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Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia – INPA
Universidade Federal do Amazonas – UFAM
Programa Integrado de Pós-Graduação em Biologia Tropical e
Recursos Naturais
Caracterização cromossômica de espécies de acarás da
subfamília Cichlasomatinae (Perciformes: Cichlidae) da
Amazônia Central
Aldaléia Carmo dos Santos
MANAUS-AMAZONAS
AGOSTO, 2006
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ALDALÉIA CARMO DOS SANTOS
Caracterização cromossômica de espécies de acarás da
subfamília Cichlasomatinae (Perciformes: Cichlidae) da
Amazônia Central
Orientadora: Dra. Eliana Feldberg
Co-orientador: Dr. Jansen Alfredo Sampaio Zuanon
Dissertação apresentada ao Programa
Integrado de Pós-Graduação em Biologia
Tropical e Recursos Naturais como parte
dos requisitos para obtenção do título de
Mestre em CIÊNCIAS BIOLÓGICAS, área
de concentração em Genética,
Conservação e Biologia Evolutiva.
MANAUS-AMAZONAS
AGOSTO, 2006
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FICHA CATALOGRÁFICA
S 237c Santos, Aldaléia Carmo dos
Caracterização cromossômica de espécies de acarás da subfamília Cichlasomatinae
(Perciformes: Cichlidae) da Amazônia Central/ Aldaléia Carmo dos Santos – Manaus:
UFAM/INPA, 2006.
72p. : il.
Dissertação (Mestrado) – UFAM/INPA, Manaus, 2006.
Orientador (a): Dra. Eliana Feldberg
Co-Orientador: Dr. Jansen Alfredo Sampaio Zuanon
Área de concentração: Genética, Conservação e Biologia Evolutiva.
1 Peixes – Citogenética. 2 Cichlidae.
3 Cichlasomatinae – Citogenética. I. Título.
CDD19. 597.58
Sinopse:
São apresentados dados cromossômicos (número diplóide, NOR e banda C) de 13
espécies de ciclídeos pertencentes à subfamília Cichlasomatinae, coletadas em
diferentes locais da Amazônia Central. Quatro números diplóides foram encontrados,
ou seja, 2n=48 cromossomos (oito espécies), 2n=50 (duas espécies), 2n=42 (uma
espécie) e 2n=46 (duas espécies). O número de braços (NF) variou de 50 a 62. Nove
espécies mostraram NORs simples, sendo três no primeiro par do complemento. Duas
espécies apresentaram NORs múltiplas, mas nunca mais que dois pares. Quanto à
localização, as NORs estiveram presentes tanto terminais como intersticiais, tanto no
braço curto como no longo. A heterocromatina constitutiva foi evidenciada na região
centromérica de todos os cromossomos de todas as espécies, entretanto algumas
apresentaram blocos bem evidentes e outros mais pálidos. Além disso, blocos espécie-
específicos foram verificados. Esta diversidade pode ser considerada, sem dúvida,
como decorrente dos rearranjos cromossômicos.
Palavras-chave: Peixes, Cichlidae, rearranjos cromossômicos, Amazônia.
iii
i
Dra. Eliana Feldberg
Orientadora
Dr. Jansen Alfredo Sampaio Zuanon
Co-orientador
iv
“Aprender é a única coisa que nunca se cansa, nunca se tem medo e nunca se arrepende.”
Leonardo da Vinci
v
Dedico esta dissertação aos meus pais Altair e Dorvalina,
In memoriam ao meu avô Taumaturgo,
In memoriam ao meu padrinho Joaquim, pelos
exemplos de dignidade e caráter.
vi
A realização deste projeto foi possível devido:
Ao Programa de Pós-Graduação em Genética, Conservação e Biologia Evolutiva
do convênio Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia/Universidade Federal do
Amazonas.
À Coordenação de Pesquisas em Biologia Aquática (CPBA/INPA), Laboratório de
Genética de Peixes, onde este trabalho foi desenvolvido, com financiamento pelos
Projetos de Pesquisas Institucionais: PPIs: 2-2250 e 2-3750; CNPq/PNOPG;
FAPEAM/PIPT (Processo Nº 876/2003).
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado do Amazonas
(FAPEAM/POSGRAD) que auxiliou na compra de algum material de consumo, através
da taxa de bancada e concedeu a bolsa de estudo (processo Nº 000946-6-A) durante o
período da realização deste trabalho.
Ao IBAMA pela concessão da licença de coleta e manipulação de material
genético.
vii
AGRADECIMENTOS
Quero aqui deixar os meus sinceros agradecimentos a todos aqueles que de
alguma forma contribuíram para a realização deste trabalho. Acima de tudo, preciso aqui
registrar que, mais do que me ensinar a pesquisar e a fazer-me crescer como
profissional, e tornaram-se meus amigos. Por isso, minha gratidão e a certeza de que a
participação de cada um de vocês foi fundamental para que eu chegasse até aqui.
Quero agradecer de modo especial:
A Deus, que me deu meus pais, meus irmãos, minhas sobrinhas, meu namorado e
sua família, meus amigos, e principalmente, o dom de viver e o desejo de aprender.
À Dra. Eliana Feldberg, que me recebeu em seu laboratório, ensinou, corrigiu,
incentivou, compreendeu, enfim: que me orientou e teve uma paciência maior do que
uma mãe.
Ao Dr. Jorge Porto pela amizade e contribuição a este trabalho.
Ao Dr. Jansen Zuanon, por sua atenção e disponibilidade em me ajudar, por sua
orientação, apoio e incentivo.
Ao meu pai e minha mãe que são para mim motivo de orgulho, exemplos de
simplicidade e amor. À minha madrinha Edna Loureiro pela educação e orientação na
vida. À minha avó Filomena pelo exemplo de vida. Obrigada por tudo. A eles minha
eterna gratidão e amor.
Às minhas sobrinhas Danielly, Yasmim e Anne, por alegrar minha vida.
Aos meus irmãos: Alderson e Aldeilson; cunhadas: Neide, Nara e minha sogra
Maria, pelo apoio incondicional.
Ao meu namorado Stanley, que muitas vezes, soube compreender a minha
ausência, com o seu carinho, atenção e paciência.
À Celeste Nakayama, por tudo que aprendi e principalmente pela amizade.
Aos amigos Eleny, Sheyla, Aldenira, Daniel Dutra, pelo exemplo de dedicação aos
estudos e incentivo para ingressar na pós-graduação.
Aos amigos do laboratório: Eliana, Jorge, Celeste, Breno, Elmira, Cebolinha, Nifa,
Débora, Fabiana, Jota, Germano, Denise, por todos os momentos que passamos juntos,
pelo carinho, apoio e companhia.
viii
Aos meus amigos de sala Claudia, Carlos, Leandra, Renildo, Daniel Barros e
Eduardo pela troca de conhecimentos e amizade.
Aos meus amigos de curso Taciana, Adília, Joana, Daniel Raid, Daniel Barros,
Daniel Toffoli por todas as vezes que, juntos, trocamos o sono pela Genética.
Aos meus amigos de graduação: Eleny, Daniel, Lílian, Thieme, Célia, Mina, Ana
Paula e Emanoel, pela alegria compartilhada na graduação e amizade que perdurou.
Ao quarteto fantástico, do qual faço parte com muito orgulho e carinho: Adriana,
Sheyla e Eleci, irmãs de coração, obrigada pela amizade, compreensão e críticas.
Ao Dr. Jansen Zuanon pela identificação dos espécimes analisados.
À Dra. Maria de Fátima Vieira que abriu as portas da pesquisa, por todo
conhecimento adquirido e por sua amizade.
À Dra. Neusa Hamada, Dra. Beatriz Ronchi Telles, Dra. Ruth Leila, pelo
conhecimento adquirido em suas companhias.
Ao Fernando Gouveia, pelos ensinamentos e amizade.
Ao Arlindo Nascimento, pela companhia e ajuda nas coletas de campo, nas
tarefas do laboratório e principalmente por sua amizade.
Aos meus amigos do Colégio Roderick de Castello Branco que compreenderam
vários períodos de ausência para a finalização desta.
