e 83,33 %
apresentaram aceitação (grau de satisfação entre 6 e 9 pontos).
Tabela 10
Porcentagens de aceitação, de indiferença e de rejeição dos
provadores em relação aos brotos de lentilha, brotos de feijão e
brotos de alfafa
Amostra % de aceitação % de indiferença % de rejeição
Brotos de lentilha 73,34 13,33 13,33
Brotos de feijão 96,67 0,00 3,33
Brotos de alfafa 83,33 6,67 10,00
Os brotos de feijão e de alfafa apresentaram o mesmo índice de
satisfação, porém, os brotos de alfafa apresentam maior rejeição que os de
feijão. Com relação aos brotos de lentilha, o percentual de indiferença se
apresentou o mais elevado quando comparado aos de feijão e alfafa, assim
como a rejeição também foi mais elevada.
Considerando a qualidade nutricional das sementes de lentilha quando
comparadas às sementes de feijão, é possível supor que os brotos produzidos
a partir dessas sementes também apresentaram qualidades que permitem que
sejam indicados como alimento.
50
CONCLUSÕES
A cultivar utilizada, PRECOZ, apresentou germinação no segundo dia
de embebição, sem necessidade de superação de dormência, com taxa de
germinação elevada (86%) e desenvolvimento de brotos saudáveis e
vigorosos.
As provas microbiológicas servem como alerta já que o crescimento
bacteriano para coliformes fecais ficou muito acima do permitido pela
legislação, isto significa que, possivelmente, para uma produção em escala
comercial, haja necessidade de um tratamento preventivo antes da produção
dos brotos.
As provas microbiológicas demonstram a qualidade apresentada pelos
brotos de lentilha. A concentração de carboidratos acima de 54,35 gramas por
100 gramas de brotos talvez se deva ao fato da impossibilidade da retirada de
todo o tegumento após o desenvolvimento. A concentração de fibra bruta com
valor de 6,24 e a taxa de proteínas de 25,56 gramas por 100 gramas de broto
confirmam o grau de qualidade nutricional desse alimento.
Com relação à rejeição, maior para os brotos de lentilha do que para os
de feijão e alfafa, isto pode ser explicado pelo fato de ter sido utilizado um
painel de provadores não treinados, que normalmente não utilizam brotos na
sua dieta alimentar, porém, quando o fazem, utilizam brotos de feijão ou de
alfafa que se encontram mais disponíveis nos mercados e lojas de produtos
naturais, o que não ocorre com os brotos de lentilha. O alto índice de
indiferença aos brotos de lentilha leva a concluir que, talvez, a disponibilidade
deste tipo de broto no mercado possa incrementar sua aceitabilidade e
utilização como broto alimentício na dieta alimentar.
A facilidade na obtenção destes brotos, podendo ser produzidos em
casa sem utilização de equipamentos caros ou sofisticados, e as altas taxas de
proteínas e fibras encontradas nas análises bioquímicas indicam que os
mesmos podem ser utilizados na dieta diária das pessoas, como complemento
alimentar de alto valor nutritivo.
51
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