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VANESSA LOPES SILVA
CARACTERIZAÇÃO DE LIGNINAS DE Eucalyptus spp. PELA TÉCNICA DE
PIRÓLISE ASSOCIADA À CROMATOGRAFIA GASOSA E À
ESPECTROMETRIA DE MASSAS
Dissertação apresentada à
Universidade Federal de Viçosa, como
parte das exigências do Programa de
Pós-graduação em Agroquímica, para
obtenção do título de “Magister
Scientiae”
VIÇOSA
MINAS GERAIS - BRASIL
2006
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VANESSA LOPES SILVA
CARACTERIZAÇÃO DE LIGNINAS DE Eucalyptus spp. PELA TÉCNICA DE
PIRÓLISE ASSOCIADA À CROMATOGRAFIA GASOSA E À
ESPECTROMETRIA DE MASSAS
Dissertação apresentada à
Universidade Federal de Viçosa, como
parte das exigências do Programa de
Pós-graduação em Agroquímica, para
obtenção do título de “Magister
Scientiae”
APROVADA: 28 de agosto de 2006.
______________________________
Prof. Gustavo Ventorim
______________________________
Prof. Efraim Lázaro Reis
______________________________
Prof
a
. Célia Regina Álvares Maltha
(Co-Orientador)
______________________________
Prof. Jorge Luiz Colodette
(Co-Orientador)
__________________________________
Prof. Luiz Cláudio de Almeida Barbosa
(Orientador)
ads:
ii
A Deus.
Aos meus pais Aloir e Lúcia.
Aos meus irmãos Luciano e Felipe.
Dedico
iii
AGRADECIMENTO
A Deus, por ter me dado forças para enfrentar os obstáculos da vida.
A toda a minha família, pelo apoio constante e incondicional, em
especial aos meus pais Aloir e Lúcia, pela presença e pelo carinho.
Ao Professor Luiz Cláudio de Almeida Barbosa, orientador dedicado e
crítico perspicaz, por sua valiosa colaboração no desenvolvimento do trabalho,
no aperfeiçoamento da dissertação e, principalmente, por sua amizade e
paciência.
Aos Professores Célia Regina A. Maltha e Antônio Jacinto Demuner,
pela amizade, pela atenção e pelo estímulo permanente.
Ao Professor Jorge Luiz Colodette, pela colaboração durante o
desenvolvimento das atividades.
À Universidade Federal de Viçosa (UFV) e ao Departamento de Química
(DEQ), pela oportunidade de realização deste trabalho de pesquisa.
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico
(CNPq), pela concessão da bolsa de estudo.
Aos meus amigos do Laboratório de Análise e Síntese de Agroquímicos
(LASA) e do Laboratório de Celulose e Papel (LCP) Mariluze, Flaviano, Thiago,
Juliana, Ulisses, Cristiane, Francisco, Marco, Fabrício, Silvia, Cleiton, Rafael,
Guilherme, Filipe, Jodieh, Robson, Marcelo, Onel, Flaviana, Roberta, Andréia,
Lívia e Paulo, pela colaboração, amizade e convivência agradável.
Aos funcionários do DEQ, em especial ao Sr. Antônio, ao José Luiz e ao
Márcio, pela atenção, cooperação e amizade.
Aos meus amigos do DEQ, pelo companheirismo.
A todos que, direta ou indiretamente, colaboraram para a realização
deste trabalho.
iv
BIOGRAFIA DO AUTOR
VANESSA LOPES SILVA, filha de Aloir Rodrigues da Silva e Lúcia
Elena Lopes da Silva, nasceu em 04 de março de 1981, em Belo Horizonte,
Minas Gerais.
Em março de 2000, iniciou o Curso de Química na Universidade Federal
de Viçosa, graduando-se em julho de 2004. Durante a graduação trabalhou no
Laboratório de Análise e Síntese de Agroquímicos.
Em agosto de 2004, iniciou o Curso de Mestrado em Agroquímica na
Universidade Federal de Viçosa, Viçosa, Minas Gerais, sob orientação do
Professor Luiz Cláudio de Almeida Barbosa, tendo desenvolvido seus trabalhos
no Laboratório de Análise e Síntese de Agroquímicos, submetendo-se à defesa
da dissertação em agosto de 2006.
v
ÍNDICE
LISTA DE FIGURAS..................................................................................... vii
LISTA DE TABELAS.................................................................................... xi
LISTA DE ABREVIATURAS........................................................................ xii
RESUMO...................................................................................................... xiii
ABSTRACT.................................................................................................. xv
INTRODUÇÃO GERAL................................................................................ 1
Referências.................................................................................................. 8
ARTIGO........................................................................................................ 11
Resumo................................................................................................... 11
1. Introdução...................................................................................... 11
2. Material e Métodos....................................................................... 13
2.1. Coleta e preparo da amostra..................................................... 13
2.2. Extração com acetona............................................................... 14
2.3. Determinação da lignina total.................................................... 14
2.4. Isolamento da lignina pelo método da lignina de madeira
moída ou lignina Bjorkman (“Milled Wood Lignin” – MWL).......
15
2.5. Determinação da relação S/G pela oxidação por
nitrobenzeno.......................................................................... 16
2.6. Análise por espectroscopia no infravermelho........................... 17
2.7. Pirólise acoplada à cromatografia gasosa e à espectrometria
de massas (Pi-CG/EM).............................................................. 17
vi
3. Resultados e Discussão................................................................ 18
3.1. Caracterização das madeiras de eucaliptos.............................. 19
3.2. Identificação dos compostos por Pi-CG/EM............................. 21
3.3. Determinação da relação S/G por Pi-CG/EM............................ 36
4. Conclusão....................................................................................... 41
5. Referências....................................................................................... 42
CONCLUSÃO GERAL.................................................................................. 45
ANEXOS....................................................................................................... 46
vii
LISTA DE FIGURAS
INTRODUÇÃO GERAL
Figura 1 –
Precursores primários da lignina........................................... 2
Figura 2 –
Esquema de uma estrutura química da lignina de coníferas. 4
Figura 3 –
Esquema de uma estrutura química da lignina de folhosas.. 5
ARTIGO
Figura 1 –
Precursores primários da lignina........................................... 12
Figura 2 –
Organograma das atividades desenvolvidas......................... 19
Figura 3 –
Pirogramas da serragem de E. grandis nas temperaturas
de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C............................ 22
Figura 4 –
Pirogramas da serragem livre de extrativos de E. grandis
nas temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C 25
Figura 5 –
Compostos derivados da lignina encontrados nos
pirogramas da serragem e da serragem livre de extrativos
de E.grandis e E. urograndis, nas temperaturas de 300,
350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C.......................................... 26
Figura 6 –
Compostos derivados dos carboidratos encontrados nos
pirogramas das serragens com e sem extrativos de
E.grandis e E. urograndis, nas temperaturas de 300, 350,
400, 450, 500, 550 e 600 °C.................................................. 27
Figura 7 –
Pirogramas do extrativo em acetona de E. urograndis nas
temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C. AG
= ácidos graxos, AL = álcoois graxos, CA = compostos
aromáticos, H = hidrocarbonetos, EG = ésteres graxos e NI
= compostos não-identificados..............................................
31
Figura 8 –
Pirogramas da lignina (MWL) de E. urograndis, nas
temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600°C........ 33
Figura 9 –
Três diferentes compostos identificados na pirólise da
lignina (MWL) de E. grandis e E. urograndis nas
temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C....... 36
Figura 10 –
Relação S/G da serragem, da serragem sem extrativo e da
lignina (MWL) de E. grandis (A) e E. urograndis (B), nas
temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C....... 37
viii
Figura 11 –
Pirogramas da lignina de E. urograndis em diferentes
quantidades de amostra na temperatura de 550 °C. A: ~ 25
μg, B: ~ 50 μg e C: 100 μg..................................................... 39
ANEXOS
Figura 1A.1
–
Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por
nitrobenzeno de E. grandis (repetição 1).................................. 47
Figura 1A.2
–
Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por
nitrobenzeno de E. grandis (repetição 2). ................................ 47
Figura 1A.3
–
Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por
nitrobenzeno de E. grandis (repetição 3). ................................ 48
Figura 2A.1
–
Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por
nitrobenzeno de E. urograndis (repetição 1)............................. 48
Figura 2A.2
–
Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por
nitrobenzeno de E. urograndis (repetição 2)............................. 49
Figura 2A.3
–
Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por
nitrobenzeno de E. urograndis (repetição 3). ........................... 49
Figura 1B –
Curva de calibração da vanilina nas concentrações de 0,375;
0,75; 0,125 e 1,5 mmol/L........................................................... 50
Figura 2B –
Curva de calibração da siringaldeído nas concentrações de
0,825; 1,65; 2,475; e 3,3 mmol/L............................................... 50
Figura 1C –
Espectros no infravermelho (KBr) do extrativo de E.
grandis....
51
Figura 2C –
Espectros no infravermelho (KBr) do extrativo de E.
urograndis.................................................................................. 51
Figura 3C –
Espectros no infravermelho (KBr) da lignina (MWL) de E.
grandis....................................................................................... 52
Figura 4C –
Espectros no infravermelho (KBr) da lignina (MWL) de E.
urograndis.................................................................................. 52
Figura 1D –
Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
300 °C....................................................................................... 53
Figura 2D –
Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
350 °C....................................................................................... 53
Figura 3D –
Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
400 °C....................................................................................... 54
ix
Figura 4D –
Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
450 °C........... 54
Figura 5D –
Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
500 °C....................................................................................... 55
Figura 6D –
Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
550 °C....................................................................................... 55
Figura 7D –
Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
600 °C....................................................................................... 56
Figura 1E –
Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 300 °C.............................................................. 57
Figura 2E –
Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 350 °C.............................................................. 57
Figura 3E –
Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 400 °C.............................................................. 58
Figura 4E –
Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 450 °C.............................................................. 58
Figura 5E –
Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 500 °C.............................................................. 59
Figura 6E –
Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 550 °C.............................................................. 59
Figura 7E –
Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 600 °C.............................................................. 60
Figura 1F –
Pirograma do extrativo em acetonade E. grandis, na
temperatura de 300 °C.............................................................. 61
Figura 2F –
Pirograma do extrativo em acetonade E. grandis, na
temperatura de 350 °C.............................................................. 61
Figura 3F –
Pirograma do extrativo em acetonade E. grandis, na
temperatura de 400 °C.............................................................. 62
Figura 4F –
Pirograma do extrativo em acetonade E. grandis, na
temperatura de 450 °C.............................................................. 62
Figura 5F –
Pirograma do extrativo em acetonade E. grandis, na
temperatura de 500 °C.............................................................. 63
Figura 6F –
Pirograma do extrativo em acetonade E. grandis, na
temperatura de 550 °C.............................................................. 63
Figura 7F –
Pirograma do extrativo em acetonade E. grandis, na
temperatura de 600 °C.............................................................. 64
x
Figura 1G –
Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de
300 °C....................................................................................... 65
Figura 2G –
Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de
350 °C....................................................................................... 65
Figura 3G –
Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de
400 °C....................................................................................... 66
Figura 4G –
Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de
450 °C....................................................................................... 66
Figura 5G –
Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de
500 °C....................................................................................... 67
Figura 6G –
Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de
550 °C....................................................................................... 67
Figura 7G –
Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de
600 °C....................................................................................... 68
xi
LISTA DE TABELAS
ARTIGO
Tabela 1 –
Teores de lignina Klason total (%) e relação S/G pela
oxidação por nitrobenzeno nas espécies de E. grandis e E.
urograndis..................................................................................
20
Tabela 2 –
Compostos identificados na Pi-CG/Em da serragem de E.
grandis e respectivas áreas relativas (%), nas temperaturas
de 300 a 600 °C........................................................................ 23
Tabela 3 –
Compostos identificados na Pi-CG/Em da serragem de E.
urograndis e respectivas áreas relativas (%), nas
temperaturas de 300 a 600 °C.................................................. 24
Tabela 4 –
Compostos identificados na Pi-CG/EM da serragem livre de
extrativos de E. grandis e respectivas áreas relativas (%), nas
temperaturas de 300 a 600 °C.................................................. 29
Tabela 5 –
Compostos identificados na Pi-CG/EM da serragem livre de
extrativos de E. urograndis e respectivas áreas relativas (%),
nas temperaturas de 300 a 600 °C........................................... 30
Tabela 6 –
Constituintes químicos identificados no extrativo em acetona
da madeira de E. grandis e E. urograndis................................. 32
Tabela 7 –
Compostos identificados na Pi-CG/EM da lignina (MWL) de E.
grandis e respectivas áreas relativas (%), nas temperaturas
de 300 a 600 °C.................................................. 34
Tabela 8 –
Compostos identificados na Pi-CG/EM da lignina (MWL) de E.
urograndis e respectivas áreas relativas (%), nas
temperaturas de 300 a 600 °C..................................................
35
Tabela 9 –
Relação S/G determinada na Pi-CG/EM serragem de E.
grandis e E. urograndis............................................................. 40
Tabela 10 –
Relação S/G determinada na Pi-CG/EM serragem sem
extrativo de E. grandis e E. urograndis..................................... 41
Tabela 11 –
Proporção entre as unidades siringila (S): guaiacila (G): p-
hidroxifenila (H) da serragem com e sem extrativo de E.
grandis e E. urograndis e na lignina (MWL) de E. grandis, na
temperatura de 600 °C.............................................................. 41
xii
LISTA DE ABREVIATURAS
AG
Ácido graxo
AL
Álcool graxo
C
Carboidratos
CA
Compostos aromáticos
CLAE
Cromatografia líquida de alta eficiência
ECF
Elemental chlorine free (livre de cloro elementar)
EG
Éster graxo
G
Unidade guaiacila
H
Unidade p-hidroxifenila
IV
Infravermelho
LG
Lignina guaiacila
LG-S
Lignina guaiacila-siringila
LH-G
Lignina p-hidroxifenila-guaiacila
LH-G-S
Lignina p-hidroxifenila-guaiacila-siringila
LM
Derivado de modificado de lignina
LS
Lignina siringila
MWL
Milled wood lignin (lignina de madeira moída)
NI
Não identificado
Pi-CG/EM
Pirólise acoplada à cromatografia gasosa e à espectrometria de massas
S
Unidade siringila
S/G
Relação siringila/guaiacila
TCF
Totally chlorine free (totalmente livre de cloro)
TFA
Ácido trifluoroacético
xiii
RESUMO
SILVA, Vanessa Lopes, M. S., Universidade Federal de Viçosa, agosto de
2006. Caracterização de ligninas de Eucalyptus spp. pela técnica de
pirólise associada à cromatografia gasosa e à espectrometria de
massas. Orientador: Luiz Cláudio de Almeida Barbosa. Co-Orientadores:
Célia Regina Álvares Maltha, Jorge Luiz Colodette e Antônio Jacinto
Demuner.