Obrigada, Eliana, Jorge Porto, Celeste, Jansen, por tudo. Consegui.
ix
SUMÁRIO
I. INTRODUÇÃO 1
I.1 Considerações gerais.......................................................................................... 1
I.2 A família Cichlidae............................................................................................... 1
I.3 Classificação dos ciclasomíneos e heroíneos..................................................... 2
I.4 A importância da citogenética no estudo dos peixes........................................... 3
I.5 A citogenética da família Cichlidae com enfoque em Cichlasomatinae .............. 5
I.6 Objetivos............................................................................................................... 6
II. MATERIAL E MÉTODOS 9
II.1 Material................................................................................................................ 9
II.2 Métodos............................................................................................................... 14
II.2.1 Indução de mitoses.......................................................................................... 14
II.2.2 Obtenção de cromossomos mitóticos.............................................................. 14
II.2.3 Preparação das lâminas................................................................................... 15
II.2.4 Caracterização das regiões organizadoras de nucléolos – NORs................... 16
II.2.5 Caracterização da heterocromatina constitutiva (banda C)............................. 17
II.2.6 Análise cariotípica............................................................................................ 17
III. RESULTADOS..................................................................................................... 20
III.1 Tribo Acaroniini................................................................................................ 20
III.1.1 Acaronia nassa............................................................................................... 20
III.2 Tribo Heroini..................................................................................................... 22
III.2.1 Hoplarchus psittacus....................................................................................... 22
x
III.2.2 Hypselecara temporalis 24
III.2.3 Hypselecara coryphaenoides.......................................................................... 27
III.2.4 Heros efasciatus............................................................................................. 29
III.2.5 Heros severus................................................................................................. 31
III.2.6 Uaru amphiacanthoides.................................................................................. 33
III.2.7 Mesonauta insignis......................................................................................... 35
III.2.8 Mesonauta festivus......................................................................................... 37
III.2.9 Pterophyllum scalare...................................................................................... 39
III.2.10 Pterophyllum altum....................................................................................... 41
III.2.11 Pterophyllum leopoldi.................................................................................... 43
III.3 Tribo Cichlasomatini........................................................................................ 45
III.3.1 Bujurquina peregrinabunda............................................................................. 45
IV. DISCUSSÃO ....................................................................................................... 48
IV.1 Diversidade cariotípica em Cichlasomatinae ................................................... 48
IV.2 Regiões Organizadoras Nucleolares e Heterocromatina ................................. 51
IV.3 Macroestrutura cromossômica na história evolutiva dos ciclídeos
neotropicais ............................................................................................................. 55
V. CONCLUSÕES.................................................................................................... 59
VI. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS................................................................... 60
xi
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 Mapa da Amazônia brasileira, em destaque os locais de
coleta. ......................................................................................
11
Figura 2 Exemplares correspondentes às espécies estudadas .......................... 12
Figura 3 Exemplares correspondentes às espécies estudadas....................... 13
Figura 4 Características cariotípicas de Acaronia nassa................................. 21
Figura 5 Características cariotípicas de Hoplarchus psittacus......................... 23
Figura 6 Características cariotípicas de Hypselecara temporalis (fêmea)....... 26
Figura 7. Características cariotípicas de H. temporalis (macho)....................... 27
Figura 8 Características cariotípicas de Hypselecara coryphaenoides............ 29
Figura 9 Características cariotípicas de Heros efasciatus................................ 31
Figura 10 Características cariotípicas de Heros severus................................... 33
Figura 11 Características cariotípicas de Uaru amphiacanthoides.................... 35
Figura 12 Características cariotípicas de Mesonauta insignis............................ 37
Figura 13 Características cariotípicas de Mesonauta festivus............................ 39
Figura 14 Características cariotípicas de Pterophyllum scalare.......................... 41
Figura 15 Características cariotípicas de Pterophyllum altum............................ 43
Figura 16 Características cariotípicas de Pterophyllum leopoldi......................... 45
Figura 17 Características cariotípicas de Bujurquina peregrinabunda............... 47
Figura 18 Dados cariotípicos sobrepostos à árvore filogenética da subfamília
Cichlasomatinae proposta por Kullander (1998). ..............................
58
Figura 19 Dados cariotípicos sobrepostos à árvore filogenética da subfamília
Cichlasomatinae proposta por Farias et al. (2000b). .........................
59
xii
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 Lista das espécies da subfamília Cichlasomatinae que ocorrem na
Amazônia, já analisadas citogeneticamente........................................... 7
Tabela 2 Lista das espécies da subfamília Cichlasomatinae analisadas no
presente trabalho.................................................................................... 10
Tabela 3 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Acaronia nassa.................................................... 20
Tabela 4 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Hoplarchus psittacus........................................... 22
Tabela 5 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Hypselecara temporalis..................................... 25
Tabela 6 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Hypselecara coryphaenoides........................... 28
Tabela 7 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Heros efasciatus................................................ 30
Tabela 8 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Heros severus....................................................
32
Tabela 9 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Uaru amphiacanthoides.....................................
34
Tabela 10 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Mesonauta insignis.............................................
36
Tabela 11 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Mesonauta festivus............................................
38
Tabela 12 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Pterophyllum scalare..........................................
40
Tabela 13 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Pterophyllum altum.............................................
42
xiii
Tabela 14 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Pterophyllum leopoldi.........................................
44
Tabela 15 Números diplóides, suas freqüências relativas (%) e locais de coleta,
para macho e fêmea de Bujurquina peregrinabunda................................
46
Tabela 16 Características cariotípicas das espécies estudadas............................... 48
xiv
RESUMO
Foram realizados estudos citogenéticos em 13 espécies de acarás pertencentes à
subfamília Cichlasomatinae, família Cichlidae, coletadas em diferentes locais da bacia
amazônica. Destas, duas apresentaram 2n=50, uma 2n=42, duas 2n=46 e oito 2n=48
cromossomos. O número de braços variou de 50 a 60, ou seja, diferentes fórmulas
cariotípicas foram evidenciadas nesta subfamília. Esta variação tanto no número diplóide
como no número de braços das espécies, sugere a presença de rearranjos tanto
Robertsonianos (fissão e fusão), que aumentam e diminuem o número diplóide, como
não Robertsonianos (inversões e translocações), que modificam a fórmula cariotípica. As
regiões organizadoras de nucléolo, um excelente marcador cromossômico entre os
peixes, também apresentaram variação em relação à sua localização no cromossomo,
bem como em relação à sua posição no cariótipo. Nove espécies mostraram NORs
simples, sendo três no primeiro par do complemento. Duas espécies apresentaram
NORs múltiplas, mas nunca em mais que dois pares. A heterocromatina constitutiva foi
evidenciada na região centromérica de todos os cromossomos de todas as espécies,
entretanto algumas apresentaram blocos bem evidentes e outros mais pálidos. Os dados
citogenéticos obtidos no presente trabalho para a subfamília Cichlasomatinae
corroboram sua posição derivada na família Cichlidae, devido à diversidade de números
diplóides, fórmulas cariotípicas, localização e posição da NOR e blocos
heterocromáticos espécie-específicos. Esta diversidade pode ser considerada, sem
dúvida, como conseqüência dos rearranjos cromossômicos ocorridos nesse grupo.
xv
ABSTRACT
Cytogenetic studies were performed on 13 species of acarás in the family
Cichlidae, subfamily Cichlasomatinae, collected from different locations in the Amazon
basin. Of these, two exhibited 2n=50, one 2n=42, two 2n=46, and eight 2n=48
chromosomes. Different karyotypic formulae were found in this subfamily, with the
number of arms varying from 50 to 60. This degree of variation in diploid number and
karyotypic formulae within the family suggests the presence of both Robertsonian (fission
and fusion) and non-Robertsonian (inversions and translocations) rearrangements.
Robertsonian rearrangements increase or decrease the diploid number, while non-
Robertsonian rearrangements modify the karyotypic formula. The nucleolar organizing
regions, an excellent chromosomal marker among fish, varied in their chromosomal
locations, as well as in their karyotypic positions. Nine species had simple NORs, with
three on the first pair of the complement. Two species had multiple NORs, but never in
more than two chromosome pairs. Constitutive heterochromatin was present in the
centromeric region of all chromosomes in all species; however some exhibited quite
evident blocks, while others were paler. The cytogenetic data obtained for the subfamily
Cichlasomatinae during this study corroborates its derived position in the Cichlidae
family, most notably the diversity of diploid numbers and karyotypic formulae and the
species-specific location and position of the NOR and heterochromatin blocks. This
diversity may be considered, without a doubt, as consequence of the chromosome
rearrangements.
xvi
I. Introdução
I.1 Considerações gerais
A bacia amazônica abriga uma das maiores e menos conhecida ictiofauna
de água doce do mundo, reunindo um grande número de espécies que pode chegar a
5.000 (revisto em Santos & Ferreira, 1999).
Na Amazônia, a pesca é uma das atividades mais tradicionais e pode ser tanto
comercial como de subsistência, desempenhando um destacado papel na economia e
no processo de ocupação humana (Santos et al., 1991). A pesca destaca-se também
pela riqueza de espécies exploradas, pela quantidade de pescado capturado e pela sua
importância cultural para a população ribeirinha, que depende desta atividade como
principal fonte de proteína animal (Barthem & Fabré, 2004).
Nesta atividade estão também os peixes ornamentais destinados quase que
totalmente à exportação, com destaque para os Characiformes, Perciformes (Cichlidae)
e Siluriformes que compõem uma lista de 180 espécies brasileiras que podem ser
capturadas e comercializadas para este fim (IBAMA, 2005).