A lignina é um dos principais componentes da madeira, assim como a
celulose e a hemicelulose. Sabe-se que a composição da lignina em relação às
quantidades de unidades siringila (S) e guaiacila (G) pode afetar a eficiência da
polpação kraft. Portanto, este trabalho foi realizado com o objetivo de
desenvolver uma metodologia para a determinação da relação S/G em
madeiras de Eucalyptus spp., utilizando-se a pirólise acoplada à cromatografia
gasosa e espectrometria de massas (Pi-CG/EM), com vistas à seleção de
clones de eucalipto para a polpação kraft. Foram realizadas análises de Pi-
CG/EM da serragem, da serragem livre de extrativos, do extrativo em acetona
e da lignina (MWL) das espécies de Eucalyptus grandis e Eucalyptus
urograndis, nas temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C. Na
análise dos pirogramas da serragem sob as várias temperaturas, notou-se a
presença de muitos monômeros fenólicos derivados da lignina e diversos
compostos furânicos e pirânicos oriundos da desidratação e rearranjo dos
carboidratos. Na temperatura de 600 °C foi observado que a abundância
relativa de compostos derivados dos carboidratos superava a de compostos
originários da lignina. A relação S/G variou muito em função da temperatura,
sendo que a 300 °C foi obtida a máxima relação S/G em ambas as espécies de
Eucalyptus. Observou-se, durante os experimentos, que a quantidade de
amostra a ser pirolisada também interfere na relação S/G, além da
temperatura. As análises dos pirogramas das serragens livres de extrativos
mostraram comportamento semelhante ao da serragem com extrativo. Na
análise dos pirogramas dos extrativos em acetona, notou-se a presença de
vários ácidos graxos, hidrocarbonetos, álcoois, compostos aromáticos e éster
graxo. Já nas análises dos pirogramas das ligninas (MWL) ficou evidenciado
que a relação S/G foi muito parecida com a da madeira com extrativo na
temperatura de 550 °C. Nas temperaturas mais baixas, somente alguns
compostos foram volatilizados, enquanto a 600 °C muitos compostos foram
degradados, formando derivados modificados da lignina, por exemplo o 3-
xiv
metoxicatecol. Os estudos realizados demonstraram que a utilização da Pi-
CG/EM é ferramenta poderosa para a caracterização da relação S/G, devido a
sua alta sensibilidade. A temperatura de 550 °C indicou ser a mais adequada
para a pirólise da serragem. Na pirólise da serragem sem extrativo, dos
extrativos em acetona e da lignina (MWL), notou-se que os extrativos
influenciam pouco a determinação da relação S/G, já os carboidratos, mais do
que os extrativos. A metodologia desenvolvida neste trabalho mostrou-se eficaz
na determinação da relação S/G na serragem com extrativo e sem extrativo,
visto que a utilização dos oito compostos marcadores dos derivados de lignina
(guaiacol, 4-metilguaiacol, 4-vinilguaiacol e trans-isoeugenol, siringol, 4-
metilsiringol, 4-vinilsiringol e trans-propenilsiringol) na temperatura de 550 °C
foi satisfatória na determinação da relação S/G. Isso possibilitará às indústrias
determinarem a relação S/G em espécies de Eucalyptus de maneira mais
rápida do que pela oxidação por nitrobenzeno.
xv
ABSTRACT
SILVA, Vanessa Lopes, M.S., Universidade Federal de Viçosa, august 2006.
Characterizing the lignins of Eucalyptus spp. by the pyrolysis technique
associated to both gas chromatography and mass spectrometry.
Advisers: Luiz Cláudio de Almeida Barbosa. Co-adviser: Célia Regina
Álvares Maltha, Jorge Luiz Colodette and Antônio Jacinto Demuner.
Lignin is one of the main wood components as well as the cellulose and
hemicellulose. It is known that the composition of lignin relative to the amounts
of unit syringyl (S) and guaiacyl (G) can affect the efficiency of the kraft
pulping. Thus, this work was carried out to develop a methodology for the
determination of the S/G relationship in the Eucalyptus spp. wood, by using the
pyrolysis coupled to the gas chromatography and mass spectrometry (Pi-
CG/EM), in order to selecting eucalyptus clones for kraft pulping. Some analyses
were accomplished for Pi-CG/EM of the wood, extractive-free wood, acetone
extractive and lignin (MWL) of the Eucalyptus grandis and Eucalyptus
urograndis species at the temperatures of 300, 350, 400, 450, 500, 550 and 600
°C. When analyzing the pyrograms of the wood under several temperatures, The
presence of many phenolic monomers from the lignin and several furanic and
pyranic compounds originating from either dehydration and the carbohydrate
rearrangements were observed, when analyzing the wood pyrograms. At 600
o
C
temperature, the relative abundance of the compounds from the carbohydrates
overcame that of the compounds originating from lignin. The S/G relationship
largely varied as a function of the temperature, and the maximum S/G
relationship in both species of Eucalyptus were obtained at 300 °C. Besides the
temperature, the amount of the sample to be pyrolised was observed to interfere
into S/G relationship. The analyzed pyrograms of the extractive-free woods
showed a similar behavior to that of the wood with extractive. When analyzing
the pyrograms of the acetone extractives, the following presence were observed:
several fatty acids, hydrocarbons, alcohols, aromatic compounds and fatty ester.
In the analyses of the lignin pyrograms (MWL), however, the S/G relationship
was very similar to that of the wood with extractive at 550 °C temperature. At the
xvi
lowest temperatures, only few compounds were volatilized, whereas at 600 °C
many compounds were degraded, therefore composing lignin-modified
derivatives, such as 3-methoxycatechol. The accomplished studies showed the
uses of the Pi-CG/EM to be a powerful tool for the characterization of the S/G
relationship because its high sensibility. The temperature at 550 °C showed to be
most appropriate for the pyrolysis of the wood. In the pyrolysis of the
extractiveless wood, acetone extractives and lignin (MWL), it was noticed that
the extractives have just few influence on the determination of the S/G
relationship, and the carbohydrates more than the extractives. The methodology
developed in this work showed to be effective for determination of the S/G
relationship in both wood with and without extractives, since the use of those
eight marker compounds for lignin derivatives (guaiacol, 4-methylguaiacol, 4-
vinylguaiacol and trans-isoeugenol, syringol, 4-methylsyringol, 4-vinylsyringol
and trans-propenylsyringol) at 550 °C temperature were satisfactory in
determining the S/G relationship. This result will be useful to the industries, as
making possible the determination of the S/G relationship in Eucalyptus species
on a faster way than by the nitrobenzene oxidation.
1
CARACTERIZAÇÃO DE LIGNINAS DE Eucalyptus spp. PELA TÉCNICA DE
PIRÓLISE ASSOCIADA À CROMATOGRAFIA GASOSA E À
ESPECTROMETRIA DE MASSAS
Introdução Geral
O termo lignina foi introduzido em 1838 por Anselme Payen para designar o
resíduo solúvel obtido no tratamento da madeira por ácido nítrico concentrado.
Durante um longo período, a constituição química desse resíduo permaneceu
obscura. Em 1917, Peter Klason propôs que a lignina poderia ser classificada
como uma substância macromolecular constituída de unidades do álcool
coniferílico mantidas juntas através de ligações do tipo éter. Em 1940, estudos
baseados em reações clássicas da Química Orgânica levaram à conclusão de
que, de forma geral, a lignina era constituída de unidades fenilpropanóides unidas
por ligações éter e carbono-carbono (SJOSTRÖM, 1981).
Atualmente, sabe-se que a lignina é um polímero natural complexo
composto por macromoléculas tridimensionais de origem fenilpropano, sendo
encontrada na parede celular de alguns vegetais, representando cerca de 20 a
30% da biomassa. A presença da lignina na parede secundária das células
diferenciadas (fibras, traqueídeos, esclereídeos) constitui uma matriz polimérica,
que confere rigidez e resistência à compressão e também é responsável pelo
caráter hidrofóbico da matriz de polissacarídeos da parede celular.
Os aspectos gerais da polimerização da lignina e da biossíntese de seus
monômeros são estudados há mais de 40 anos (SARKANEN, 1971; CHEN, 1991;
SEDEROFF e CHANG, 1991).
A modificação da biossíntese de ligninas é um campo bastante atrativo para
pesquisas em razão do seu grande potencial econômico. Árvores transgênicas
com quantidades reduzidas de lignina ou com suas composições alteradas podem
apresentar diferentes “performances” agronômicas e na polpação de madeiras
(HALPIN et al., 1994; NI et al., 1994; PIQUEMAL et al., 1998; VOM ENDT et al.,
2000, GOMIDE et al., 2005). Na polpação de madeiras, a composição da lignina é
um importante parâmetro no que se refere à taxa de deslignificação, consumo de
2
reagentes químicos e rendimento de polpa.
A biossíntese da lignina nas plantas é realizada pela rota do ácido
chiquímico, sendo este convertido em ácido prefênico e, posteriormente,
transformado nos aminoácidos tirosina e fenilalanina. Esses dois aminoácidos são
os pontos de partida para a produção dos álcoois p-cumarílico, coniferílico e
sinapílico (Figura 1) nas vesículas de Golgi. Esses três precursores são a base do
polímero da lignina, lignina p-hidroxifenila (H) derivada do álcool p-cumarílico,
Guaiacila (G) derivada do álcool coniferílico e a Siringila (S) do álcool sinapílico
(SARKANEN, 1971; FENGEL e WEGNER, 1983).
OH
OCH
3
OH
CH
3
O
Álcool
sinapílico
OH
OCH
3
OH
1
2
3
4
5
6
α
β
γ
Álcool
coniferílico
OH
OH
Álcool
p-cumarílico
Figura 1 – Precursores primários da lignina.
Esses precursores entram em contato com enzimas desidrogenases
(perioxidases e lacases), conduzindo a abstração inicial de um hidrogênio
radicalar no fenol, o que dá inicio a todo o processo de polimerização nos sítios de
lignificação (FREUDENBERG e NEICH, 1968).
As ligações para a formação da lignina podem ocorrer nos átomos de
carbono da cadeia lateral do propano, no núcleo aromático e na hidroxila fenólica.
A ligação de principal ocorrência entre as unidades de fenilpropano é do tipo β-O-4
(éter-arila). Além dessa ligação, outros tipos podem ocorrer, como as ligações 4-
O-5, 1-O-4, α-O-4, 5-5, 1-5, β -5, β-1, β-β e as ligações condensadas nos
carbonos 2 e 6 (Figura 1).
A lignina é encontrada em muitas espécies do reino vegetal, porém as
proporções dos álcoois p-cumarílico, coniferílico e sinapílico não são as mesmas
em todas elas e variam de acordo com a espécie, o tecido e a localização na
parede celular (RODRIGUES et al., 2001; RODRIGUES et al., 1999). Assim, as
3
ligninas foram classificadas de acordo com as quantidades relativas de unidades
p-hidroxifenila, unidades guaiacila e unidades siringila.
A classificação atual divide as ligninas em duas classes principais: lignina
guaiacila (tipo G) e lignina guaiacila-siringila (tipo G-S), com as ligninas p-
hidroxifenila-guaiacila (tipo H-G) e p-hidroxifenila-guaiacila-siringila (tipo H-G-S),
sendo subclasses das ligninas tipo G e G-S, respectivamente.
A lignina guaiacila (G) é a lignina do grupo das gimnospermas, com
exceção das gimnospermas que apresentam relações de afinidades mais estreitas
com as angiospermas (Welwitschia, Ephedra e Gentum), dos gêneros Tetraclinus,
Podocarpus, da ordem Cycadales e da divisão Pterophyta. A sua formação é
basicamente a partir da polimerização do álcool coniferílico. Já a lignina p-
hidroxifenila-guaiacila (H-G) é a lignina das madeiras de compressão das árvores
de coníferas. A sua formação envolve a polimerização do álcool coniferílico e p-
cumarílico. A produção da lignina H-G se deve às modificações na fisiologia da
árvore, em resposta ao estresse ou ferimento. Uma estrutura típica da lignina de
conífera está mostrada na Figura 2.
A lignina guaiacila-siringila (G-S) é a lignina pertencente ao grupo das
angiospermas, das coníferas excepcionais e de algumas espécies da divisão
Pterophyta. A sua formação é principalmente a partir da co-polimerização do
álcool coniferílico e do álcool sinapílico. A lignina p-hidroxifenila-guaiacila-siringila
(H-G-S) ocorre nos tecidos lenhosos das gramíneas. As ligninas são compostas
de núcleos de lignina do tipo G-S, com grupos periféricos de unidades dos ácidos
4-hidroxicinâmico e ferúlico, sendo o 4-hidroxicinâmico o mais comum. Os grupos
periféricos são ligados aos grupos de hidroxila do núcleo nas posições C-α e C-β
das cadeias laterais, e com menor freqüência através das ligações α-aril-éter. A
Figura 3 ilustra uma estrutura de lignina de folhosas.
4
CH
CH
3
O
CH
O
CHO
CH
CHOH
CH
2
OH
OCH
CH
2
OH
CH
OCH
3
O
HC
CH
CH
2
OH
CH
3
O
OCH
CH
2
OH
CHOH
CH
3
O
OH
C
OH
OCH
3
O
CH
CH
2
OH
O
CH
3
O
CHOH
CH
CH
2
OH
O
CH
3
O
CHOH
O
CH
CH
2
OH
OH
CH
3
O
OCH
3
CH
CH
O
CH
CH
2
O
CH
CH
2
OH
OCH
3
CHOH
OH
CH
3
O
HC
O
CH
2
OH
O
CH
3
O
CHOH
CH
CH
2
OH
O
CHOH
OCH
3
CH
CH
2
OH
OH
CH
3
O
CH
CH
CH
2
OH
O
O
CH
3
O
CHOH
CH
CH
2
OH
O
Fonte: Gierer (1980)
Figura 2 – Esquema de uma estrutura química da lignina de coníferas.
Dentre as espécies de gimnospermas, parece haver pouca variação na
lignina, mas existem grandes diferenças entre as espécies das angiospermas.
Essas diferenças são mais relevantes no que diz respeito à relação
siringila/guaiacila, relação essa que tem influência considerável na taxa de
deslignificação pelo processo kraft (DEL RIO et al., 2004; DEL RIO et al., 2005).
5
CH CH
OCH
3
OH
CH
2
OH
CHOH
OCH
3
O
CHOH
CH
3
O
CH
CH
CH
2
OH
CH
3
O
CH
3
O
O
CH
CH
2
OH
CH O
HC
CH
2
OH
CHOH
OCH
3
O
CH
3
O
CO
O
CH
3
O
CH
CH
2
OH
CHOH
OCH
3
OH
CH
3
O
OCH
3
CH
3
O
OCH
CH
CH
2
OH
O
OCH
3
OCH
CH
CH
2
OH
CH
CH
3
O
OH
CH
CH
2
OH
OCH
3
CH
3
O
O
CH
CH
2
OH
CH
CH
3
O
O
OCH
3
O
OCH
3
CH
3
O
CH
CHOH
CH
2
OH
O
OCH
3
O
CH
3
O
CH
CH CHOHOH
2
C
CH
CH
2
O
O
HC
CH
CH
2
OCH
3
OH
CH
3
O
CH
CH
O
CH
2
CH
CHOH
CH
2
OCH
3
OH
O
CH
CH
3
O
O
CH
CH
OCH
3
CHO
CH
2
OH
CH
2
OH
Fonte: Morais (1994)
Figura 3 – Esquema de uma estrutura química da lignina de folhosas.
A lignina siringila apresenta estrutura mais reativa, sendo esta mais fácil de
ser dissolvida durante o processo de polpação kraft. Logo, acredita-se que
madeiras com alta relação siringila/guaiacila (S/G) sejam mais fáceis de
deslignificar (TSUTSUMI et al., 1995). Porém, essa é uma questão ainda
controversa, pois, enquanto alguns pesquisadores encontram boas correlações na
relação S/G de algumas espécies com menor consumo de álcali e aumento de
rendimento de polpa celulósica, outros questionam esses resultados (WALLIS et
al., 1996). Tal fato se deve à heterogeneidade da madeira dentro da mesma
6
espécie e também ao fato de alguns autores considerarem o rendimento de polpa
diretamente relacionado com a composição polissacarídica da madeira, atribuindo
à estrutura da lignina efeito secundário. Entretanto, acredita-se que benefícios
econômicos e ambientais podem ser alcançados através da utilização de madeiras
modificadas geneticamente para facilitar a deslignificação durante o processo de
polpação. Com esse objetivo, a lignina tem sido alvo da engenharia genética, e
como resultado tem havido incentivo ao desenvolvimento de árvores que
acumulem menos lignina e, ou, que acumulem a lignina que é extraída mais
facilmente durante a polpação (CHIANG, 2001).
Muitos métodos de degradação química têm sido utilizados para a
determinação da relação S/G nas madeiras, por exemplo a oxidação com
permanganato de potássio e a oxidação alcalina com nitrobenzeno (TANAHASHI
e HIGUCHI, 1988; XIE e YASUDA, 2004) e também a acidólise (LUNDQUIST,
1992), tioacetólise (ONA et al, 1997) e a oxidação com CuO (MARTÍNEZ et al.,
1991). Entretanto, esses métodos requerem procedimentos trabalhosos,
demandam tempo e, ainda, necessitam de grande quantidade de amostra de
madeira. Métodos espectrocópicos, como espectroscopia no infravermelho com
transformada de Fourier (FTIR) (FAIX, 1991) e ressonância magnética nuclear
(RMN) (XIE e YASUDA, 2004; MARTÍNEZ et al., 1991), também têm sido
utilizados para determinar a relação S/G em várias madeiras de folhosas. Porém,
é geralmente difícil determinar com precisão a relação S/G da lignina devido à
baixa sensibilidade, à baixa resolução dos espectros e também à necessidade de
extração da lignina da madeira.
A pirólise acoplada à cromatografia gasosa e à espectrometria de massas
(Pi-CG/EM) tem-se mostrado, entretanto, um método rápido e altamente sensível
para caracterizar as estruturas químicas da lignina. Essa técnica permite a análise
de pequena quantidade de amostra sem a necessidade de manipulação prévia e,
ou, isolamento da lignina, que é uma etapa bastante demorada e trabalhosa
(RALPH e RATFIELD, 1991; FAIX et al., 1990; MEIR e FAIX, 1992). A Pi-GC/EM
tem sido utilizada para o cálculo das relações de S/G em madeira, especialmente
em espécies de eucalipto (DEL RÍO, 2005).
A pirólise é definida como a quebra de macromoléculas em fragmentos
menores usando-se somente a energia térmica, na ausência de oxigênio. O
7
comportamento das moléculas em temperaturas elevadas é dependente das
forças de ligação que as mantém unidas. No entanto, as fragmentações que as
macromoléculas sofrem resultam, principalmente, de quebras homolíticas e, em
menor escala, quebras heterolíticas.
Vários trabalhos já foram publicados mostrando os produtos identificados
na pirólise de diferentes tipos de madeiras (GUTIÉRREZ et al., 2004; GUTIÉRREZ
et al., 2006; NONIER et al., 2006; RALPH e HATFIELD, 1991).
Alguns estudos têm sido realizados com o intuito de estudar a relação S/G
das espécies de Eucalyptus em alguns valores preestabelecidos de temperatura
(RODRIGUES et al., 2001; YOKOI et al., 2001). Entretanto, nenhuma informação
foi encontrada sobre a influência da temperatura de pirólise, dos extrativos e dos
carboidratos na determinação da relação S/G em madeiras de Eucalyptus.
Del Rio et al. (2001) pirolisaram a serragem, a lignina kraft, a polpa kraft
não-branqueada e branqueada pelas seqüências TCF “Totally chlorine free” e ECF
“Elemental chlorine free” de E. globulus, na temperatura de 610 °C. As principais
unidades siringila e guaiacila derivadas da degradação da lignina, comuns nos
pirogramas, foram detectadas e chamadas de marcadores dos derivados da
lignina. Dentre esses compostos estão guaiacol, 4-metilguaicol, 4-etilguaiacol, 4-
vinilguaiacol, eugenol, cis- e trans-isoeugenol, como unidades guaiacila; e siringol,
4-metilsiringol, 4-etilsiringol, 4-vinilsiringol, siringaldeído, 4-alilsiringol, cis- e trans-
propenilsiringol, como unidades siringila.
Hernando et al. (2004), utilizando em seu trabalho os marcadores dos
derivados de lignina para a determinação da relação S/G na temperatura de 550
°C, não obtiveram variações significativas nessa relação quando utilizaram todos
os derivados da lignina e somente os marcadores, na espécie de E. globulus. Os
10 marcadores utilizados foram: guaiacol, 4-metilguaiacol, 4-vinilguaiacol, trans-
isoueugenol, coniferaldeído, nas unidades guaiacila; e siringol, 4-metilsiringol, 4-
vinilsiringol e trans-propenilsiringol e sinapaldeído, nas unidades siringila.
Este trabalho teve como objetivo desenvolver uma metodologia para
determinar a relação S/G em madeiras de Eucalyptus grandis e Eucalyptus
urograndis, visando a seleção de clones para a melhoria do processo de polpação
kraft da madeira.
8
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11
CARACTERIZAÇÃO DE LIGNINAS DE Eucalyptus spp. PELA TÉCNICA DE
PIRÓLISE ASSOCIADA À CROMATOGRAFIA GASOSA E À
ESPECTROMETRIA DE MASSAS
Resumo
A pirólise acoplada à cromatografia gasosa e à espectrometria de massas
(Pi-CG/EM) foi usada para caracterizar a serragem, a serragem livre de extrativos,
o extrativo em acetona e a lignina (MWL) das espécies de Eucalyptus grandis e
Eucalyptus urograndis, nas temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600
°C. As análises dos pirogramas da serragem e serragem livre de extrativos
revelaram a presença de vários compostos aromáticos derivados da lignina e
compostos derivados da desidratação e rearranjo dos carboidratos. A análise do
extrato em acetona mostrou a presença de ácidos graxos, compostos fenólicos,
hidrocarbonetos e ésteres. Analisando a lignina, pode-se observar que a relação
S/G na temperatura de 550 °C foi muito semelhante à da madeira com e sem
extrativos. Os resultados apontaram que a metodologia desenvolvida foi muito
eficiente para a determinação da relação S/G na temperatura de 550 °C, tendo-se
como referência oito compostos marcadores dos derivados da lignina (guaiacil, 4-
metilguaiacol, 4-vinilguaiacol, trans-isoeugenol, siringol, 4-metilguaiacol, 4-
vinilguaiacol e trans-propenilsiringol).
1. Introdução
A lignina é um componente da parede celular das plantas, juntamente com
a celulose e as hemiceluloses. Outros componentes minoritários, como os
extrativos e os minerais, também estão presentes na madeira, mas não pertencem
à parede celular (BLASI et al., 1999; LI et al., 2004; YANG et al., 2006). A lignina é
uma macromolécula constituída de três unidades fenilpropanóides derivadas dos
álcoois p-cumárico, coniferílico e sinapílico (Figura 1). Os tipos fenólicos de tais
compostos diferem no substituinte metoxil e são chamados de unidades p-
12
hidrofenila (H), guaiacila (G) e siringila (S), respectivamente. Em geral, as ligninas
são classificadas de acordo com as quantidades relativas das unidades p-
hidroxifenila, guaiacila e siringila. As ligninas de angiospermas, como a dos
Eucalyptus spp., geralmente consistem de unidades de siringila e guaiacila,
enquanto nas gimnospermas predominam unidades guaiacila e pequenas
quantidades de p-hidroxifenila. As ligninas de gramíneas incluem as três unidades
citadas anteriormente (SARKANEN e HERGERT, 1971).
OH
OCH
3
OH
CH
3
O
Álcool
sinapílico
OH
OCH
3
OH
γ
β
α
6
5
4
3
2
1
Álcool
coniferílico
OH
OH
Álcool
p-cumarílico
Figura 1 – Precursores primários da lignina.
É conhecido que a lignina siringila é mais reativa em sistemas alcalinos que
a lignina guaiacila (DEL RIO et al., 2005; TSUTSUMI et al., 1995), e a relação S/G
nas ligninas de angiospermas pode afetar a eficiência da polpação kraft das
madeiras na indústria de celulose e papel (DEL RIO et al., 2005; COLLINS et al.,
1990; WALLIS et al., 1996).
Muitos métodos de degradação química têm sido utilizados para a
determinação da relação S/G da lignina em madeiras, a exemplo da oxidação por
nitrobenzeno (BILLA et al., 1998). Entretanto, esses métodos de degradação
demandam muito tempo e são trabalhosos.
A pirólise acoplada à cromatografia gasosa e à espectrometria de massas
(Pi-CG/EM), no entanto, é uma técnica eficiente para a caracterização de
macromoléculas como a lignina, pois é um método com alta sensibilidade, requer
pouca quantidade de amostra (cerca de 100 µg) e não necessita de manipulação
prévia e, ou, isolamento da lignina (MEIER e FAIX, 1992; DEL RIO et al., 2001;
DEL RIO et al., 2005). A técnica da Pi-CG/EM tem sido utilizada para a
determinação da relação S/G da lignina (RODRIGUES et al., 1999; RODRIGUES
13
et al., 2001; YOKOI et al., 2001). Entretanto várias metodologias são utilizadas,
mas nenhuma tem discutido a influência da temperatura, dos extrativos e dos
carboidratos na determinação da relação S/G da lignina. Alguns trabalhos têm
empregado compostos marcadores de derivados da lignina para a determinação
da relação S/G (HERNANDO et al., 2004). Esses compostos foram definidos como
os principais produtos derivados da pirólise da lignina (DEL RIO et al., 2001).
O objetivo deste trabalho foi desenvolver uma metodologia para a
determinação da relação S/G em madeiras de Eucalyptus spp. através da técnica
Pi-CG/EM, visando à seleção de clones de madeiras que levem à melhoria nos
processos de polpação da madeira.
2. Material e Métodos
2.1. Coleta e preparo da amostra
Foram utilizadas para a realização deste trabalho duas espécies de
eucalipto (Eucalyptus grandis e Eucalyptus urograndis) com aproximadamente 7
anos de idade, provenientes do Estado do Mato Grosso, Brasil. As madeiras de
cada espécie foram transformadas em cavacos, num picador de laboratório. Foi,
ainda, realizada uma classificação manual, para eliminação de pedaços de
cascas, de nós e de cavacos com defeitos de corte. Para a completa
homogeneização dos cavacos, utilizou-se um misturador esférico mecânico com
capacidade para 260 L. Os cavacos, classificados e homogeneizados, foram
secados ao ar para uniformização da umidade. Os cavacos de cada amostra
foram transformados em serragem, com o uso de moinho Wiley, sendo a
serragem classificada em peneiras de 40 e 60 mesh. As análises químicas das
serragens foram realizadas após o acondicionamento em sala aclimatizada a
25 °C e 50% de umidade relativa por 24 horas.
14
2.2. Extração com acetona
As serragens (2 g absolutamente seca) foram submetidas à extração em
aparelho Soxhlet com aproximadamente 150 mL de acetona por cinco horas, para
a retirada dos extrativos. O extrativo e parte da serragem livre de extrativos foram
separados para a análise por Pi-CG/EM, enquanto o restante da serragem livre de
extrativo foi utilizado para a análise de lignina total e análise da relação
siringil/guaiacil da madeira.
2.3. Determinação de lignina total
A determinação de lignina total foi realizada de acordo com a metodologia
descrita por Gomide e Demuner (1986) para a lignina Klason insolúvel em ácido.
Para a lignina Klason solúvel em ácido, a determinação foi realizada conforme
Goldschmid (1971).
Após a remoção do extrativo, a serragem (300 mg) foi transferida
quantitativamente para um tubo de ensaio de cerca de 60 mm de comprimento e
15 mm de diâmetro. Em seguida, foi adicionado ácido sulfúrico 72% (3 mL;
resfriado a 10-15 °C), e o conjunto foi mantido em banho-maria a 30 ± 0,2 °C por
1 h, mantendo-se freqüentemente a agitação com bastão de vidro. Após esse
tempo, transferiu-se quantitativamente a mistura para um frasco de vidro e esse foi
fechado hermeticamente, com tampa de borracha e lacre de alumínio. Colocou-se
o frasco numa autoclave calibrada para 118 °C e 27 psi, mantida a temperatura
máxima por 1 h. A mistura foi filtrada em cadinho de vidro sinterizado, previamente
preparado com uma camada de óxido de alumínio (2-3 mm) e pesado. A lignina
retida no cadinho foi lavada com água destilada quente até a completa remoção
do ácido. O cadinho foi secado em estufa a 105 ± 3 °C até peso constante, sendo
em seguida determinado o peso da lignina e, finalmente, o teor de lignina Klason
no material lenhoso.
100×=
gramasemsaamostradainicialPeso
gramasemresíduodoPeso
InsolúvelKlasonLigninadeTeor
.).(
O filtrado da lignina Klason (~500 mL) foi diluído e transferido
15
quantitativamente para um balão volumétrico de 1 L e, em seguida, analisado por
absorção no ultravioleta nos comprimentos de onda de 280 nm e 215 nm. A
quantidade de lignina solúvel no filtrado foi determinada pela seguinte fórmula:
(
)
100
300
5384
280215
×
×
−
×
=
P
AA
SolúvelLigninadeTeor
,
em que: A
215
= absorvância obtida no comprimento de onda de 215 nm;
A
280
= absorvância obtida no comprimento de onda de 280 nm; e
P = peso absolutamente seco (g) da amostra utilizada na determinação da lignina
Klason.
As determinações foram feitas em triplicata para cada amostra de
serragem.