I.2 A família Cichlidae
A família Cichlidae pertence à ordem Perciformes e representa um dos mais
diversificado grupo de peixes de água doce do mundo, ocupando o quarto lugar em
número de espécies (Kullander, 1998).
Na América do Sul são conhecidas cerca de 291 espécies válidas em 39 gêneros
sendo que mais da metade delas ocorrem na bacia amazônica (Kullander, 1998; 2003).
Estes peixes distribuem-se pelos mais diferentes habitats, como margens dos rios,
1
igarapés, florestas alagadas, lagos e corredeiras, preferindo em sua maioria ambientes
lênticos (Lowe-McConnell, 1991).
Devido à diversidade de espécies desta família na bacia amazônica, a
importância econômica dos ciclídeos é muito grande, tanto como fonte de proteína
animal como peixes ornamentais (Chao, 1995). Os gêneros mais explorados pela pesca
comercial, como fonte de proteína, são: Cichla, Geophagus, Astronotus e
Chaetobranchus, popularmente conhecidos como tucunaré e acarás, sendo que as
espécies do gênero Cichla também são exploradas na pesca esportiva (Nascimento et
al., 2001; Chao, 2001). Já as espécies mais exploradas para fins ornamentais são os
apistogramas (Apistogramma spp.), os jacundás (Crenicichla spp.), o acará-bandeira
(Pterophyllum spp.) e os acarás-disco (Symphysodon spp.) (Chao, 2001).
A família Cichlidae é subdividida em oito subfamílias, sendo três do velho mundo
(Etroplinae, Pseudocrenilabrinae e Heterochromidinae) e cinco do novo mundo
(Retroculinae, Cichlinae, Astronotinae, Geophaginae e Cichlasomatinae). As duas
últimas são consideradas as mais derivadas (Kullander, 1998; 2003; Farias et al., 1998).
A subfamília Cichlasomatinae está subdividida, com base em características
morfológicas, em três tribos: Acaroniini, Heroini e Cichlasomatini. Compreende 18
gêneros e cerca de 120 espécies, sendo uma grande parte delas de importância no
comércio de peixes ornamentais (Kullander, 1998).
I. 3 Classificação dos ciclasomíneos e heroíneos
Em uma tentativa de simplificar a terminologia aplicada para o grande grupo dos
ciclasomíneos, Kullander (1996) sugeriu que o grupo dos “ciclasomíneos de escamas
pequenas”, ou ciclasomíneos grupo A (Cichocki, 1976; Kullander, 1983; 1986; Kullander
2
& Nijssen, 1989) fossem classificados como heroíneos, e os “ciclasomíneos de escamas
grandes” ou ciclasomíneos grupo B (Cichocki, 1976; Kullander, 1983; 1986; Kullander &
Nijssen, 1989; Stiassny, 1991) como ciclasomíneos. Seguindo esta classificação
informal, os heroíneos incluem os gêneros Heros Heckel, 1840 (4 espécies), Heroina
Kullander,1996 (1 espécie), Acaronia Myers, 1940 (2 espécies), Caquetaia Fowler, 1945
(4 espécies), Hoplarchus Kaup, 1860 (1 espécie), Hypselecara Kullander, 1986 (2
espécies), Mesonauta Günther,1862 (6 espécies), Pterophyllum Heckel, 1840 (3
espécies), Symphysodon Heckel, 1840 (2 espécies), Uaru Heckel, 1840 (2 espécies).
Cichocki (1976) demonstrou a monofilia dos heroíneos pela morfologia e
ligamentos do palatino, número de espinhos da nadadeira anal e pelos padrões dos
dentes. Tal hipótese foi corroborada por Kullander (1996).
O grupo dos ciclasomíneos é caracterizado por apresentar um padrão típico de
escamação pré-dorsal e por colocar os ovos em uma compacta placa circular. Inclui os
gêneros Cichlasoma sensu stricto Swainson, 1839 (41 espécies), Aequidens sensu
stricto Eigenmann & Bray, 1894 (23 espécies), Bujurquina Kullander, 1986 (17 espécies),
Laetacara Kullander, 1986 (4 espécies), Tahuantinsuyoa Kullander, 1986 (2 espécies) e
Nannacara Regan, 1905 (5 espécies) (Kullander, 1983; Stiassny, 1991).
I.4 A importância da citogenética no estudo dos peixes
A citogenética de peixes é aplicada em estudos evolutivos e citotaxonômicos,
sendo uma excelente ferramenta, quando em associação com dados de morfologia,
biogeografia, comportamento e genética molecular, para poder criar hipóteses mais
realistas sobre a história evolutiva dos organismos (Almeida-Toledo, 1998; Artoni et al.,
2000).
3
O número diplóide varia de 20 cromossomos em algumas espécies de peixes
antárticos (Ozouf-Costaz et al., 1997) a mais de 372 em esturjões (Ascipenceridae) (Kim
et al., 2005), sendo que a maioria das espécies apresenta número cromossômico entre
44 e 60 (Oliveira et al., 1988). Quanto ao tamanho dos cromossomos, estes variam
desde microcromossomos com 1 micrômetro (µm) de comprimento, nos Chondrichthyes
até aqueles com cerca de 30µm nos peixes pulmonados (Dipnoi). A quantidade de DNA
por núcleo diplóide, característica muito utilizada em citogenética para estimar
similaridades ou diferenças entre grupos, também é muito variável entre os peixes, de
0,78 picogramas (pg.) a 248 pg. (Ohno & Atkin, 1966; Hinegardner & Rosen, 1972;
Denton, 1973).
Protocolos para diferentes tipos de bandeamentos cromossômicos vêm sendo
aperfeiçoados para os peixes. Entretanto, a maioria dos estudos citogenéticos nesse
grupo está restrita à identificação das regiões organizadoras nucleolares (NORs) e da
heterocromatina constitutiva (Banda C) (Almeida-Toledo, 1996; 1998). Estes marcadores
têm sido de grande importância na caracterização de espécies, de populações e de
híbridos interespecíficos (Almeida-Toledo et al., 1987; Feldberg et al., 1992; 1999;
Nakayama et al., 2001; Alves-Brinn et al., 2004).
Em relação à ictiofauna Amazônica, a aplicação dos estudos citogenéticos tem
ocorrido em vários grupos, como os Characiformes (Porto et al., 1993; Feldberg et al.,
1992; 1993; Nakayama et al., 2000, 2001, 2002; Centofante et al., 2002), Siluriformes
(Porto & Feldberg, 1993; Souza, 2003; De Oliveira, 2006), Perciformes (Feldberg et al.,
1999; 2003; 2004; Alves-Brinn et al., 2004; Gross, 2006) e Myliobatiformes (Valentim et
al., 2006). Por meio da caracterização cariotípica foram detectados, em espécies destas
4
ordens, polimorfismos cromossômicos, espécies crípticas, presença de cromossomos
sexuais e supernumerários, sendo estas informações importantes no estudo evolutivo
dos diferentes grupos.
I.5 A citogenética da família Cichlidae, com enfoque em Cichlasomatinae
Entre os Perciformes, a família Cichlidae é uma das mais estudadas
citogeneticamente, com 135 espécies analisadas. Este grupo de peixes, que se destaca
por uma enorme diversidade, apresenta uma macroestrutura cromossômica conservada,
em cerca de 60% das espécies, que apresentam 2n=48 cromossomos, em sua maioria
acrocêntricos (Feldberg et al., 2003). Porém, o número diplóide pode variar de 32 a 60
cromossomos, com duas modas bem definidas: uma com 44 cromossomos para os
ciclídeos do Velho Mundo e outra com 48 para os do Novo Mundo (Kornfield, 1979;
1984; Kornfield et al., 1979; Thompson, 1979; Feldberg & Bertollo, 1985a; Feldberg et
al., 2003).
O número diplóide nos ciclídeos do Novo Mundo varia de 38 a 60 cromossomos,
sendo que esta variação ocorre principalmente nas subfamílias Cichlasomatinae (38-60)
e Geophaginae (38-48), sugerindo que estes clados são os mais derivados dentro da
família (Feldberg et al., 2003). Segundo Feldberg & Bertollo (1985b) e Feldberg et al.
(2003), a família Cichlidae é caracterizada por apresentar um sistema de NOR simples,
localizada nos maiores pares cromossômicos. O estado derivado dos Cichlasomatinae e
Geophaginae também pode ser verificado quanto às regiões organizadoras de nucléolo
(NORs), uma vez que, algumas de suas espécies apresentam NORs múltiplas e não
localizadas nos primeiros pares do cariótipo.
5
Da subfamília Cichlasomatinae foram analisadas citogeneticamente, até o
momento, 49 espécies, distribuídas nas Américas Central e do Sul, sendo 12 da
Amazônia (Tabela 1) (Feldberg et al., 2003). Destas, apenas as duas espécies do
gênero Symphysodon tiveram seu cariótipo descrito sob uma perspectiva evolutiva
(Mesquita, 2002; Gross, 2006). Estas espécies apresentam o número diplóide (2n=60), o
mais alto já descrito para Cichlidae e Perciformes, e apresentam uma grande
variabilidade quanto à estrutura cariotípica.