2.4. Isolamento da lignina pelo método da lignina de madeira moída ou lignina
Bjorkman (“Milled wood lignin” – MWL)
Uma modificação do procedimento de Bjorkman (1956) foi aplicada para o
isolamento da lignina de madeira moída (MWL). A serragem (150 g,
absolutamente seca) foi transferida para um béquer e adicionados 350 mL da
solução de aquosa de NaOH (1%, v/v), agitando com o bastão de vidro. O béquer
foi colocado em banho-maria e coberto com vidro de relógio por 1 h. Ao fim de 1 h,
o material foi filtrado em um cadinho e lavado com água destilada quente, depois
com 100 mL de ácido acético aquoso (10%, v/v) e, finalmente, com água destilada
quente até a remoção total do ácido. A serragem foi secada e, em seguida,
extraída com acetona por 5 h em aparelho Soxhlet. A serragem livre de extrativos
foi colocada em um moinho de bolas vibratório com 10 mL de tolueno e deixada
por agitação durante seis dias. Em seguida, a lignina foi extraída do pó da
serragem com dioxano/água (95:5 v/v), sob agitação constante por quatro dias.
Após esse tempo, a solução obtida foi filtrada e o filtrado, concentrado em
evaporador rotatório até a secura. O resíduo obtido foi dissolvido em ácido acético
90% (v/v), precipitado com éter dietílico e centrifugado. O resíduo foi novamente
lavado e centrifugado com éter dietílico e, finalmente, com éter de petróleo. O
sobrenadante foi eliminado e o resíduo, secado sob vácuo em P
2
O
5
por dois dias,
16
obtendo-se, assim, a lignina de madeira moída.
2.5. Determinação da relação siringila/guaiacila pela oxidação por nitrobenzeno
A determinação da relação S/G das amostras de eucalipto foram realizadas
pelo método da oxidação por nitrobenzeno (LIN e DENCE, 1992).
Foram utilizados 200 mg de serragem livre de extrativo, absolutamente
seca. Em seguida, a amostra (200 mg) foi colocada em reatores de aço inox e
sendo adicionados 7 mL da solução aquosa de NaOH 2 mol/L e 0,5 mL de
nitrobenzeno. Após lacrar os reatores, a amostra foi levada ao banho de óleo
(glicerina) por 2,5 h a 170 ºC. A amostra oxidada foi transferida para um funil de
separação e extraída com clorofórmio, em seis tempos de 2 min cada, utilizando-
se 30 mL de clorofórmio em cada extração. Após a primeira extração foram
adicionados 2,5 mL de HCl 4 mol/L na fase aquosa. As fases orgânicas foram
reunidas e o solvente, evaporado totalmente. A amostra foi transferida a um balão
volumétrico de 50 mL com acetonitrila/água (1:1 v/v), completando o volume com
a mesma solução. Em seguida, a amostra foi filtrada em membrana de 0,45 µm de
celulose regenerada e analisada por cromatografia líquida de alta eficiência
(CLAE). A separação dos produtos da oxidação por nitrobenzeno foi alcançada
utilizando-se a coluna LC-18. A fase móvel usada foi acetonitrila/água (1:6 v/v)
com pH igual a 2,6, sendo regulada com a utilização do ácido trifluoroacético
(TFA). A análise no ultravioleta foi realizada no comprimento de onda igual a
280 nm, na temperatura de 40 °C, sendo o fluxo de 1,5 mL/min. Os padrões
utilizados foram a vanilina, para a unidade guaiacila e o siringaldeído, para a
unidade siringila. Curvas de calibração da vanilina e do siringaldeído foram feitas
para a determinação da quantidade de cada um na amostra, e as concentrações
utilizadas foram de 0,375; 0,75; 1,125; e 1,5 mmol/L para a vanilina e 0,825; 1,65;
2,475; e 3,3 mmol/L para o siringaldeído em acetonitrila/água (1:1 v/v). A relação
S/G é representada pela concentração de siringaldeído (siringila)/concentração de
vanilina (guaiacila). As análises foram realizadas em triplicata.
17
2.6. Análise por espectroscopia no infravermelho
Os espectros no infravermelho (IV) das ligninas (MWL) e dos extrativos em
acetona foram obtidos em espectrômetro PERKIM ELMER SPECTRUM 1000, na
faixa de 500 a 4.000 cm
-1
, em pastilhas de KBr (1%, m/m), com resolução de
4 cm
-1
e oito varreduras.
2.7. Pirólise acoplada à cromatografia gasosa e à espectrometria de massas (Pi-
CG/EM)
Realizaram-se análises das amostras de serragem, serragem livre de
extrativos, extrativos em acetona e lignina (MWL) das duas espécies de eucalipto
em duplicata. As amostras (aproximadamente 100 µg) foram colocadas em
cadinho de platina e pirolisadas, separadamente, nas temperaturas de 300, 350,
400, 450, 500, 550 e 600 °C por 10 s.
As análises por pirólise acoplada à cromatografia gasosa e à
espectrometria de massas foram realizadas em aparelho GC-MS PQ5050A da
marca Shimadzu e pirolisador de microforno da mesma marca, usando coluna
capilar de sílica fundida DB-5 (30 m × 0,25 mm de diâmetro × 0,25 µm de filme) e
hélio como gás de arraste à razão de fluxo de 1 mL/min e de split 1/10. A
temperatura do injetor foi 100 °C. Na coluna, a temperatura inicial foi de 45 °C por
4 min, aumentando de 45 a 240 °C na taxa de 4 °C/min, permanecendo nessa
temperatura por 10 min. A temperatura do detector foi de 250 °C e na interface
CG-EM, de 290 °C. O detector de massas operou com ionização por impacto de
elétrons (70 eV) e varredura de massas no intervalo de 40 a 400. Os compostos
foram identificados através da comparação dos espectros de massas das
amostras com aqueles existentes no banco de dados do aparelho (Wiley, 7ª
edição), pelo modo de fragmentação das moléculas e pela comparação com os
dados da literatura (LIN e DENCE, 1992; NONIER et al., 2006; GUTIÉRREZ et al.,
2006; RALPH e HATFIELD, 1991).
A quantificação foi baseada nas áreas dos picos (soma das áreas dos picos
igual a 100%) (RODRIGUES et al., 2001; NONIER et al., 2006). A relação S/G foi
18
calculada pela divisão da soma das áreas relativas dos picos de todas as
unidades de siringila pela soma das áreas dos picos de todas as unidades
guaiacila. A relação S/G feita com os marcadores dos derivados de lignina foi
determinada pela divisão das áreas relativas de quatro compostos siringila
(siringol, 4-metilsiringol, 4-vinilsiringol e trans-propenilsiringol) por quatro
compostos guaiacila (guaiacol, 4-metilguaiacol, 4-vinilguaiacol e trans-isoeugenol).
3. Resultados e discussão
A relação S/G é um parâmetro importante na eficiência da polpação kraft, e
um dos métodos mais utilizados para a determinação da relação S/G é o de
oxidação por nitrobenzeno. Este método, no entanto, é trabalhoso e demanda
muito tempo para a sua realização, pois necessita da extração da serragem em
acetona, seguida da reação de oxidação por nitrobenzeno em meio básico. Depois
a amostra oxidada é extraída com clorofórmio e, posteriormente, analisada por
CLAE, sendo necessário o uso de padrões e curvas de calibração para a
determinação da relação S/G. Tendo em vista o desenvolvimento de uma
metodologia mais rápida, em que se obtivesse o mesmo resultado da oxidação por
nitrobenzeno, o método da pirólise acoplado à cromatografia gasosa e à
espectrometria de massas (Pi-CG/EM) foi utilizado em serragens de Eucalyptus
grandis e Eucalyptus urograndis.
Para o desenvolvimento dessa metodologia foi realizada a pirólise da
serragem nas temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C, a fim de
escolher a temperatura ideal para a determinação da relação S/G. Em seguida,
novas pirólises da serragem sem extrativo, do extrativo em acetona e a da lignina
(MWL) foram executadas visando verificar a influência dos carboidratos e dos
extrativos na determinação da relação S/G da lignina naquelas mesmas
temperaturas. A Figura 2 ilustra as atividades desenvolvidas.
19
Figura 2 – Organograma das atividades desenvolvidas.
3.1. Caracterização das madeiras de eucaliptos
O método de oxidação por nitrobenzeno foi utilizado como referência para a
determinação da relação S/G nas espécies de E. grandis e E. urograndis.
As serragens sem extrativos, após serem oxidadas com nitrobenzeno,
foram submetidas à análise por CLAE, utilizando-se a vanilina e o siringaldeído
como os padrões das unidades guaiacil e siringil, respectivamente. A quantificação
da vanilina foi realizada por meio da curva de calibração preparada com padrão de
vanilina nas concentrações de 0,375; 0,75; 1,125; e 1,5 mmol/L em
acetonitrila/água (1:1), com r
2
=0,9994. O siringaldeído foi quantificado por meio da
curva de calibração preparada com padrão de siringaldeído nas concentrações de
Madeira
Cavacos
Picador
laboratorial
Moagem em
moinho Wiley
Serragem
Relação S/G por
Pirólise-CG/EM
Relação S/G por
Pirólise-CG/EM
Lignina (MWL)
Relação S/G por
Pirólise-CG/EM
Extração em acetona
Extrativo
Serragem livre de
extrativo
Pirólise-CG/EM
Relação S/G por
nitrobenzeno
Lignina Total
20
0,825; 1,65; 2,475; e 3,3 mmol/L, em acetonitrila/água (1:1), com r
2
=0,9989. A
relação S/G foi determinada pela divisão da concentração de siringaldeído pela
concentração de vanilina. A Tabela 1 contém os resultados obtidos da relação S/G
pela oxidação por nitrobenzeno e o teor de lignina Klason total nas amostras de E.
grandis e E. urograndis.
Tabela 1 – Teores de lignina Klason total (%) e relação S/G pela oxidação por
nitrobenzeno nas espécies de E. grandis e E. urograndis
Lignina Klason total %
Amostras
Insolúvel Solúvel Total
Relação S/G por
nitrobenzeno
E. grandis
20,6 2,7 23,3 2,1
E. urograndis
27,8 2,4 30,2 2,5
Os teores de lignina Klason total foram obtidos com o objetivo de
determinar a porcentagem de lignina nas amostras de eucaliptos. Os teores de
lignina Klason insolúvel ao tratamento da serragem em ácido sulfúrico 72% foram
iguais a 20,6% para E. grandis e 27,8% para E. urograndis. O teor de lignina
Klason solúvel, como é característico das madeiras de folhosas, foi de 2,7 e 2,4%
nas madeiras de E. grandis e E. urograndis, respectivamente. Resultando em
teores de lignina Klason total iguais a 23,2% para E. grandis e 30,2% para E.
urograndis.
A análise por espectroscopia no infravermelho foi realizada com o propósito
de determinar os grupos funcionais do extrativo em acetona e da lignina (MWL). A
análise por espectroscopia no infravermelho do extrativo em acetona evidenciou a
presença de ácidos graxos, substâncias hidroxiladas, a exemplo de alguns
carboidratos, compostos fenólicos e compostos alifáticos e aromáticos. A análise
dos espectros no infravermelho da lignina (MWL) confirmou a presença dos
compostos aromáticos da lignina, a presença de cetonas e hidroxilas fenólicas e
alcoólicas.
Apesar da técnica de espectroscopia no infravermelho ser muito eficiente
na determinação dos grupos funcionais, essa não permite identificar os compostos
químicos em uma mistura como o extrativo ou em um polímero complexo como a
lignina, sendo necessário o uso de uma técnica que possibilite identificar
separadamente cada um dos compostos. A técnica usada foi a pirólise acoplada à
21
cromatografia gasosa e à espectrometria de massas, que permite fragmentar
polímeros complexos através do pirolisador, separá-los por meio da cromatografia
e identificá-los pela espectrometria de massas.
3.2. Identificação dos compostos por Pi-CG/EM
As serragens dos eucaliptos foram pirolisadas nas temperaturas de 300 a
600 °C, como mostrado na Figura 3 para o E. grandis. O Anexo D apresenta os
pirogramas para o E. urograndis. Os produtos degradados foram classificados de
acordo com a sua origem, como carboidrato (C), lignina guaiacila (LG), lignina
siringila (LS), lignina p-hidroxifenila (LH) e derivado modificado da lignina (LM)
(Tabelas 2 e 3). Os derivados modificados da lignina foram considerados os
compostos cujas unidades não pertencem aos tipos p-hidroxifenila, guaiacila e
siringila.
Os principais derivados da lignina identificados foram 4-vinilguaicol (39),
siringol (42), 4-metilsiringol (49), trans-isoeugenol (50), 4-vinilsiringol (58) e trans-
propenilsiringol (66). Dentre os derivados dos carboidratos, os principais
compostos identificados foram o 2,3-dihidro-5-metilfuran-2-ona (16), 4-hidroxi-5,6-
dihidro-(2H)-piran-2-ona (19) e levoglucosan (57).
Em seguida, a serragem foi submetida à extração com acetona por 5 h.
Após a remoção do solvente, a acetona foi totalmente evaporada e a serragem
livre de extrativos foi também pirolisada, tendo o intuito de verificar a influência do
extrativo na determinação da relação S/G. Na Figura 4, apresentam-se os
pirogramas da serragem livre de E. grandis. Os pirogramas de E. urograndis estão
mostrados no Anexo E. As Tabelas 4 e 5 listam os compostos identificados e as
áreas relativas dos produtos de pirólise da serragem sem extrativo, nas
temperaturas de 300 a 600 °C, de E. grandis e E. urograndis. O pico de maior
intensidade dos derivados de lignina foi o correspondente ao 4-vinilsiringol (58),
seguido do trans-propenilsiringol (66). Dentre os derivados de carboidratos, os
picos de maiores intensidades foram correpondentes aos compostos (3H)-furan-2-
ona (4) e ao 2-furaldeído (9).
22
Figura 3 – Pirogramas da serragem de E. grandis nas temperaturas de 300, 350,
400, 450, 500, 550 e 600 °C.