Assim, visando compreender quais mecanismos levaram à diversificação
cariotípica dos ciclasomíneos, o presente trabalho ampliou o estudo citogenético em
espécies pertencentes a este clado e que ocorrem na bacia amazônica.
I.6 Objetivos
Caracterizar citogeneticamente, espécies da subfamília Cichlasomatinae, que
ocorrem na Amazônia central.
Inferir sobre os possíveis mecanismos de evolução cromossômica entre as
espécies desta subfamília.
6
7
8
II. Material e métodos
II.1 Material
A Tabela 2 mostra o número de exemplares, locais de coleta e as espécies da
subfamília Cichlasomatinae analisadas no presente trabalho (Figuras 1, 2 e 3).
Os peixes foram capturados com uso de tarrafas, rapichés ou caniço e
transportados vivos em caixas térmicas tipo “isopor”, para o Laboratório de Genética
de Peixes do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), Coordenação
de Pesquisas em Biologia Aquática (CPBA), sob autorização do IBAMA (Processo
Nº 02005.001766/01-11). Os peixes foram mantidos em aquários aerados, à
temperatura ambiente, até serem sacrificados e submetidos às análises
cromossômicas.
Todos os espécimes foram identificados pelo pesquisador Dr. Jansen Zuanon
(CPBA/INPA) por meio de referências bibliográficas e por comparação com material
depositado na coleção de peixes do INPA/CPBA. Os exemplares analisados foram
numerados, registrados, fixados em formol 10% durante 24h e acondicionados,
posteriormente, em recipientes contendo álcool 70%. Espécimes testemunho
foram depositados na Coleção de Peixes do INPA (Tabela 2).
9
Tabela 2. Lista das espécies da subfamília Cichlasomatinae analisadas no presente
trabalho e os locais de coleta com seu respectivo número de machos e
fêmeas (♂= macho; ♀= fêmea; ?= sexo indeterminado).
Espécies Local ♂ ♀ ? Total Nº da
coleção
Acaronia nassa Barcelos
Jaú
Catalão
2
3
3
-
2
1
-
-
-
02
05
04
INPA 26448
INPA 26449
INPA 26450
Hoplarchus psittacus Anavilhanas 4 4 - 08 INPA 26451
Hypselecara temporalis Catalão 7 7 - 14 INPA 26452
H. coryphaenoides Barcelos
Jaú
Anavilhanas
2
-
1
3
1
-
-
-
-
05
01
01
INPA 26453
INPA 26454
INPA 26455
Heros efasciatus Jaú 2 2 - 04 INPA 26457
H. severus Catalão 1 2 - 03 INPA 26458
Uaru amphiacanthoides Anavilhanas 3 4 - 07 INPA 26459
Mesonauta insignis Barcelos 2 5 1 08 INPA 26460
M. festivus Catalão 1 5 1 07 INPA 26461
Pterophyllum scalare Rio Madeira
Rio Manacapuru
Catalão
1
1
1
-
1
2
-
-
-
01
02
03
INPA 26462
INPA 26463
INPA 26464
P. altum Anavilhanas 1 - - 01 INPA 26465
P. leopoldi Careiro 3 1 - 04 INPA 26466
Bujurquina peregrinabunda Rio Branco 1 - - 01 INPA 26467
Total 83
10
Figura 1. Mapa da Amazônia brasileira, em destaque os locais de coleta.
1= Lago do Catalão; 2= rio Manacapuru; 3= Arquipélago de
Anavilhanas/rio Negro; 4= Rio Jaú/Parque Nacional do Jaú; 5=
Barcelos/rio Negro; 6= Careiro/rio Solimões; 7=rio Madeira; 8=
Igarapé Macoari/rio Branco/RR.
11
Figura 2. Exemplares correspondentes às espécies estudadas (Nome, local de coleta
e valores de comprimento total). A) Pterophyllum scalare, rio
Manacapuru (8,5 cm); B) P. altum, Anavilhanas/rio Negro (5,5
cm); C) P. leopoldi, Careiro/rio Solimões (3,5 cm); D) Mesonauta
festivus, lago Catalão (7,5 cm); E) M. insignis Barcelos/rio Negro
(10,5 cm); F) Hypselecara temporalis, lago Catalão (7,5 cm); G)
H. coryphaenoides, Anavilhanas/rio Negro (12,5 cm).
12
Figura 3. Exemplares correspondentes às espécies estudadas (Nome, local de
coleta e valores de comprimento total). H) Heros efasciatus, rio Negro
(10 cm); I) H.severus, lago Catalão (6 cm); J) Uaru
amphiacanthoides, Anavilhanas/rio Negro (10 cm); L)
Hoplarchus psittacus Foto: Artigas Azas, J.M., M) Acaronia nassa,
Parque Nacional do Jaú/rio Negro (3,5 cm); N) Bujurquina
peregrinabunda, rio Branco (3,5 cm).
13
II.2. Métodos
II.2.1 Indução de mitoses
Para se obter um maior número de células em divisão, foi utilizada a técnica
de indução de mitoses segundo Lozano et al. (1988), com algumas modificações já
estabelecidas no laboratório de Genética de Peixes, INPA/CPBA, que consiste em:
1. preparar uma solução de fermento biológico na seguinte proporção: 0,5 g
de fermento, 0,5 g de açúcar e 20 mL de água destilada;
2. incubar esta solução em banho-maria ou estufa a 40 °C por cerca de 15-20
minutos;
3. injetar a solução intraperitonealmente, na região dorso-lateral do peixe, na
proporção de 1 mL para cada 100 g de peso do animal;
4. deixar os peixes em aquários aerados por um período de 24 horas.
II.2.2 Obtenção de cromossomos mitóticos
Para o estudo dos cromossomos mitóticos foi utilizada, preferencialmente, a
porção anterior do rim, que é o órgão hematopoiético dos peixes. O material foi
preparado segundo a técnica de “air drying” descrita por Bertollo et al. (1978), com
algumas modificações, que consiste em:
1. após 24 horas da injeção de fermento, injetar intraperitonealmente uma
solução aquosa de colchicina 0,0125 % na proporção de 1 mL para cada
100 g de peso do animal;
2. manter o peixe em aquário com sistema de aeração, por 45 minutos. Após
este período, sacrificar o animal e retirar o rim anterior e/(ou posterior);
3. lavar o material retirado em solução hipotônica de KCl a 0,075 M;
14
4. transferir o material para um recipiente de vidro, contendo cerca de 10 mL
da solução hipotônica e dissociar o material nesta solução com pinças de
dissecção. Para melhor separação dos blocos celulares, será utilizada uma
seringa desprovida de agulha, aspirando e expirando suavemente o
material;
5. colocar a suspensão obtida em estufa a 37 °C por 20 minutos;
6. ressuspender, cuidadosamente, o material com o auxílio de uma seringa
desprovida de agulha e em seguida transferi-lo para um tubo de centrífuga,
utilizando-se uma pipeta Pasteur;
7. adicionar 6 gotas de fixador Carnoy 3:1 (metanol:ácido acético), recém
preparado e gelado;
8. centrifugar durante 10 minutos a 900 rpm, descartando o sobrenadante;
9. ressuspender o material, cuidadosamente, em 8 mL de fixador Carnoy,
com o auxílio de uma pipeta Pasteur;
10. repetir os itens 8 e 9 por mais duas vezes. Após a última centrifugação e
eliminação do sobrenadante, adicionar cerca de 1,5 mL de fixador e
ressuspender o material com cuidado. Essa suspensão celular será então
estocada em tubos “eppendorff” e mantida em freezer (-10 °C) para
posterior observação.
II.2.3 Preparação das lâminas
1. colocar as lâminas em solução sulfocrômica por 24 horas;
2. retirar e lavar em água corrente e destilada, armazenar em álcool 100%;
3. aquecer o banho-maria a 60 °C;
15
4. colocar as lâminas, limpas e secas, em suporte sobre o banho-maria e
gotejar a suspensão celular sobre três pontos diferentes desta lâmina;
5. secar diretamente ao ar;
6. corar com Giemsa 5%, diluído em tampão fosfato 0,06M e pH 6,8, por 15
minutos;
7. lavar a lâmina em água destilada e secar ao ar;
8. analisar as lâminas sob microscópio óptico.