23
Tabela 2 – Compostos identificados na Pi-CG/Em da serragem de E. grandis e
respectivas áreas relativas (%), nas temperaturas de 300 a 600 °C
Áreas relativas (%)
Pico* TR Nome Origem**
300 350 400 450 500 550 600
1 1.26 NI 2,3 3,1
2 1.35 NI 5,4 7,9
3 1.81 Ácido acético C 15,9 10,1 5,9 5,9 3,2 6,3 3,3
4 3.03 (3H)-furan-2-ona C 1,3 1,4 1,0 1,1 0,9
6 3.30 3-hidroxipropanal C 0,4 0,6 0,9 1,5
7 3.41 (2H)-furan-3-ona C 0,5
8 3.50 NI 0,7 1,6 1,9
9 4.86 2-furaldeído C 2,3 0,9 1,0 0,9 1,5 2,0
10 6.74 NI 6,0 0,9
14 7.69 NI 6,3
16 8.06 2,3-diidro-5-metilfuran-2-ona C 1,1 0,7 0,9 1,8
17 9.44 NI 5,7 2,9 1,9 1,4 1,4 1,0
19 10.83 4-hidroxi-5,6-diidro-(2H)-piran-2-ona
C
17,4 9,0 6,8 3,4 3,1 2,9 1,5
20 10.90 3-hidroxi-2-metil-2-ciclopenten-1-ona C 0,8
23 14.49 Guaiacol LG 1,1 1,0 1,2 0,7
26 18.23 NI 0,5 0,4 0,7 1,4
28 18.53 4-metilguaiacol
LG
1,1 1,1 1,3 1,4 0,4
30 20.17 NI 2,0 2,6 0,9
32 20.42 2-etil-5-metilfenol
LM
0,4
34 21.22 NI 0,3
35 21.29 3-metoxicatecol LS 1,1
37 22.42 trans-4-propenilfenol LH 0,5
39 22.97 4-vinilguaiacol LG 3,3 4,4 3,3 4,6 3,9 1,9
40 23.13 1,4-dideoxi-D-glicerohex-1-enepirenona-3-ulona C 1,2 1,8 2,0
42 24.32 Siringol LS 1,2 4,2 3,7 3,2 3,5 1,4
43 24.48 Eugenol LG 1,0 0,8 0,6 0,5 0,9 0,3
44 24.69 NI 0,8
45 25.58 NI 0,8
47 26.09 Vanilina LG 0,7
49 27.52 4-metilsiringol LS 0,8 4,1 3,0 3,2 2,7 0,5
50 27.60 trans-isoeugenol LG 3,6 5,0 3,0 2,7 1,9 2,7 1,3
52 28.09 Homovanilina LG 0,6 0,6 0,5 0,5
53 28.42 G-CH=C=CH2 LG 5,3 1,9 0,5 0,4
54 28.64 G-CH=C=CH2 LG 0,3
55 28.88 Acetoguaiacona LG 0,4 0,4 0,6
56 29.13 NI 0,9 1,7
57 31.28 Levoglucosan+4-etilsiringol+guaiacil acetona C+LS+LG 4,2 28,3 34,8 33,4 37,1 52,0
58 31.28 4-vinilsiringol LS 3,7 12,7 11,3 7,3 9,4 6,8 6,7
59 32.42 4-alilsiringol LS 2,1 1,6 1,3 1,2 1,1
61 33.87 cis-4-propenilsiringol LS 0,7 0,7 0,6 0,6 0,7
62 34.25 Siringaldeído LS 0,9 2,5 2,3 2,5 2,7 2,0 1,7
63 34.54 S-CH=C=CH2 LS 2,9 2,9 1,2 1,6 0,7
65 34.76 S-CH=C=CH2 LS 0,8 0,6 0,5
66 35.29 trans-4-propenilsiringol LS 10,2 14,2 8,5 6,0 5,0 4,1 0,9
67 35.49 Homosiringaldeído LS 2,0 2,4 2,1 1,8 2,2 1,5
68 36.32 Acetosiringona LS 0,9 0,9 1,1 1,4 0,9 0,7
69 36.38 Coniferaldeído LG 0,6 0,5 0,4 0,8
70 36.51 Álcool trans-coniferílico LG 1,5 0,5 0,6 1,5
71 37.35 Siringil acetona LS 1,6 1,9 1,3 1,0 0,8
72 38.59 NI 0,6 0,7 0,8
73 38.76 Propiosiringona LS 0,5 0,6 0,4
75 41.24 Álcool cis-sinapílico LS 2,5 0,8
76 42.23 NI 0,3
77 43.01 Sinapaldeído LS 22,5 5,9 1,5 3,2 5,0 2,6 1,0
% Derivados de carboidratos
33,3 25,6 44,4 50,6 45,4 50,7 62,9
% Derivados de lignina
52,7 62,1 52,5 45,9 51,2 37,3 20,1
*O número do pico refere-se aos pirogramas da Figura 3.**Origem dos compostos: LG, lignina tipo
guaiacila; LS, lignina tipo siringila; C, carboidratos; e LM, derivado modificado da lignina.
24
Tabela 3 – Compostos identificados na Pi-CG/Em da serragem de E. urograndis e
respectivas áreas relativas (%), nas temperaturas de 300 a 600 °C
Áreas Relativas (%)
Pico* TR Nome Origem**
300 350 400 450 500 550 600
3 1.81 Ácido acético C 23,3 7,5 7,9 5,5 5,3 7,0 11,5
4 3.03 (3H)-furan-2-ona C 2,1 2,3 2,7 2,0 1,9 2,0
6 3.30 3-hidroxipropanal C 0,8 1,1 2,0 3,9
7 3.41 (2H)-furan-3-ona C 0,7 0,9
8 3.50 NI 2,3 2,8 3,4 5,3
9 4.86 2-furaldeído C 0,8 1,0 1,5 1,8 2,5 3,2
10 6.74 NI 1,1
11 6.93 NI 11,1 1,1
13 7.65 (5H)-furan-2-ona C 0,9 0,7 1,2
16 8.06 2,3-diidro-5-metilfuran-2-ona C 2,9 2,5 2,3 3,0 3,9
17 9.44 NI 1,1 1,1 1,4 1,3 1,4
19 10.83 4-hidroxy-5,6-diidro-(2H)-piran-2-ona
C
10,7 8,2 7,4 6,2 4,4 4,2 2,8
21 11.33 NI 0,9
22 12.18 NI 0,8 0,8 1,0
23 14.49 Guaiacol LG 0,6 1,5 2,0 2,0 1,9 2,0
24 14.73 NI
0,7
25 14.91 NI 2,2
28 18.53 4-metilguaiacol
LG
0,8 1,2 1,2 0,9
30 20.17 NI 5,0 1,7 0,7
35 21.29 3-metoxicatecol LS 0,4 2,2 3,4
36 21.68 4-etilguaiacol LG 0,7
37 22.42 trans-4-propenilfenol LH 0,8
39 22.97 4-vinilguaiacol LG 3,7 3,9 3,5 3,2 3,8 3,2
42 24.32 Siringol LS 4,5 6,7 6,8 6,3 4,9 2,5
43 24.48 Eugenol LG 0,7 0,7 0,8 0,8 0,8
44 24.69 NI 0,9
45 25.58 NI 0,3
47 26.09 Vanilina LG 1,1 0,8 0,9 0,9 1,9
48 26.18 cis-isoeugenol LG 0,3 0,4 0,4 0,4 0,5
49 27.52 4-metilsiringol LS 3,1 4,6 4,4 4,7 3,2
50 27.60 trans-isoeugenol LG 3,1 2,8 2,2 2,8 1,9 1,7
52 28.09 Homovanilina LG 0,5 0,4 0,5 0,6 0,7
53 28.42 G-CH=C=CH2 LG 2,0 0,4 0,2 0,4 0,5
54 28.64 G-CH=C=CH2 LG 0,2 0,4
55 28.88 Acetoguaiacona LG 0,5 0,4 0,5 0,6 0,9 1,0
56 29.13 NI 2,6 3,2
57 31.28 Levoglucosan+4-etilsiringol+guaiacil acetona C+LS+LG 1,4 9,6 11,5 11,2 11,4 38,3
58 31.28 4-vinilsiringol LS 3,6 14,3 12,3 10,2 8,2 8,4 3,1
59 32.42 4-alilsiringol LS 0,7 2,1 1,9 1,9 1,9 1,3
60 33.31 NI 1,9
61 33.87 cis-4-propenilsiringol LS 0,9 0,7 0,8 0,8 0,7
62 34.25 Siringaldeído LS 4,8 3,7 3,0 3,4 3,8 5,2 3,1
63 34.54 S-CH=C=CH2 LS 2,1 1,1 0,8 1,2 0,8
64 34.66 Álcool cis-coniferílico LG 0,7 0,4
65 34.76 S-CH=C=CH2 LS 0,6 0,6 0,9 0,5
66 35.29 trans-4-propenilsiringol LS 8,8 10,7 8,1 7,5 6,3 3,6 1,4
67 35.49 Homosiringaldeído LS 2,6 1,8 1,5 1,8 2,0 1,9 1,1
68 36.32 Acetosiringona LS 1,2 1,4 1,4 1,8 2,1
69 36.38 Coniferaldeído LG 3,3 1,3 0,9 1,3 1,8
70 36.51 Álcool trans-coniferílico LG 5,4 2,0 0,6 2,2 1,4
71 37.35 Siringil acetona LS 3,0 2,1 1,4 1,1 0,7
72 38.59 NI 0,6 0,7 0,7 1,0 0,6
73 38.76 Propiosiringona LS 0,6 0,6 0,6 0,6 0,9
74 40.68 Álcool diidrosinapílico LS 0,5
75 41.24 Álcool cis-sinapílico LS 2,8 1,3 0,6 0,8 1,4 1,1
77 43.01 Sinapaldeído LS 18,5 6,5 2,8 3,6 5,5 3,2 4,4
78 43.27 Álcool trans-sinapílico
LS
1,0
% derivados de carboidratos 34,0 20,0 32,0 32,1 30,2 32,0 65,6
% derivados de lignina 49,0 74,2 61,2 60,5 62,2 54,7 25,0
*O número do pico refere-se aos pirogramas do Anexo D.**Origem dos compostos: LG, lignina tipo
guaiacila; LS, lignina tipo siringila; C, carboidratos; e LM, derivado modificado da lignina.
25
Figura 4 – Pirogramas da serragem livre de extrativos de E. grandis nas
temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C.
26
As análises dos pirogramas das serragens com e sem extrativos apontaram
a predominância de compostos fenólicos derivados da lignina (Tabelas 2 a 5).
Foram identificados 37 compostos derivados da lignina, sendo 1 do tipo p-
hidroxifenila, 16 do tipo guaiacila, 19 do tipo siringila e 1 derivado da modificação
da lignina. As fórmulas de alguns desses compostos estão apresentados na
Figura 5.
R
OCH
3
OH
R
OCH
3
OH
CH
3
O
R= Unidades Guaiacila (G) Unidades Siringila (S)
H Guaiacol (23) Siringol (42)
CH
3
4-metilguaiacol (28) 4-metilsiringol (49)
CH
2
-CH
3
4-etilguaiacol (36) 4-etilsiringol (57)
CH=CH
2
4-vinilguaiacol (39) 4-vinilsiringol (58)
CH
2
-CH=CH
2
Eugenol (43) 4-alilsiringol (59)
CHO Vanilina (47) Siringaldeído (62)
CH=CH-CH
3
Isoeugenol (cis/trans) (48/50) 4-propenilsiringol (cis/trans) (61/66)
CH
2
-CHO Homovanilina (52) Homosiringaldeído (67)
CH=C=CH
2
G-CH=C=CH
2
(53/54) S-CH=C=CH
2
(63/65)
CO-CH
3
Acetoguaiacona (55) Acetosiringona (68)
CH
2
-CO-CH
3
Guaiacilacetona (57) Siringilacetona (71)
CH=CH-CH
2
-OH Álcool coniferílico (cis/trans) (64/70) Álcool sinapílico (cis/trans) (75/78)
CH=CH-CHO Coniferaldeído (69) Sinapaldeído (77)
CO-CH
2
-CH
3
Propiosiringona (73)
CH
2
-CH
2
-CH
2
-OH Álcool diidrosinapil (74)
Figura 5 – Compostos derivados da lignina encontrados nos pirogramas da
serragem e da serragem livre de extrativos de E.grandis e E.
urograndis, nas temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600
°C.
As unidades guaiacila e siringila são constituintes monoméricos da
macromolécula de lignina, mas os derivados furânicos e pirânicos são os produtos
de múltiplas desidratações e rearranjos dos carboidratos sobre aquecimento
(RALPH e HATFIELD, 1991; GALLETTE e BOCCHINI, 1995). Dentre os derivados
dos carboidratos estão (3H)-furan-2-ona (4), 2,3-dihidro-5-metilfuran-2-ona (16), 4-
hidroxi-5,6-dihidro-(2H)-piran-2-ona (19) e levoglucosan (57), entre outros, como
mostrado na Figura 6.
27
O
CHO
2-furaldeído (9)
O
O
(3H)-furan-2-ona (4)
O
H
OH
3-hidroxipropanal (6)
O
O
(2H)-furan-3-ona (7)
O
O
(5H)-furan-2-ona (13)
O
O
2,3-diidro-5-metil-
furan-2-ona (16)
O
OH
O
4-hidroxi-5,6-diidro-
(2H)-piran-2-ona (19)
O
O
O
H
HO
5-hidroximetil-2-tetraidro-
furaldeído-3-ona (27)
O
OH
OH
OH
H
H
H
H
O
H
Levoglucosan (57)
O
OH
3-hidroxi-2-metilciclo-
pent-2,4-dien-1-ona (20)
O
OH
OH
O
1,4-dideoxi-D-glicerohex-1-ene-
piranona-3-ulona (40)
Figura 6 – Compostos derivados dos carboidratos encontrados nos pirogramas
das serragens com e sem extrativos de E.grandis e E. urograndis, nas
temperaturas de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C.
Os produtos obtidos pela pirólise estão de acordo com os de trabalhos
anteriores (DEL RIO et al., 2005; DEL RIO et al., 2001; IBARRA et al., 2005;
RODRIGUES et al., 2001), em que foram realizadas pirólises das serragens da
espécie de E. globulus e encontrados compostos semelhantes dos derivados da
lignina e dos carboidratos. Del Rio et al. (2001) e Rodrigues et al. (2001) utilizando
a técnica da Pi-CG/EM em serragens de E. globulus, identificaram 13 compostos
do tipo guaiacila, 15 do tipo siringila e 27 derivados de carboidratos. Em
comparação com o presente trabalho, todos os derivados de lignina foram
identificados. Já os derivados de carboidratos, somente o 3-hidroxipropanal, (2H)-
furan-3-ona, 2-furaldeído, (5H)-furan-2-ona e o 4-hidroxi-5,6-diidro-(2H)-piran-2-
ona foram identificados na pirólise de E. globulus. Os outros derivados de
carboidratos, (3H)-furan-2-ona, 2,3-diihidro-5-metilfuran-2-ona, 3-hidroxi-2-
28
metilciclopent-2,4-dien-1-ona, 5-hidroxi-metil-2-tetrahidrofuraldeído-3-ona e 1,4-
dideoxi-D-glicerohex-1-enepiranona-3-ulona já foram identificados na pirólise de
Hibiscus cannabinus e Cannabis sativa (GUTIÉRREZ et al.,2006; GUTIÉRREZ et
al.,2004).
Conforme os resultados, a soma das porcentagens das áreas relativas dos
derivados da lignina foi maior do que os derivados dos carboidratos na maioria das
temperaturas. Isso se deve à maior estabilidade térmica dos compostos
aromáticos da lignina durante a pirólise e frente ao impacto de elétrons do
espectrômetro de massas, bem como à baixa estabilidade no caso dos
polissacarídeos quando submetidos à pirólise, pois eles sofrem múltiplas
desidratações e rearranjos (RALPH e HATFIELD, 1991; GALLETTE e BOCCHINI,
1995). Entretanto, na temperatura de 600 °C os derivados da lignina tiveram as
menores áreas relativas. De acordo com trabalhos publicados (NONIER et al.,
2006), isso pode ser devido ao fato de que a lignina, quando submetida a altas
temperaturas (>500 °C), inicialmente se despolimeriza. No entanto,
simultaneamente ocorrem reações de repolimerização que induzem a um aumento
do grau de polimerização da lignina, seguido pelo decréscimo da sensibilidade
térmica.