II.2.4 Caracterização das Regiões Organizadoras de Nucléolos – NORs
A caracterização das regiões organizadoras de nucléolo (NORs) foi feita
utilizando-se a técnica descrita por Howell & Black (1980), que consiste em:
1. preparar as lâminas conforme o item II.2.3, mas não corar com Giemsa;
2. deixar envelhecendo por três dias em temperatura ambiente;
3. colocar sobre a lâmina uma gota da solução de gelatina (2 g de gelatina
comercial sem sabor, dissolvida em 100 mL de água destilada,
acrescentando 1mL de ácido fórmico) e duas gotas de solução aquosa de
nitrato de prata (AgNO
3
) a 50 %, agitando levemente e cobrindo com
lamínula;
4. colocar em câmara úmida e levar ao banho-maria a 60°C, durante 4-5
minutos;
5. quando a lâmina adquirir uma coloração marrom dourada, retirar do
banho-maria e lavar com água destilada, retirando a lamínula;
6. lavar com água destilada e secar ao ar;
7. analisar as lâminas sob microscópio óptico.
16
II.2.5 Caracterização da Heterocromatina Constitutiva (Banda C)
Para o estudo da heterocromatina constitutiva (banda C) foi utilizada a
técnica descrita por Sumner (1972), com modificações, que consiste em:
1. tratar a lâmina preparada segundo a técnica descrita para cromossomos
mitóticos, com HCl 0,2 N a 42 °C, por 2 minutos;
2. lavar rapidamente em água destilada e incubar a lâmina por um período
de aproximadamente 2 minutos, em solução filtrada de Hidróxido de bário,
(BaOH
2
8H
2
O) a 5% em banho-maria a 42 °C;
3. interromper a ação do hidróxido de bário, imergindo rapidamente a lâmina
em solução de HCl 0,2 N a 42 °C;
4. lavar em água destilada e secar ao ar;
5. incubar em solução 2XSSC (Cloreto de sódio 0,3M e Citrato trisódico
0,03M, pH 6,8) a 60 °C, por 15 minutos em banho-maria;
6. lavar em água destilada e secar ao ar;
7. corar com solução de Giemsa a 5 %, em tampão fosfato pH 6,8, 0,06
M, durante 8 minutos;
8. lavar em água destilada e secar ao ar;
9. analisar as lâminas sob microscópio óptico.
17
II.2.6 Análise cariotípica
Após a análise das metáfases foi estabelecido o número diplóide modal para
cada espécie, sendo que para cada indivíduo foram contadas cerca de 30 metáfases.
As melhores metáfases, aquelas que apresentaram um bom espalhamento e
morfologia mais nítida dos cromossomos, foram fotografadas em objetiva de imersão
em microscópio Olympus BH-2, adaptado ao sistema PM-6 para fotografia.
Os negativos foram obtidos em filme IMAGELINK (Kodak) e AGFA regulado
para asa 12. Os negativos foram selecionados e copiados em papel Kodabrome Print
RC F3.
Os cromossomos foram recortados, emparelhados, montados e medidos com
o auxílio de um paquímetro digital (Mitutoyo Sul Americana Ltda) e compasso de
ponta seca. Para a classificação dos cromossomos foram medidas ambas as
cromátides, determinando-se o comprimento médio do braço maior (BM), do braço
menor (Bm) e o comprimento médio total (Ct).
A relação de braços (RB) foi calculada dividindo-se o comprimento médio do
braço maior pelo comprimento médio do braço menor (RB=BM/Bm). O comprimento
relativo (CR %) de cada par cromossômico foi obtido em relação ao comprimento
médio total do lote haplóide.
Os cromossomos homólogos foram emparelhados em ordem decrescente de
tamanho e separados em grupos, de acordo com a nomenclatura proposta por Levan
et al. (1964) e classificados em metacêntricos (RB de 1,0 a 1,70), submetacêntricos
(RB de 1,71 a 3,0), subtelocêntricos (RB de 3,01 a 7,00) e acrocêntricos (RB>7,0),
onde RB=BM/Bm. Entretanto, para os peixes da família Cichlidae, os cromossomos
têm sido agrupados em duas categorias: M/SM (RB= 1,0-3,0) e ST/A= (RB>3,0)
18
(Thompson, 1979). Para se determinar o número fundamental (NF), que é o número
de braços cromossômicos do cariótipo, foram considerados os cromossomos do
grupo M-SM como tendo dois braços e os do grupo ST-A como tendo um só braço.
Após a montagem do cariótipo de todos os exemplares verificou-se a existência
de variabilidade intra-específica, avaliando a morfologia dos cromossomos, posição
das NORs e o padrão da Banda C. Em seguida, comparou-se o cariótipo entre as
espécies, de modo a verificar quais os principais rearranjos cromossômicos que
ocorreram na subfamília Cichlasomatinae.
19
III. Resultados
III.1 Tribo Acaroniini
III.1.1 Acaronia nassa
A Tabela 3 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para A. nassa. O número diplóide modal para
esta espécie foi 50 cromossomos, sendo todos do tipo subtelocêntrico-acrocêntrico
(ST/A), perfazendo um número de braços (NF) igual a 50 (Figura 4a). Heteromorfismo
cromossômico sexual e diferenças cromossômicas entre os locais de coleta não
foram verificados.
O padrão da NOR foi do tipo simples e está presente em posição intersticial, nos
braços longos do 25º par cromossômico (Figura 4b). Quanto à hetecromatina
constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de todos os cromossomos
(Figura 4c).
Tabela 3. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Acaronia nassa.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
47 48 49 50
Nº de células
2138 ♀ Catalão 0 2 6 20 28
2140 ♂ Catalão 0 9 2 24 35
2285 ♂ Catalão 0 5 4 28 37
3614 ♂ Catalão 0 1 1 11 13
7075 ♂ Barcelos 3 4 1 20 28
7079 ♂ Barcelos 3 0 2 21 26
7166 ♂ Jaú 2 2 2 19 25
7204 ♂ Jaú 1 2 1 18 22
7205 ♀ Jaú 3 0 1 20 24
7206 ♀ Jaú 2 1 1 26 30
7207 ♂ Jaú 1 0 1 16 18
TOTAL 15 26 22 223 286
% 5,2 9,1 7,0 78,0 100
20
Figura 4. Características cariotípicas de Acaronia nassa: a) cariótipo em coloração
convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por AgNO
3
; c)
seqüencial do cariótipo em Giemsa, corado para banda C. ST/A=
Subtelocêntrico/Acrocêntrico. Barra=5µm.
21
III.2. Tribo Heroini
III.2.1. Hoplarchus psittacus
A Tabela 4 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para H. psittacus. O número diplóide modal
para esta espécie foi 48 cromossomos, sendo 14M/SM + 34ST/A (Figura 5a) e NF=
62. Heteromorfismo cromossômico sexual não foi verificado.
O padrão da NOR foi do tipo simples e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do 1º par cromossômico (Figura 5b). Quanto à heterocromatina
constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de todos os
cromossomos, sendo que em alguns invadiu os braços curtos (Figura 5c).
Tabela 4. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Hoplarchus psittacus.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
46 47 48 49
Nº de células
7320 ♀ Anavilhanas 0 0 45 0 45
7321♂ Anavilhanas 2 0 21 0 23
7322 ♀ Anavilhanas 1 4 31 0 36
7323 ♀ Anavilhanas 2 1 75 0 78
7328 ♂ Anavilhanas 3 0 29 0 32
7335 ♀ Anavilhanas 1 0 42 0 43
7342 ♂ Anavilhanas 0 0 43 0 43
7345 ♂ Anavilhanas 2 2 49 0 53
TOTAL 11 7 335 0 353
% 3,1 2,0 94,9 - 100
22
Figura 5. Características cariotípicas de Hoplarchus psittacus: a) cariótipo em
coloração convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por
AgNO
3
; c) metáfase corada para banda C, as seta indicam o par
nucleolar. M/SM= Metacêntrico/Submetacêntrico, ST/A=
Subtelocêntrico/Acrocêntrico. Barra=5µm.
23
a
b
c
III.2.2. Hypselecara temporalis
A Tabela 5 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para H. temporalis. O número diplóide modal
para esta espécie foi 48 cromossomos, sendo 12M/SM + 36ST/A, para machos e
fêmeas, NF= 58 (Figura 6a e 7a).
O padrão da NOR foi do tipo simples nos machos, enquanto nas fêmeas
dois pares de cromossomos estiveram envolvidos. As NORs estiveram presentes
em posição terminal, nos braços curtos do 5º par, para ambos os sexos, sendo
que as marcações apresentaram um heteromorfismos acentuado quanto ao
tamanho. Nas fêmeas foram observadas marcações terminais também nos braços
curtos do 6º par (Figura 6b e 7b). Muitas vezes, nos machos, a marcação pelo
nitrato de prata foi observada em apenas um dos homólogos. Quanto à
heterocromatina constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de
todos os cromossomos, sendo que em alguns foram visualizados blocos
heterocromáticos se extendendo para as regiões proximais. (Figura 6c e 7c).
24
Tabela 5. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Hypselecara temporalis.
Número e sexo
dos peixes
Local de coleta Números diplóides
44 45 46 47 48
Total de
células
5595 ♂ Catalão 1 0 0 0 50 51
6056♂ Catalão 1 0 1 0 50 52
6057♀ Catalão 0 0 0 0 50 50
6110♂ Catalão 0 0 0 0 30 30
6111♂ Catalão 0 2 4 8 50 64
6112♀ Catalão 1 0 2 0 30 33
6114♀ Catalão 1 0 1 0 29 31
6129♀ Catalão 0 0 3 0 35 38
6130♂ Catalão 0 0 0 1 45 46
6161♂ Catalão 0 0 0 0 68 68
6482♀ Catalão 0 0 1 1 42 44
6483♀ Catalão 0 0 12 10 57 79
6780♀ Catalão 0 0 0 0 41 41
6791♂ Catalão 0 0 1 1 28 30
Total 4 2 25 21 605 657
% 0,6 0,3 3,8 3,2 92,1 100
25
Figura 6. Características cariotípicas de H. temporalis: a) cariótipo da fêmea em coloração
convencional; b) em destaque os pares nucleolares corados por AgNO
3
; c)
caríotipo da fêmea corado para banda C. M/SM= Meta/submetacêntrico; ST/A=
Subtelocêntrico/ acrocêntrico. Barra=5µm.
26
Figura 7. Características cariotípicas do macho de H. temporalis: a) cariótipo em
coloração convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por AgNO
3
; c)
cariótipo corado para banda C. M/SM= Meta/submetacêntrico; ST/A=
Subtelocêntrico/ acrocêntrico. Barra=5µm.
27
III.2.3 Hypselecara coryphaenoides
A Tabela 6 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para H. coryphaenoides. O número diplóide
modal para esta espécie foi 42 cromossomos, sendo 16M/SM + 26ST/A, NF=58
(Figura 8a). Heteromorfismo cromossômico sexual não foi verificado.
O padrão da NOR foi do tipo simples e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do 5° par cromossômico (Figura 8b). Quanto à heterocromatina
constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de todos os
cromossomos; um par ST/A (10º) apresentou um bloco proximal no braço longo; o
par nucleolar apresentou os braços curtos heterocromáticos, que pode ser
coincidente ou adjacente à NOR (Figura 8c).
Tabela 6. Número diplóide, freqüências relativas (%) e locais de coleta, para machos
e fêmeas de Hypselecara coryphaenoides.
Número e sexo
dos peixes
Local de coleta Números diplóides
38 39 40 41 42
Total de
células
5990 ♀ Barcelos 0 1 2 1 72 76
5994 ♂ Barcelos 0 0 2 0 59 61
7032 ♀ Barcelos 0 0 0 0 39 39
7076 ♀ Barcelos 0 0 0 0 85 85
7080 ♂ Barcelos 0 0 1 0 45 46
7175 ♀ Jaú 0 0 1 0 30 31
7344 ♂ Anavilhanas 0 0 0 0 27 27
Total 0 1 6 1 357 365
% - 0,3 1,6 0,3 97,8 100
28
Figura 8. Características cariotípicas de Hypselecara coryphaenoides: a) cariótipo
em coloração convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por
AgNO
3
; c) cariótipo corado para banda C. M/SM=Metacêntrico-
submetacêntrico, ST/A= Subtelocêntrico-acrocêntrico. Barra=5µm.
29
III.2.4 Heros efasciatus
A Tabela 7 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para Heros efasciatus. O número diplóide modal
para esta espécie foi 48 cromossomos, sendo 6M/SM + 42ST/A, NF= 54 (Figura 9a).
Heteromorfismo cromossômico sexual e diferenças cromossômicas entre os locais de
coleta não foram verificados.
O padrão da NOR foi do tipo simples e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do 9º par (Figura 9b). Quanto à heterocromatina constitutiva, esta
se apresentou na região pericentromérica de todos os cromossomos, sendo que
alguns blocos foram mais conspícuos. Um par ST/A (provavelmente o nucleolar)
apresentou um bloco proximal no braço longo (Figura 9c).
Tabela 7. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Heros efasciatus.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
46 47 48 49
Nº de células
7173 ♂ Jaú 0 1 10 0 11
7180 ♀ Jaú 4 2 36 0 42
7181 ♂ Jaú 2 7 31 0 40
7182 ♀ Jaú 5 4 24 0 33
TOTAL 15 17 170 0 202
% 7,4 8,4 84,2 0 100
30
Figura 9. Características cariotípicas de Heros efasciatus: a) cariótipo em coloração
convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por AgNo
3
; c)
cariótipo em coloração para banda C. M/SM= Metacêntrico-
submetacêntrico, ST/A= Subtelocêntrico-acrocêntrico. Barra=5µm.
31
III.2.5 Heros severus
A Tabela 8 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para Heros severus. O número diplóide modal
para esta espécie foi 48 cromossomos, sendo 6M/SM + 42ST/A, NF=54 (Figura 10a).
Heteromorfismo cromossômico sexual não foi verificado.
O padrão da NOR foi do tipo simples e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do 6º par cromossômico (Figura 10b). Quanto à heterocromatina
constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de todos os cromossomos
(Figura 10c).
Tabela 8. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Heros severus.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
46 47 48 49
Nº de células
6113 ♂ Catalão 4 4 55 0 63
6115 ♀ Catalão 4 3 20 0 27
6486 ♀ Catalão 2 1 33 0 36
6586 ♂ Catalão 1 3 34 0 38
6782♀ Catalão 3 0 35 0 38
TOTAL 10 8 108 0 126
% 7,9 6,3 85,8 0 100
32
Figura 10. Características cariotípicas de Heros severus: a) cariótipo em coloração
convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por AgNo
3
; c)
cariótipo em coloração para banda C. M/SM= Metacêntrico-
submetacêntrico, ST/A= Subtelocêntrico-acrocêntrico. Barra=5µm.
33
III.2.6 Uaru amphiacanthoides
A Tabela 9 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para U. amphiacanthoides. O número diplóide
modal para esta espécie foi 46 cromossomos, sendo 8M/SM+38ST/A, NF=54 (Figura
11a). Heteromorfismo cromossômico sexual não foi verificado.
O padrão da NOR foi do tipo simples e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do 2º par cromossômico (Figura 11b). Quanto à heterocromatina
constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de todos os
cromossomos. O par nucleolar (2º) apresentou os braços curtos totalmente
heterocromáticos. Esta heterocromatina pode ser adjacente e/ou coincidente com a
NOR (Figura 11c).
Tabela 9. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Uaru amphiacanthoides.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
44 45 46 47
Nº de células
7334 ♂ Anavilhanas 2 0 31 0 33
7359 ♂ Anavilhanas 4 2 31 0 37
7367 ♂ Anavilhanas 0 0 35 0 35
7385 ♀ Anavilhanas 1 1 11 0 13
7386 ♀ Anavilhanas 2 0 28 0 30
7389 ♀ Anavilhanas 3 1 15 0 19
7391 ♀ Anavilhanas 2 1 16 0 19
TOTAL 14 5 167 0 186
% 7,5 2,7 89,8 0 100
34
Figura 11. Características cariotípicas de Uaru amphiacanthoides: a) cariótipo em
coloração convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por
AgNO
3
; c) cariótipo corado para banda C. M/SM=
Metacêntrico/submetacêntrico, ST/A= Subtelocêntrico/acrocêntrico.
Barra=5µm.
35
c
III.2.7 Mesonauta insignis
A Tabela 10 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para M. insignis. O número diplóide modal
para esta espécie foi 48 cromossomos sendo 12 M/SM+36 ST/A, e NF=60 (Figura
12a). Heteromorfismo cromossômico sexual não foi verificado.
O padrão da NOR foi do tipo múltiplo e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos de dois pares do grupo ST-A, que por coloração seqüencial
(Giemsa-AgNO
3
;) pode-se sugerir que sejam 16º e 20º (Figura 12b). Quanto à
heterocromatina constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de
cerca da metade dos cromossomos, sendo que nos demais não foram visualizadas
marcações (Figura 12c).
Tabela 10. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Mesonauta insignis.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
45 46 47 48
Nº de células
5315 ? Barcelos 0 7 2 64 73
5441♀ Barcelos 0 4 0 39 43
5443 ♀ Barcelos 0 1 0 70 71
5445 ♂ Barcelos 0 5 2 27 34
5446 ♀ Barcelos 0 4 0 34 38
5452 ♀ Barcelos 0 2 0 41 43
5970 ♂ Barcelos 0 0 0 63 63
5996 ♀ Barcelos 0 0 0 29 29
TOTAL 0 23 4 367 394
% - 5,8 1,0 93,2 100
36
Figura 12. Características cariotípicas de Mesonauta insignis: a) cariótipo em
coloração convencional; b) em destaque os pares nucleolares corados
por AgNo
3
; c) metáfase somática corada para banda C. As setas
indicam os pares nucleolares. M/SM= Metacêntrico-submetacêntrico,
ST/A= Subtelocêntrico-acrocêntrico. Barra=5µm.