A presença de um derivado modificado de lignina (2-etil-5-metilfenol) foi
notada na temperatura de 600 °C. A lignina, ao ser submetida a altas
temperaturas, sofre reações de repolimerização e pode ser também degradada e,
ou, rearranjada, formando esse tipo de composto.
29
Tabela 4 – Compostos identificados na Pi-CG/EM da serragem livre de extrativos
de E. grandis e respectivas áreas relativas (%), nas temperaturas
de 300 a 600 °C
Áreas Relativas (%)
Pico* TR Nome Origem**
300 350 400 450 500 550 600
3 1.81 Ácido acético C 12,6 10,7 7,7 5,5 5,5 3,4 7,5
4 3.03 (3H)-furan-2-ona C 1,4 2,5 2,0 1,4 1,0
6 3.30 3-hidroxipropanal C 0,8 0,9 1,0 2,8
7 3.41 (2H)-furan-3-ona C 0,9 0,8 0,4
8 3.50 NI 2,8 1,5 1,6 2,6
9 4.86 2-furaldeído C 0,9 1,5 1,3 1,7 2,6
11 6.93 NI 2,5 1,5
15 7.81 NI 8,1
16 8.06 2,3-diidro-5-metilfuran-2-ona C 1,8 1,6 1,7 2,8
17 9.44 NI 3,6 2,6 1,9 1,6 0,7
18 10.08 NI 6,7
19 10.83 4-hidroxi-5,6-diidro-(2H)-piran-2-ona
C
19,3 10,4 8,5 6,8 4,3 4,0 1,1
23 14.49 Guaiacol LG 0,9 2,0 1,6 1,6 1,3
27 18.37 5-hidroximetil-2-tetrahidrofuraldeíd-3-ona C 0,5 0,8 0,9 0,8
28 18.53 4-metilguaiacol
LG
1,0 2,0 1,4 1,3
29 19.98 NI 0,8
30 20.17 NI 3,1
31 20.41 NI
0,7
33 20.75 NI 4,9
35 21.29 3-metoxicatecol LS 1,8
37 22.42 trans-4-propenilfenol LH 1,3
38 22.84 NI 1,5
39 22.97 4-vinilguaiacol LG 4,0 4,5 4,1 2,9 3,4 1,6
41 23.33 NI 2,7
42 24.32 Siringol LS 1,4 4,3 6,0 4,8 4,3
43 24.48 Eugenol LG 1,3 1,5 1,3 0,8 0,9
44 24.69 NI 1,4
46 26.03 NI 4,0
47 26.09 Vanilina LG 0,7 0,9 1,0
48 26.18 cis-isoeugenol LG 0,7 0,8 0,5 0,5 0,8
49 27.52 4-metilsiringol LS 4,0 6,2 4,4 3,5
50 27.60 trans-isoeugenol LG 2,9 6,4 4,0 3,2 2,8 3,1
51 28.00 NI 2,0
52 28.09 Homovanilina LG 0,6 0,8 0,7 0,6
53 28.42 G-CH=C=CH2 LG 0,3 0,8 0,5
54 28.64 G-CH=C=CH2 LG 0,2 0,6 0,3
55 28.88 Acetoguaiacona LG 0,5 0,4 0,4 0,8
57 31.28 Levoglucosan+4-etilsiringol+guaiacil acetona C+LS+LG 12,4 9,0 22,5 33,1 66,8
58 31.28 4-vinilsiringol LS 3,5 14,6 13,6 12,7 9,1 7,4
59 32.42 4-alilsiringol LS 2,3 1,9 2,1 1,9 1,5
61 33.87 cis-4-propenilsiringol LS 0,8 0,9 1,0 0,7 0,7
62 34.25 Siringaldeído LS 5,3 3,9 3,1 3,0 3,9 3,6 1,1
63 34.54 S-CH=C=CH2 LS 1,8 1,4 1,1 1,4 0,3
65 34.76 S-CH=C=CH2 LS 0,7 0,8 0,5 0,8
66 35.29 trans-4-propenilsiringol LS 10,3 14,8 9,9 8,2 6,5 4,5
67 35.49 Homosiringaldeído LS 3,0 1,9 2,2 2,6 2,0
68 36.32 Acetosiringona LS 1,3 1,2 1,5 1,7 1,6
69 36.38 coniferaldeído LG 1,9 0,5 0,9 0,4 0,7
70 36.51 Álcool trans-coniferílico LG 2,5 0,4 0,5 0,3
71 37.35 cis-siringil acetona LS 3,6 3,3 2,0 1,4 1,2 0,8
72 38.59 NI 0,8 0,7 0,9 1,0 0,7
73 38.76 Propiosiringona LS 0,9 0,8 0,8 0,6 0,6
77 43.01 Sinapaldeído LS 18,8 3,2 1,3 1,6 2,3 2,2
% Derivados de carboidratos 31,9 21,1 30,9 29,3 39,7 47,6 85,4
% Derivados de lignina 44,4 68,8 60,9 65,2 56,2 47,9 7,9
*O número do pico refere-se aos pirogramas da Figura 4.**Origem dos compostos: LG, lignina tipo
guaiacila; LS, lignina tipo siringila; C, carboidratos; e LM, derivado modificado da lignina.
30
Tabela 5 – Compostos identificados na Pi-CG/EM da serragem livre de extrativos
de E. urograndis e respectivas áreas relativas (%), nas
temperaturas de 300 a 600 °C
Áreas Relativas (%)
Pico* TR Nome Origem**
300 350 400 450 500 550 600
3 1.81 Ácido acético C 24,8 8,9 8,8 5,2 5,5 4,8 10,4
4 3.03 (3H)-furan-2-ona C 2,7 2,9 2,9 2,0 2,1
5 3.20 NI 2,7
6 3.30 3-hidroxipropanal C 0,3 0,9 1,1 1,4 3,9
7 3.41 (2H)-furan-3-ona C 0,8 1,0 0,5
8 3.50 NI 2,4 2,6 2,6 4,5
9 4.86 2-furaldeído C 1,0 1,5 1,9 2,0 3,8
11 6.93 NI 2,6 1,2
12 7.37 NI 10,5
16 8.06 2,3-diidro-5-metilfuran-2-ona C 2,4 2,8 2,5 2,7 4,4
17 9.44 NI 1,5 1,1 1,3 0,7
19 10.83 4-hidroxi-5,6-diidro-(2H)-piran-2-ona
C
14,8 10,1 7,8 5,5 4,8 3,6 3,0
22 12.18 NI 0,8
23 14.49 Guaiacol LG 1,9 2,3 2,1 1,9 1,8
27 18.37 5-hidroximetil-2-tetrahidrofuraldeíd-3-ona C 0,3
28 18.53 4-metilguaiacol
LG
0,8 1,6 1,1 1,0
30 20.17 NI 2,3 0,8
31 20.41 NI
4,8
35 21.29 3-metoxicatecol LS 3,4
37 22.42 trans-4-propenilfenol LH 1,3
39 22.97 4-vinilguaiacol LG 3,3 4,0 3,9 3,4 3,8 3,7
42 24.32 Siringol LS 2,6 7,2 7,8 7,0 5,6 3,0
43 24.48 Eugenol LG 1,1 1,0 0,9 0,9 0,9 0,7
46 26.03 NI 3,4
47 26.09 Vanilina LG 0,6 0,8 1,3 1,5 1,6
48 26.18 cis-isoeugenol LG 0,8 0,7 0,6 0,5 0,6 1,0
49 27.52 4-metilsiringol LS 4,7 4,7 5,7 4,4 3,0 2,7
50 27.60 trans-isoeugenol LG 4,3 2,7 2,7 2,9 2,8
51 28.00 NI
52 28.09 Homovanilina LG 0,6 0,6 0,7 0,8
53 28.42 G-CH=C=CH2 LG 0,4 0,5 0,2
54 28.64 G-CH=C=CH2 LG 0,2 0,2 1,0
55 28.88 Acetoguaiacona LG 0,4 0,7 0,8 1,1
56 29.13 NI 2,1 3,8
57 31.28 Levoglucosan+4-etilsiringol+guaiacil acetona C+LS+LG 0,8 5,1 4,5 7,2 15,1 29,7
58 31.28 4-vinilsiringol LS 4,0 11,9 14,2 11,9 10,8 8,8 3,8
59 32.42 4-alilsiringol LS 2,1 2,1 2,3 2,1 1,8
61 33.87 cis-4-propenilsiringol LS 0,8 0,8 1,1 0,9 0,8
62 34.25 Siringaldeído LS 2,9 4,6 4,1 4,2 4,8 6,7 4,8
63 34.54 S-CH=C=CH2 LS 4,0 1,3 1,1 1,2 0,8
65 34.76 S-CH=C=CH2 LS 1,0 0,6 1,0 0,9
66 35.29 trans-4-propenilsiringol LS 8,6 12,4 8,4 8,7 7,2 5,3 1,6
67 35.49 Homosiringaldeído LS 2,0 2,0 2,1 2,7 3,0
68 36.32 Acetosiringone LS 1,4 1,8 1,9 2,1 2,8 1,5
69 36.38 Coniferaldeído LG 4,3 1,4 1,3 1,4 1,7
70 36.51 Álcool trans-coniferílico LG 8,6 2,3 1,4 2,2 0,6
71 37.35 Siringil acetona LS 3,1 3,7 2,1 1,5 1,3 0,9
72 38.59 NI 0,7 0,8 1,1 0,8 0,8
73 38.76 Propiosiringona LS 0,8 0,7 0,7 0,6 1,0
75 41.24 Álcool cis-sinapílico LS 1,1 0,7
77 43.01 Sinapaldeído LS 14,9 4,4 1,4 2,7 3,9 4,2 2,2
% Derivados de carboidratos 39,6 19,8 28,1 24,4 26,9 32,1 57,3
% Derivados de lignina 41,8 71,8 67,6 70,2 68,6 61,4 34,2
*O número do pico refere-se aos pirogramas da Figura 4.**Origem dos compostos: LG, lignina tipo
guaiacila; LS, lignina tipo siringila; C, carboidratos; e LM, derivado modificado da lignina.
Os extrativos obtidos pela extração da serragem com acetona
apresentaram teores iguais a 2,0 e 0,7% para a espécie de E. grandis e de
E.urograndis, respectivamente. Os extrativos em acetona foram analisados por Pi-
CG/EM, e os compostos derivados da pirólise classificados como ácidos graxos
(AG), álcoois graxos (AL), compostos aromáticos (CA), hidrocarbonetos (H),
ésteres graxos (EG) e compostos não-identificados (NI). A Figura 7 ilustra os
31
pirogramas dos extrativos em acetona de E. urograndis. O Anexo F mostra os
pirogramas dos extrativos em acetona de E. grandis.
Figura 7 – Pirogramas do extrativo em acetona de E. urograndis nas temperaturas
de 300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C. AG = ácidos graxos, AL =
álcoois graxos, CA = compostos aromáticos, H = hidrocarbonetos,
EG = ésteres graxos e NI = compostos não-identificados.
Observou-se no extrato em acetona a predominância de hidrocarbonetos e
ácidos graxos em quase todos os casos (Tabela 6). Os principais ácidos graxos
encontrados foram os ácidos hexadecanóico, octadec-9-enóico e o octadecanóico.
Dentre os hidrocarbonetos, foram identificados o heptadecano, octadecano e
32
eicosano, entre outros. O principal álcool graxo encontrado foi o octadecan-1-ol e
o éster graxo foi o octadeca-9,12-dienoato de metila. Alguns compostos
aromáticos também foram identificados, como o 2-acetil-1-hidroxi-4-metilbenzeno
e o ácido 1,2-benzenodicarboxílico. Entretanto, nenhuma classe desses
compostos foi identificada nos pirogramas da serragem. Isso pode ser devido à
sobreposição de picos nos pirogramas ou ao baixo teor de extrativo na madeira,
por volta de 1 a 4% nas madeiras de folhosas.
Tabela 6 – Constituintes químicos identificados na Pi-CG/EM do extrativo em
acetona das madeiras de E. grandis e E. urograndis, nas
temperaturas de 300 a 600 ºC
Área relativa (%) de E. grandis Área relativa (%) de E. urograndis
Constituintes
300 350 400 450 500 550 600 300 350 400 450 500 550 600
Ácidos graxos 42,5 59,6 44,6 75,7 58,0 48,2 49,4 43,2 62,1 56,2 65,5 59,2 57,4 29,1
Álcoois graxos 0 0 0 0 0 5,8 4,3 0 0 0 0 1,0 0 2,7
Compostos aromáticos 2,3 3,4 9,8 2,8 11,6 4,6 1,9 6,6 6,0 3,4 4,8 3,0 2,3 5,1
Hidrocarbonetos 53,9 29,9 13,4 11,7 16,1 13,7 31,5 42,8 16,7 23,5 6,3 5,1 19,3 37,6
Ésteres graxos 0 7,1 32,1 9,5 14,2 27,7 4,2 7,4 11,3 11,8 23,4 22,1 14,2 2,4
Não identificados 1,2 0 0 0 0 0 3,2 0 4,1 5,1 0 8,7 6,8 23,1
O isolamento da lignina pelo método de lignina de madeira moída (MWL) é
o mais utilizado para análise da estrutura da lignina, pois ela não sofre grandes
transformações químicas, representando, assim, a composição média da lignina
da madeira. A sua obtenção foi feita a partir da extração seqüencial com NaOH
1% e acetona. Essas extrações foram realizadas com o objetivo de remover os
extrativos e algum outro composto da amostra, com o intuito de evitar a formação
de produtos condensados com a lignina durante o procedimento de isolamento.
Em seguida, a serragem livre de extrativo foi moída no moinho de bolas
juntamente com tolueno e a lignina bruta foi extraída com dioxano/água (95:5).
Após a evaporação do solvente a lignina foi submetida a um processo de
purificação e deixada sob vácuo em P
2
O
5
. A lignina (MWL) foi obtida com
rendimento de 1,1% do E. grandis e 0,9 % do E. urograndis, a partir da serragem
inicial.
A técnica da Pi-CG/EM foi, então, utilizada na lignina (MWL) com o
propósito de observar a influência dos carboidratos na determinação da relação
S/G. Na Figura 8, apresentam-se os pirogramas da lignina (MWL) de E. urograndis
33
e o Anexo G de E. grandis, obtidos nas várias temperaturas.
Figura 8 – Pirogramas da lignina (MWL) de E. urograndis, nas temperaturas de
300, 350, 400, 450, 500, 550 e 600°C.
Nas Tabelas 7 e 8 listam-se os compostos identificados nos pirogramas de
34
E. grandis e E. urograndis. Os compostos que tiveram as maiores intensidades
foram siringol (10), 4-vinilsiringol (35), siringaldeído (45), trans-propenilsiringol
(50), álcool trans-coniferílico (54) e sinapaldeído (64).
Tabela 7 – Compostos identificados na Pi-CG/EM da lignina (MWL) de E. grandis
e respectivas áreas relativas (%), nas temperaturas de 300 a 600 °C
Áreas Relativas (%)
Pico* TR Nome Origem**
300 350 400 450 500 550 600
1 1.33 NI 5,0 11,2 18,7
2 1.89 Ácido acético 21,4 78,8 27,5 10,5 11,2 23,1 17,4
3 14.58 Guaiacol LG 1,3 1,3 1,5
4 18.55 4-metilguaiacol LG 1,2 2,3 1,9 1,2
5 20.64 NI 1,3
6 21.32 3-metoxicatecol LS 1,3 2,0 2,3
7 21.70 4-etilguaiacol LG 0,3 0,8 1,0
8 22.65 4-alilfenol LH 1,5
9 23.05 4-vinilguaiacol LG 0,6 1,6 1,8 2,0 2,0 1,9
10 24.35 Siringol LS 2,3 0,5 2,6 3,4 5,5 4,7 3,6
11 24.54 Eugenol LG 1,0 0,3 0,8 0,7 1,0 0,9 1,3
12 24.76 NI 1,7 2,1
13 25.26 NI 1,0
14 26.04 Vanilina LG 2,0 4,2 2,9 3,4 3,8 5,3
16 26.26 cis-isoeugenol LG 0,3 0,5 0,6 0,7 0,7 0,7
17 26.52 NI 0,7
18 26.83 NI 1,1
19 27.11 NI 0,4 0,8
20 27.53 4-metilsiringol LS 0,1 1,7 6,3 10,1 6,2 2,4
21 27.62 trans-isoeugenol LG 8,4 1,7 3,9 1,7 1,4 2,1
22 27.74 NI 0,6
23 27.96 Homovanilina LG 1,2 1,3 1,1 1,2 0,3
24 28.44 G-CH=C=CH
2
LG 0,5 0,8 0,9
25 28.63 G-CH=C=CH
2
LG 0,3 0,9
26 28.86 Acetoguaiacona LG 1,5 2,2 2,8 2,9 3,1
27 29.23 NI 0,9 1,8
28 29.38 NI 0,5
29 29.81 NI 1,2
30 30.05 4-etilsiringol LS 0,8 1,1 1,2 0,7
31 30.25 Guaiacil acetona LG 0,5 0,5 0,6 0,6 0,5
32 30.41 NI 0,5 0,6
33 30.65 NI 0,7
34 31.03 NI 0,4 0,9 0,4
35 31.27 4-vinilsiringol LS 9,2 1,4 5,4 5,8 5,1 4,2 2,0
36 31.55 NI 0,6 0,5
37 31.77 NI 1,2
38 31.93 G-CO-CH=CH
2
LG 1,7 2,7 2,5 1,5 0,3 0,8
39 31.98 NI 0,4
40 32.05 NI 0,6
41 32.36 NI 1,6
42 32.41 4-alilsiringol LS 0,7 2,9 2,8 2,9 2,0
43 32.62 4-propilsiringol LS 0,2 0,3
44 33.84 cis-4-propenilsiringol LS 0,2 1,1 1,8 1,9 1,4 0,7
45 34.23 Siringaldeído LS 15,3 4,2 12,3 9,5 9,7 8,6 7,1
46 34.55 S-CH=C=CH
2
LS 11,2 1,3 1,7 1,1 1,0
48 34.77 S-CH=C=CH
2
LS 0,6
49 34.78 NI 0,6 0,5
50 35.33 trans-4-propenilsiringol LS 23,4 3,2 11,4 11,1 9,1 5,3 1,9
51 35.44 Homosiringaldeído LS 0,6 2,2 2,8 1,7 1,9 0,1
52 36.26 Acetosiringona LS 0,6 4,3 9,1 7,2 5,5 4,8
54 36.60 Álcool trans-coniferílico LG
55 36.63 NI 0,9 0,8
57 37.30 Siringil acetona LS 2,0 1,9 1,4
58 38.61 NI 0,9 0,4
59 38.77 NI 0,9 2,0 1,2 1,0
61 38.90 S-CO-CH=CH
2
LS 0,6 3,7 5,0 2,2 1,4 1,0
64 42.89 Sinapaldeído LS 7,9 0,2 1,4 5,3 0,4 1,0
* O número do pico refere-se aos pirogramas no Anexo G. **Origem dos compostos: LG, lignina
tipo guaiacila; LS, lignina tipo siringila; e LM, derivado modificado da lignina.
35
Tabela 8 – Compostos identificados na Pi-CG/EM da lignina (MWL) de E.
urograndis e respectivas áreas relativas (%), nas temperaturas de
300 a 600 °C
Áreas Relativas (%)
Pico* TR Nome Origem**
300 350 400 450 500 550 600
2 1.89 Ácido acético 15,4 1,2 0,8 4,5 5,4
3 14.58 Guaiacol LG 0,7 1,3 2,0 2,4 1,0
4 18.55 4-metilguaiacol LG 0,7 0,9 0,8 0,6
6 21.32 3-metoxicatecol LS 0,6 0,5 1,9
7 21.70 4-etilguaiacol LG 0,1 0,7
9 23.05 4-vinilguaiacol LG 1,2 1,3 1,9 2,9 3,0
10 24.35 Siringol LS 2,2 7,3 7,4 10,8 10,2 9,0
11 24.54 Eugenol LG 1,7 0,5 0,4 0,7 0,8 1,2
12 24.76 NI 0,8
13 25.26 NI 1,2
14 26.04 Vanilina LG 0,7 1,4 1,6 2,5 2,2
15 26.13 NI 0,2 0,5
16 26.26 cis-isoeugenol LG 0,3 0,4 0,9 0,8
20 27.53 4-metilsiringol LS 0,2 2,6 3,5 4,1 3,4 2,8
21 27.62 trans-isoeugenol LG 0,6 1,0 1,4 1,1 1,9 2,3 2,7
23 27.96 Homovanilina LG 0,7 0,9
26 28.86 Acetoguaiacona LG 0,6 0,6 1,1 1,4
30 30.05 4-etilsiringol LS 0,6 0,5 0,7 1,0 1,4
35 31.27 4-vinilsiringol LS 2,3 7,8 6,4 5,4 7,8 8,4 10,8
38 31.93 G-CO-CH=CH
2
LG 1,8 1,1 0,7
42 32.41 4-alilsiringol LS 1,4 1,7 1,7 2,3 2,4 2,6
44 33.84 cis-4-propenilsiringol LS 0,5 1,5 1,2 2,2 2,0 1,7
45 34.23 Siringaldeído LS 3,5 9,3 6,6 7,5 10,0 11,5 12,1
46 34.55 S-CH=C=CH
2
LS 0,4 2,3 1,0 1,0
47 34.61 Álcool cis-coniferílico LG 0,4 1,0
48 34.77 S-CH=C=CH
2
LS 0,6 0,6
50 35.33 trans-4-propenilsiringol LS 3,2 11,7 7,5 7,4 8,4 6,6 7,0
51 35.44 Homosiringaldeído LS 1,7 2,0 2,0 2,3 2,4 3,8 4,5
52 36.26 Acetosiringona LS 1,0 3,9 3,1 3,1 4,8 3,8 6,7
53 36.42 Coniferaldeído LG 2,7 3,3 4,6 1,8 6,0 2,1
54 36.60 Álcool trans-coniferílico LG 7,2 11,0 9,9 4,6 1,0 3,9
55 36.63 NI 20,6 1,2
56 37.00 NI 1,0
57 37.30 Siringil acetona LS 1,5 5,1 2,6 2,5 1,9 2,2 1,8
58 38.61 NI 0,5
59 38.77 NI 0,3
60 38.79 Propriosiringona LS 1,0 0,8 1,0 1,1 1,6 1,0
61 38.90 S-CO-CH=CH
2
LS 2,7 4,0 2,6 4,3 3,7 4,3 4,4
62 40.63 Álcool diidrosinapílico LS 0,4 0,7 0,6
63 41.31 Álcool cis-sinapílico LS 2,3 2,2 3,4 4,0 2,7 1,9 2,1
64 42.89 Sinapaldeído LS 19,2 19,8 9,7 10,0 10,2 9,4 7,5
65 43.29 Álcool trans-sinapílico LS 20,9 12,6 19,0 12,2 3,4 1,3
* O número do pico refere-se aos pirogramas na Figura 7. **Origem dos compostos: LG, lignina
tipo guaiacila; LS, lignina tipo siringila; e LM, derivado modificado da lignina.
A lignina de eucalipto (angiosperma) é uma macromolécula tridimensional
formada por co-polimerizações de dois álcoois fenilpropanóides (álcool coniferílico
e sinapílico). Sabe-se que a despolimerização térmica da lignina produz aldeídos
fenólicos. Durante a primeira etapa da pirólise, acredita-se que os álcoois são
despolimerizados e termo-oxidados em seus correspondentes aldeídos. De fato,
vanilina, homovanilina e coniferaldeído foram identificados como derivados das
unidades guaiacil, além de siringaldeído, homossiringaldeído e sinapaldeído, que
foram identificados como derivados siringil.
Segundo Nonier et al. (2006), os aldeídos produzem pela termo-oxidação
intermediários instáveis, provavelmente ácidos fenólicos, que após sofrerem uma
termo-descarboxilação resultam em fenóis voláteis (como exemplo eugenol,
36
guaiacol, siringol e 4-alilsiringol). Esses fenóis voláteis são convertidos em cetonas
fenólicas através de uma termo-oxidação, formando, assim, a acetoguaiacona e
acetosiringona.
Os derivados de lignina (MWL) identificados na pirólise mostraram-se muito
semelhantes aos derivados de lignina identificados na pirólise das serragens com
e sem extrativos. Entretanto, na pirólise da lignina (MWL), além dos 34 compostos
identificados nas serragens com e sem extrativo, foram também, identificados
mais três compostos derivados da lignina (Figura 9).
OH
OCH
3
O
OH
OCH
3
O
CH
3
O
OH
OCH
3
CH
3
O
(38) (43) (61)
Figura 9 – Três diferentes compostos identificados na pirólise da lignina (MWL) de
E. grandis e E. urograndis nas temperaturas de 300, 350, 400, 450,
500, 550 e 600 °C.
3.3. Determinação da relação S/G por Pi-CG/EM
A relação S/G foi determinada pelo somatório das áreas relativas de todos
os compostos do tipo siringila e do tipo guaiacila. Na Figura 10, mostra-se a
relação S/G da serragem, da serragem livre de extrativo e da lignina (MWL) das
duas espécies de eucaliptos nas várias condições de temperatura. Os valores da
relação S/G obtidos situaram-se entre 18,9 (E. urograndis) e 0,8 (E. grandis).
Na temperatura de 300 °C foram obtidos os maiores valores da relação
S/G. Isso pode ser explicado pelo fato de a lignina siringila não possuir o carbono
reativo C5 (Figura 1) disponível para a reação na etapa de polimerização na
biossíntese da lignina, o que faz que ela apresente uma estrutura menos
condensada e, consequentemente, é mais fácil de ser despolimerizada. No
entanto, a lignina guaiacila requer maior energia para a ruptura das ligações
carbono-carbono das macromoléculas em produtos voláteis, devido ao seu grande
37
estado de polimerização (MONTIES, 1992).
300 350 400 450 500 550 600
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
Relação S/G
Temperatura (°C)
Serragem
Serragem livre de extrativos
Lignina (MWL)
A
300 350 400 450 500 550 600
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
Relação S/G
Temperatura (°C)
Serragem
Serragem livre de extrativos
Lignina (MWL)
B
Figura 10 – Relação S/G da serragem, da serragem sem extrativo e da lignina
(MWL) de E. grandis (A) e E. urograndis (B), nas temperaturas de 300,
350, 400, 450, 500, 550 e 600 °C.
Na maioria das temperaturas, as unidades siringila tiveram uma maior área
relativa (%) em relação às unidades guaiacila, menos na temperatura de 600 °C
para a serragem livre de extrativo de E. grandis. De acordo com Nonier et al.
(2006), a queda da relação S/G com o aumento da temperatura se deve à
repolimerização da lignina após a sua despolimerização durante a pirólise, e essa
38
repolimerização ocorre principalmente em unidades siringila.
A serragem com e sem extrativos tiveram valores muito próximos da
relação S/G nas temperaturas de 400, 450, 500 e 550 °C para a espécie de E.
grandis e nas temperaturas de 300, 350, 400, 450 e 500 °C para a espécie de E.
urograndis. A influência dos extrativos na determinação da relação S/G foi pouco
evidenciada, visto que na maioria das temperaturas a relação S/G foi a mesma ou
muito próxima. Já na comparação entre a relação S/G da lignina (MWL) e da
serragem, houve valores próximos somente nas temperaturas de 500 e 550 °C
para a espécie de E. grandis; e 550 °C para a espécie de E. urograndis. Com isso,
pode-se perceber que os carboidratos influenciam mais a determinação da relação
S/G do que os extrativos.
É conhecido que os valores da relação S/G podem variar de 2,0 a 3,2 nos
eucaliptos brasileiros (GOMIDE et al., 2005). Todavia, as análises dos pirogramas
revelaram variações discrepantes em E. grandis e E. urograndis. Essas variações
da relação S/G são devidas à temperatura da pirólise e também a outras
condições da pirólise, que podem alterar as áreas dos picos (ARIAS, 2006;
DEMIRBAS, 2004; ERICSSON, 1985). Dentre essas condições estão a
quantidade de amostra e a superfície de contato da amostra, entre outros.
Durante a realização deste trabalho, verificou-se que a relação S/G variou
drasticamente numa mesma amostra de lignina, devido à variação da quantidade
de amostra pirolisada, como mostrado na Figura 11. Esses pirogramas foram
obtidos da lignina (MWL) de E. urograndis na temperatura de 550 °C. O pirograma
C foi realizado com aproximadamente 100 μg de lignina (MWL); o pirograma B
utilizou aproximadamente a metade da quantidade de lignina (MWL) de C e o
pirograma A cerca da metade da quantidade de B. Os resultados das relações
S/G foram de 23,7 no pirograma A, 7,5 para o pirograma B e 3,1 no pirograma C.
Diante dos resultados, foi feito um levantamento bibliográfico na busca de
informação sobre a variação da relação S/G em função da quantidade de amostra
a ser pirolisada, mas nada foi encontrado até o momento.
39
Figura 11 – Pirogramas da lignina de E. urograndis em diferentes quantidades de
amostra na temperatura de 550 °C. A: ~ 25 μg, B: ~ 50 μg e C: 100
μg.