37
III.2.8 Mesonauta festivus
A Tabela 11 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para M. festivus. O número diplóide modal para
esta espécie foi 48 cromossomos, sendo 12M/SM + 36ST/A, NF=60 (Figura 13a ).
Heteromorfismo cromossômico sexual não foi verificado.
O padrão da NOR foi do tipo múltiplo e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos dos pares 16º e 20º (Figura 13b). Quanto à heterocromatina
constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica da maioria dos
cromossomos, sendo que alguns foram mais conspícuos (Figura 13c).
Tabela 11. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Mesonauta festivus.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
45 46 47 48
Nº de células
5275 ♀ Catalão 0 7 2 64 73
5276 ♀ Catalão 0 4 0 39 43
5277 ♀ Catalão 0 1 0 70 71
5282 ♂ Catalão 0 4 0 34 38
6641 ♀ Catalão 0 0 0 30 30
6642 ♀ Catalão 0 0 0 22 22
5601 ? Catalão 0 2 0 25 27
Total 0 18 2 284 304
% - 5,9 0,7 93,4 100
38
Figura 13. Características cariotípicas de Mesonauta festivus: a) cariótipo em
coloração convencional; b) em destaque os pares nucleolares corados
por AgNo
3
; c) metáfase somática corada para banda C. M/SM=
Metacêntrico-submetacêntrico, ST/A= Subtelocêntrico-acrocêntrico.
Barra=5µm.
39
c
III.2.9 Pterophyllum scalare
A Tabela 12 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para P. scalare. O número diplóide modal
para esta espécie foi 48 cromossomos sendo 10 M/SM+38 ST/A e NF=58 (Figura
14a). Heteromorfismo cromossômico sexual e diferenças quanto ao local de coleta
não foram verificados.
O padrão da NOR foi do tipo simples e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do primeiro par (Figura 14b). Quanto à heterocromatina
constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de todos os
cromossomos, sendo alguns blocos mais conspícuos; o par nucleolar apresentou
os braços curtos totalmente heterocromáticos. Esta heterocromatina pode ser
adjacente e/ou coincidente com a NOR (Fig. 14c).
Tabela 12. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Pterophyllum scalare.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
46 47 48 49
Nº de células
6019 ♀ Catalão 2 6 31 0 39
6474 ♀ Catalão 4 7 34 0 45
6786 ♀ Manacapuru 0 5 28 0 33
6789 ♂ Manacapuru 1 7 31 0 39
6920 ♂ Catalão 5 4 26 0 35
7072 ♂ Barcelos 0 3 11 0 14
7208 ♂ R. Madeira 1 5 28 0 34
TOTAL 13 37 189 0 239
% 5,4 15,5 79,1 0 100
40
Figura 14. Características cariotípicas de Pterophyllum scalare: a) cariótipo em
coloração convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por
AgNo
3
; c) metáfase somática corada para banda C. As setas indicam o
par nucleolar. M/SM=Metacêntrico/Submetacêntrico, ST/A=
Subtelocêntrico/Acrocêntrico. Barra=5µm.
41
III.2.10 Pterophyllum altum
A Tabela 13 mostra o número e sexo do exemplar, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para P. altum. O número diplóide modal para
esta espécie foi 46 cromossomos, sendo 10M/SM + 36ST/A, NF=56 (Figura 15a ).
O padrão da região organizadora do nucléolo (NOR) foi do tipo simples e esteve
presente em posição terminal, nos braços curtos do segundo par cromossômico
(Figura 15b). Quanto à heterocromatina constitutiva, esta se apresentou na região
pericentromérica de todos os cromossomos em blocos bastante conspícuos. O par
nucleolar apresentou os braços curtos totalmente heterocromáticos. Esta
heterocromatina pode ser adjacente e/ou coincidente com a NOR (Figura 15c).
Tabela 13. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para macho
de Pterophyllum altum.
Número e sexo do
peixe
Local de coleta Número diplóide
43 44 45 46
Nº de células
7372 ♂ Barcelos 0 5 2 63 70
TOTAL 0 5 2 63 70
% - 7,1 2,9 90,0 100
42
Figura 15. Características cariotípicas de P. altum: a) cariótipo em coloração
convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por AgNo
3
; c)
cariótipo corado para banda C. M/SM= Metacêntrico/Submetacêntrico,
ST/A= Subtelocêntrico/Acrocêntrico. Barra=5µm.
43
III.2.11 Pterophyllum leopoldi
A Tabela 14 mostra o número e sexo dos exemplares, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para P. leopoldi. O número diplóide modal para
esta espécie foi 48 cromossomos, sendo 6M/SM + 42ST/A, NF=58 (Figura 16a).
Heteromorfismo cromossômico sexual não foi verificado.
O padrão da NOR foi do tipo múltiplo e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do 4º e 5º pares cromossômicos, porém na maioria das
metáfases apenas duas marcações foram visualizadas (Figura 16b). Quanto à
heterocromatina constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de
todos os cromossomos, mas muito pálida (Figura 16c).
Tabela 14. Número diplóide, freqüência relativa (%) e locais de coleta, para machos e
fêmeas de Pterophyllum leopoldi.
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
45 46 47 48
Nº de Células
6335 ♂ Careiro 0 0 0 20 20
6336 ♂ Careiro 1 1 0 16 18
6337 ♀ Careiro 0 0 0 51 51
6338 ♂ Careiro 0 0 0 26 26
TOTAL 1 1 0 113 115
% 0,9 0,9 - 98,2 100
44
Figura 16. Características cariotípicas de P. leopoldi: a) cariótipo em coloração
convencional; b) em destaque os pares nucleolares corados por
AgNO
3
; c) metáfase somática corada para banda C. As setas indicam
um dos pares nucleolares. M/SM=Metacêntrico/Submetacêntrico,
ST/A= Subtelocêntrico/Acrocêntrico. Barra=5µm.
45
III.3. Tribo Cichlasomatini
III.3.1. Bujurquina peregrinabunda
A Tabela 15 mostra o número e sexo do indivíduo, local de coleta, número
diplóide e total de células analisadas para B. peregrinabunda. O número diplóide
modal para esta espécie foi 50 cromossomos, sendo 10 M/SM + 40 ST/A, NF=60.
(Figura 17a).
O padrão da NOR foi do tipo simples e esteve presente em posição terminal,
nos braços curtos do 1º par cromossômico, entretanto foi observado um acentuado
heteromorfismo quanto ao tamanho das marcações (Figura 17b). Quanto à
heterocromatina constitutiva, esta se apresentou na região pericentromérica de
todos os cromossomos, sendo que alguns blocos foram mais conspícuos. A NOR
apresentou-se negativa para banda C, mas com blocos heterocromáticos
adjacentes (Figura 17c).
Tabela 15. Número diplóide, freqüência relativa (%) e local de coleta, de um macho
de Bujurquina peregrinabunda .
Número e sexo dos
peixes
Local de coleta Número diplóide
47 48 49 50
Nº de Células
6980 ♂ rio Branco 0 2 1 92 95
TOTAL 0 2 1 92 95
% - 2,1 1,1 96,8 100
46
Figura 17. Características cariotípicas de B. peregrinabunda: a) cariótipo em
coloração convencional; b) em destaque o par nucleolar corado por
AgNO
3
; c) cariótipo corado para banda C, em destaque o par
nucleolar. M/SM= Metacêntrico/Submetacêntrico, ST/A=
Subtelocêntrico/Acrocêntrico. Barra=5µm.
47
Tabela 16. Características cariotípicas das espécies estudadas (2n= número diplóide modal, M/SM= meta-
submetacêntrico, ST/A= subtelo-acrocêntrico, NF= número fundamental ou número de braços; NOR=
região organizadora do nucléolo; i=intersticial; t=terminal; p=braço curto; q=braço longo).
Tribo Espécie 2n FC NF NOR
Acaroniini Acaronia nassa 50 50 ST/A 50 25º, i, q
Heroini Hoplarchus psittacus 48 14.M/SM + 34 ST/A 62 1º, t, p
Hypselecara temporalis 48 12 M/SM + 36 ST/A 60 5º, t, p
H. coryphaenoides 42 16 M/SM + 26 ST/A 58 5º, t, p
Heros efasciatus 48 6 M/SM + 42 ST/A 54 9º, t, p
H. severus 48 6 M/SM + 42 ST/A 54 6º, t, p
Uaru amphiacanthoides 46 8 M/SM + 38 ST/A 54 2º, t, p
Mesonauta festivus 48 12 M/SM + 36 ST/A 60 16º, 20º, t, p
M. insignis 48 12 M/SM + 36 ST/A 60 16º, 20º, t, p
Pterophyllum scalare 48 10 M/SM + 38 ST/A 58 1º, t, p
P. altum 46 10 M/SM + 36 ST/A 56 2º, t, p
P. leopoldi 48 6 M/SM + 42 ST/A 54 4º, 5º, t, p
Cichlasomatini Bujurquina peregrinabunda 50 10 M/SM + 40 ST/A 60 1º, t, p
48
IV. Discussão
IV. 1. Diversidade cariotípica em Cichlasomatinae
Thompson (1979), ao analisar citogeneticamente 41 espécies de ciclídeos
neotropicais, inferiu que a evolução cromossômica destes peixes seria mais conservada
que divergente, onde 2n=48 cromossomos do tipo ST/A representaria um caráter
plesiomórfico. Qualquer variação a partir deste número representaria um caráter
derivado para a família Cichlidae e também para a ordem Perciformes (Brum & Galetti,
1997). Baseado nisto, e visto que a maioria dos ciclídeos analisados tem apresentado
2n=48 cromossomos, existe uma tendência entre os autores em considerar a
macroestrutura cromossômica da família como relativamente conservada (Thompson,
1979; Kornfield, 1984; Feldberg & Bertollo, 1985a; Martins et al., 1995).