Além da quantidade de amostra, a temperatura também foi outro fator
determinante nas análises. Segundo Ramiah (1970), a pirólise acima de 500 °C
garante que os principais compostos lignocelulósicos (lignina, celulose e
hemicelulose) da serragem sejam pirolisados. Entretanto, na temperatura de
600 °C foi notada a presença de um composto derivado da modificação da lignina
no pirograma da serragem com extrativo de E. grandis, alterando, assim, o valor
da relação S/G. Já na temperatura de 550 °C não foi verificada a presença de
nenhum derivado modificado da lignina, não afetando tanto a relação S/G quanto
a temperatura de 600 °C. Diante disso, a temperatura de 550 °C foi considerada a
mais adequada para a pirólise da serragem, já que nesta temperatura a madeira é
totalmente pirolisada e não ocorrem degradações severas da lignina, como a
formação de derivados modificados da lignina.
Os resultados das relações S/G com a pirólise na temperatura de 550 °C e
com o método de referência de oxidação por nitrobenzeno foram comparados, e
observou-se que a relação S/G na espécie de E. grandis foi igual a 2,5 e, a de E.
urograndis, 2,3, enquanto o método-referência foi de 2,1 e 2,5, respectivamente.
Tendo o intuito de obter valores mais próximos da relação S/G da lignina entre os
dois métodos utilizaram-se neste trabalho os marcadores de lignina. Segundo o
trabalho de Del Rio et al. (2001), a lignina possui alguns compostos considerados
marcadores dos derivados de lignina, que podem ser utilizados para a
40
quantificação da relação S/G da lignina (HERNANDO et al., 2004). Os marcadores
de lignina foram utilizados nas serragens de E. grandis e E. urograndis, na
temperatura de 550 °C. Os marcadores de lignina utilizados foram guaiacol, 4-
metilguaiacol, 4-vinilguaiacol e trans-isoeugenol nas unidades guaiacila; e siringol,
4-metilsiringol, 4-vinilsiringol e trans-propenilsiringol nas unidades siringila. Foram
obtidos valores de 1,9 no E. grandis e 2,4 no E. urograndis, nas relações S/G
(Tabela 9); e valores muito próximos da relação S/G, obtida pelo método da
oxidação por nitrobenzeno, os quais foram 2,1 e 2,5, respectivamente. Observou-
se que os marcadores de lignina foram utilizados satisfatoriamente somente na
temperatura de 550 °C, pois na maioria das temperaturas a relação S/G foi muito
diferente da obtida pelo método da oxidação por nitrobenzeno.
Tabela 9 – Relação S/G determinada na Pi-CG/EM serragem de E. grandis e E.
urograndis
Relação S/G de E. grandis
Relação S/G de E. urograndis Temperatura
(°C)
Todos* Marcadores** Nitrobenzeno*** Todos* Marcadores** Nitrobenzeno***
300
4,9 3,9 8,6 4,0
350
3,7 3,5 2,8 4,6
400
3,8 3,4 3,3 3,8
450
3,1 2,4 3,2 3,0
500
2,7 2,4 2,9 3,1
550 2,5 1,9
2,3 2,4
600
2,7 2,2
2,1
3,1 1,3
2,5
Relação S/G, obtida com *todas as unidades siringila e guaiacila derivadas da pirólise da lignina,
**com a utilização dos 10 marcadores de derivados de lignina e ***pelo método da oxidação por
nitrobenzeno.
Os marcadores de lignina também foram utilizados para a serragem livre de
extrativo na temperatura de 550 °C, e os valores obtidos da relação S/G foram de
2,1 em Eucalyptus grandis e 2,4 em Eucalyptus urograndis, também muito
próximos da relação obtida pela oxidação por nitrobenzeno (Tabela 10).
41
Tabela 10 – Relação S/G determinada na Pi-CG/EM serragem sem extrativo de E.
grandis e E. urograndis
Relação S/G de E. grandis
Relação S/G de E. urograndis Temperatura
(°C)
Todos* Marcadores** Nitrobenzeno*** Todos* Marcadores** Nitrobenzeno***
300
14,3 4,7 8,7 2,9
350
3,1 3,0 3,0 9,6
400
3,4 3,0 3,1 3,7
450
2,9 2,9 3,0 3,2
500
2,9 2,8 2,8 3,1
550 2,2 2,1
2,7 2,4
600
0,8 0
2,1
2,3 2,0
2,5
Relação S/G, obtida com *todas as unidades siringila e guaiacila derivadas da pirólise da lignina,
**com a utilização dos 10 marcadores de derivados de lignina e ***pelo método da oxidação por
nitrobenzeno.
A lignina do tipo p-hidroxifenila foi identificada somente na temperatura de
600 °C nas serragens com e sem extrativo de E. grandis e E. urograndis e na
lignina (MWL) de E. grandis. A proporção entre as unidades siringila:guaiacila:
p-hidroxifenila está apresentada na Tabela 11.
Tabela 11 – Proporção entre as unidades siringila (S): guaiacila (G): p-hidroxifenila
(H) da serragem com e sem extrativo de E. grandis e E. urograndis
e na lignina (MWL) de E. grandis, na temperatura de 600 °C.
S:G:H
Amostras
E. grandis E. urograndis
Serragem
2,7: 1,0: 0,1 3,1: 1,0: 0,1
Serragem livre de extrativo
0,8: 1,0: 0,4 2,3: 1,0: 0,1
Lignina (MWL)
1,5: 1,0: 0,1 -
4. Conclusão
Os estudos realizados demonstraram que a técnica de Pi-CG/EM é
ferramenta eficiente para a determinação da relação S/G, devido à sua alta
sensibilidade. A temperatura de 550 °C mostrou ser a mais adequada para a
pirólise da serragem, pois nessa temperatura os principais compostos
lignocelulósicos foram totalmente pirolisados e não ocorreram degradações
severas, como a formação de derivados modificados da lignina. Com a pirólise da
serragem sem extrativo, dos extrativos em acetona e da lignina (MWL), pôde-se
notar que os extrativos interferem pouco na determinação da relação S/G da
lignina, no entanto os carboidratos demonstraram influenciar mais a determinação
da relação S/G.
42
A metodologia empregada neste trabalho mostrou-se eficaz na
determinação da relação S/G, visto que a utilização dos marcadores de derivados
de lignina (guaiacol, 4-metilguaiacol, 4-vinilguaiacol e trans-isoeugenol, siringol, 4-
etilsiringol, 4-vinilsiringol e trans-propenilsiringol) foi bastante útil no cálculo da
relação S/G na temperatura de 550 °C, podendo ser utilizada pelas indústrias na
determinação da relação S/G em espécies de Eucalyptus de maneira mais rápida
do que pela oxidação por nitrobenzeno. Entretanto, novos estudos devem ser
realizados, para verificar se essa metodologia se aplica também a outras espécies
de Eucalyptus.
5. Referências
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PÉREZ, J.A.; GONZÁLEZ-VILA, F.J. Journal of Analytical and Applied
Pyrolysis, v. 77, p. 63-67, 2006.
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59, p. 71-75, 1998.
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Stockholm, v. 3, p. 477-485, 1956.
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GALLETTE, G.C.; BOCCHINI, P. Rapid Communications in Mass
Spectrometry, v. 9, p. 815-826, 1995.
43
GOMIDE, J.L.; DEMUNER, B.J. O Papel, v. 47, p. 36-38, 1986.
GOMIDE, J.L.; COLODETTE, J.L.; OLIVEIRA, R.C.; SILVA, C.M. Revista Árvore,
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& Sons, 1971. Cap. 6.
GUTIÉRREZ, A.; RODRÍGUEZ, I.M.; DEL RIO, J.C. Journal of Agriculture and
food chemistry, v. 54, p. 2138-2144, 2006.
GUTIÉRREZ, A.; RODRÍGUEZ, I.M.; DEL RIO, J.C. Journal of Agriculture and
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HERNANDO, M.; LANDÍN, P.; TOVAL, G.; ROMERO, J. In: CONGRESSO
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MONTIES, B. In: GUIMBERTEAU, G. (Eds.). Le bois et la qualité des vins et
des eau-de-vie. Bordeaux: Vigne et vin Publications Internacionales, 1992. p. 59.
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44
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432, 1996.
YANG, H.; YAN, R.; CHEN, H.; ZHENG, C.; LU, D.H.; LIANG, D.T. Energy &
Fuels, v. 20, p. 388-393, 2006.
YOKOI, H.; NAKASE, T.; ISHIDA, Y.; OHTANI, H.; TSUGE, S.; SONODA, T.;
ONA, T. Journal of Analytical and Applied Pyrolysis, v. 57, p. 145-152, 2001.
45
Conclusão Geral
Os estudos realizados evidenciaram que a técnica de Pi-CG/EM é
ferramenta eficiente para a determinação da relação S/G, devido a sua alta
sensibilidade. A temperatura de 550 °C mostrou ser a mais adequada para a
pirólise da serragem, pois nessa temperatura os principais compostos
lignocelulósicos foram totalmente pirolisados e não ocorreram degradações
severas, como a formação de derivados modificados da lignina. Com a pirólise da
serragem sem extrativo, dos extrativos em acetona e da lignina (MWL), pôde-se
notar que os extrativos interferem pouco na determinação da relação S/G da
lignina, no entanto os carboidratos demonstraram influenciar mais a determinação
da relação S/G.
A metodologia empregada neste trabalho mostrou-se eficaz na
determinação da relação S/G, visto que as utilizações dos marcadores dos
derivados de lignina (guaiacol, 4-metilguaiacol, 4-vinilguaiacol e trans-isoeugenol,
siringol, 4-etilsiringol, 4-vinilsiringol e trans-propenilsiringol) apresentaram-se úteis
no cálculo da relação S/G na temperatura de 550 °C, permitindo às indústrias a
determinação da relação S/G em espécies de Eucalyptus de maneira mais rápida
do que pela oxidação por nitrobenzeno. Entretanto, novos estudos precisam ser
realizados, para verificar se essa metodologia se aplica também a outras espécies
de Eucalyptus.
46
ANEXOS
47
ANEXO A
CROMATOGRAMAS DE CLAE DAS AMOSTRAS OXIDADAS POR
NITROBENZENO DE E. grandis E E. urograndis
Figura 1A.1 – Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por nitrobenzeno
de E. grandis (repetição 1).
Figura 1A.2 - Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por nitrobenzeno
de E. grandis (repetição 2).
48
Figura 1A.3 – Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por nitrobenzeno
de E. grandis (repetição 3).
Figura 2A.1 – Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por nitrobenzeno
de E. urograndis (repetição 1).
49
Figura 2A.2 – Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por nitrobenzeno
de E. urograndis (repetição 2).
Figura 2A.3 – Cromatogramas de CLAE das amostras oxidadas por nitrobenzeno
de E. urograndis (repetição 3).
50
ANEXO B
CURVAS DE CALIBRAÇÃO DA VANILINA E DO SIRINGALDEÍDO
0 5000000 10000000 15000000
0,0
0,5
1,0
1,5
Absorvância
Concentração de vanilina (mmol)
Y = 9,60216E-8 X +0,0101778
r
2
= 0,9994
Figura 1B – Curva de calibração da vanilina nas concentrações de 0,375; 0,75;
0,125 e 1,5 mmol/L.
0 5000000 10000000 15000000 20000000
0
1
2
3
Absorvância
Concentração de siringaldeído (mmol)
Y = 1,46472E-7 X + 0,05848
r
2
= 0,9989
Figura 2B – Curva de calibração da siringaldeído nas concentrações de 0,825;
1,65; 2,475; e 3,3 mmol/L.
51
ANEXO C
ESPECTROS NO INFRAVERMELHO DAS AMOSTRAS DE LIGNINA (MWL) E
EXTRATIVO EM ACETONA
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
120
%Transmitância
υ (cm
-1
)
3390
2926
2850
1735
1
7
0
2
1612
1516
1450
Figura 1C – Espectros no infravermelho (KBr) do extrativo de E. grandis.
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
40
60
80
100
120
140
% Transmitância
υ (cm
-1
)
3420
2929
2851
1706
1610
1515
1463
722
Figura 2C – Espectros no infravermelho (KBr) do extrativo de E. urograndis.
52
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
0
20
40
60
80
100
120
% Transmitância
υ (cm
-1
)
3440
2939
2881
2840
3000
1714
1656
1593
1504
1462
1421
1327
1124
Figura 3C – Espectros no infravermelho (KBr) da lignina (MWL) de E. grandis.
4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
50
60
70
80
90
100
110
120
% Transmitância
υ (cm
-1
)
3431
2940
3000
2842
1714
1654
1593
1504
1462
1125
1328
1030
Figura 4C – Espectros no infravermelho (KBr) da lignina (MWL) de E. urograndis.
53
ANEXO D
PIROGRAMAS DA SERRAGEM DE Eucalyptus urograndis
Figura 1D – Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de 300
°C.
Figura 2D – Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de 350
°C.
54
Figura 3D – Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de 400
°C.
Figura 4D – Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de 450
°C.
55
Figura 5D – Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de 500
°C.
Figura 6D – Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
550 °C.
56
Figura 7D – Pirograma da serragem de E. urograndis, na temperatura de
600 °C.
57
ANEXO E
PIROGRAMAS DA SERRAGEM LIVRE DE EXTRATIVO DE Eucalyptus
urograndis
Figura 1E – Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 300 °C.
Figura 2E – Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 350 °C.
58
Figura 3E – Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 400 °C.
Figura 4E – Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 450 °C.
59
Figura 5E – Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 500 °C.
Figura 6E – Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 550 °C.
60
Figura 7E – Pirograma da serragem livre de extrativo de E. urograndis, na
temperatura de 600 °C.
61
ANEXO F
PIROGRAMAS DO EXTRATIVO EM ACETONA DE Eucalyptus grandis
Figura 1F – Pirograma do extrativo em acetona de E. grandis, na temperatura de
300 °C.
Figura 2F – Pirograma do extrativo em acetona de E. grandis, na temperatura de
350 °C.
62
Figura 3F – Pirograma do extrativo em acetona de E. grandis, na temperatura de
400 °C.
Figura 4F – Pirograma do extrativo em acetona de E. grandis, na temperatura de
450 °C.
63
Figura 5F – Pirograma do extrativo em acetona de E. grandis, na temperatura de
500 °C.
Figura 6F – Pirograma do extrativo em acetona de E. grandis, na temperatura de
550 °C.
64
Figura 7F – Pirograma do extrativo em acetona de E. grandis, na temperatura de
600 °C.
65
ANEXO G
PIROGRAMAS DA LIGNINA (MWL) DE Eucalyptus grandis
Figura 1G – Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis , na temperatura de
300 °C.
Figura 2G – Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis , na temperatura de
350 °C.
66
Figura 3G – Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis , na temperatura de
400 °C.
Figura 4G – Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis , na temperatura de
450 °C.
67
Figura 5G – Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis , na temperatura de
500 °C.
Figura 6G – Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis , na temperatura de
550 °C.
68
Figura 7G – Pirograma da lignina (MWL) de E. grandis , na temperatura de
600 °C.
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