Porém, numa ampla revisão do ponto de vista cariotípico, Feldberg et al. (2003)
sugeriram que a evolução cromossômica dos ciclídeos neotropicais não seria tão
conservada, embora o número diplóide igual a 48 cromossomos, em sua maioria do tipo
ST/A, fosse realmente a condição mais freqüente. Esta afirmação foi corroborada no
presente trabalho, onde quatro números diplóides e seis números fundamentais foram
verificados na análise de apenas treze espécies (Tabela 16). Além disso, há que se
considerar a dificuldade em se estabelecer o emparelhamento dos cromossomos
homólogos nos ciclídeos analisados, como já havia sido sugerido por Thompson (1979),
e dos cromossomos serem agrupados em ordem decrescente de tamanho, em apenas
duas categorias: metacêntrico/submetacêntrico (M/SM) e subtelocêntrico/acrocêntrico
(ST/A).
49
Feldberg et al. (2003) ainda propôs que a evolução cromossômica dos ciclídeos
neotropicais teria ocorrido em três direções evolutivas, considerando que 2n=48
cromossomos do tipo ST/A fosse o número diplóide ancestral, sendo elas:
1º) manutenção do número diplóide igual a 48 cromossomos, com poucos do
tipo M/SM;
2º) diminuição do número diplóide (2n<48), com possível aumento de
cromossomos de dois braços (M/SM);
3º) aumento do número diplóide (2n>48), que ocorreria por meio de fissões
cêntricas, sendo este um evento mais recente, onde o ancestral teria passado por
inversões pericêntricas anteriores, podendo assim aumentar o número de cromossomos
com dois braços.
A primeira tendência, que considera a manutenção do 2n=48, foi observada em
oito espécies da tribo Heroini: Hoplarchus psittacus (NF=62), Hypselecara temporalis
(NF=60), Heros efasciatus (NF=54), H. severus (NF=54), Mesonauta festivus (NF=60),
M. insignis (NF=60), Pterophyllum scalare (NF=58) e P. leopoldi (NF=54). Entretanto, o
número de cromossomos com dois braços variou de 6 a 16 (NF=54 a 62), indicando que
rearranjos do tipo inversão pericêntrica devem ter ocorrido nesta tribo.
A diminuição do número diplóide (2n<48) foi verificada em três espécies:
Hypselecara coryphaenoides (2n=42, NF=58), Uaru amphiacanthoides (2n=46, NF=54) e
Pterophyllum altum (2n=46, NF=56).
O aumento do número diplóide (2n>48) foi evidenciado em Acaronia nassa (2n=50,
NF=50) e Bujurquina peregrinabunda (2n=50, NF=60).
Considerando essas três tendências, foi possível verificar que o número
cromossômico e a fórmula cariotípica são suficientes para separar algumas espécies
50
dentro de seus gêneros, como Hypselecara coryphaenoides (2n=42, NF=58) e H.
temporalis (2n=48, NF=60) (Figuras 6 e 7), bem como Pterophyllum scalare (2n=48,
NF=58), P. altum (2n=46, NF=56) e P. leopoldi (2n=48, NF=54) (Figuras 13, 14 e 15).
Ainda com relação a esse aspecto, comparando as três espécies de Pterophyllum
estudadas, os dados cromossômicos sugerem que a espécie P. altum pode ser
considerada a mais derivada e a diminuição do número diplóide teria ocorrido pela fusão
envolvendo quatro cromossomos. Além disso, inversões pericêntricas teriam modificado
o número de braços (NF).
Da mesma forma, uma análise comparativa entre os cariótipos das espécies H.
temporalis (2n=48; 12 M/SM + 36 ST/A) e H. coryphaenoides (2n=42; 16 M/SM + 26
ST/A) permite inferir sobre a possível diferenciação cariotípica dessas espécies.
Novamente, admitindo que 2n=42 cromossomos represente um cariótipo mais
derivado, pelo menos seis (6) fusões cêntricas estariam, provavelmente, implicadas na
redução numérica de 2n=48 para 2n=42 cromossomos, com um conseqüente aumento
do número de cromossomos M/SM e redução do número de cromossomos ST/A.
Uma boa evidência de que fusões cêntricas estariam de fato participando desse
processo pode ser encontrada no tamanho relativo dos três primeiros pares de
cromossomos do cariótipo de H. coryphaenoides, que se apresentam nitidamente bem
maiores que os demais, não estando presentes em H. temporalis. Por outro lado, os
demais cromossomos M/SM são morfologicamente similares entre as duas espécies,
inclusive o cromossomo portador da NOR. Além das fusões cêntricas, rearranjos
cromossômicos não Robertsonianos estariam também implicados na evolução
cariotípica dessas espécies, explicando as diferenças adicionais quanto às suas
fórmulas cariotípicas.
51
Muitos exemplos deste tipo de rearranjo podem ser encontrados na literatura.
Em Oncorhynchus (Salmonidae/Salmoniformes) por exemplo, onde o número diplóide
varia de 52 a 74 cromossomos e o número de braços permanece constante, a fusão
cêntrica foi sugerida como principal evento evolutivo (Kirpichnikov, 1981). Na família
Gobiidae (Perciformes), a fusão atua como uma tendência evolutiva na redução do
número cromossômico para as espécies do gênero Gobius (Giles et al., 1985). Na
ordem Siluriformes, eventos de fusão cêntrica não são comuns, porém nas subfamílias
Loricariidae e Ancistrinae, já foram descritos como um importante mecanismo evolutivo
(Alves et al., 2003).
Em Acaronia nassa (2n=50, NF=50) e Bujurquina peregrinabunda (2n=50, NF=60),
(Figuras 4 e 16) o aumento do número dos cromossomos indica que, contrariamente,
em alguma etapa de sua evolução ocorreram fissões cromossômicas. Um exemplo
de fissão cêntrica em peixes da Amazônia foi reportado para duas espécies do gênero
Potamorhina (Curimatidae/Characiformes), onde o número diplóide considerado
ancestral para o gênero seria 54 cromossomos, todos com dois braços, com
Potamorhina latior apresentando 2n=56 cromossomos e P. altamazonica 2n=102
cromossomos (Feldberg et al., 1993), evidenciando o aumento no número
cromossômico.
Complementando os eventos evolutivos de fissão e fusão, inversões como as
encontradas nas espécies de ciclídeos, que apresentam a tendência em manter 2n=48,
também são encontradas em outros grupos de peixes. Em Perciformes da família
Labridae, a variação no número fundamental ancestral reflete principalmente ocorrência
de inversões pericêntricas (Alvarez et al., 1986). Em Characidae (Characiformes),
Arefjev (1990) propõe que uma variação na estrutura cariotípica, com manutenção do
52
número diplóide pode ser sustentada por rearranjos do tipo inversões pericêntricas. O
mesmo ocorre com a família Pomacanthidae (Perciformes) (Affonso et al., 2002). Nos
ciclídeos neotropicais a inversão pericêntrica também é um dos rearranjos mais
freqüentes nas espécies analisadas (Feldberg et al., 2003; Benzaquen et al., submetido).
Para as espécies dos gêneros Heros e Mesonauta, apenas o número diplóide e
fórmula cariotípica não são suficientes para separá-las citogeneticamente, sendo as
técnicas de NOR e banda C, extremamente importantes nesta diferenciação.
IV. 2. Regiões Organizadoras Nucleolares e Heterocromatina
A presença de um único par de cromossomos nucleolares, com marcações
localizadas em posição intersticial, tem sido uma característica freqüente para os
Perciformes, especialmente naquelas espécies ditas conservadas do ponto de vista
cromossômico, sugerindo que este seja o padrão básico para alguns grupos como os
Notothenioidei (Ozouf-Costaz et al., 1997), Sciaenidae (Feldberg et al, 1999) e
Serranidae (Aguilar & Galetti,1997). O sistema de NORs simples, localizadas no(s)
primeiro(s) par(es) do complemento cromossômico pode ser considerado um caráter
plesiomórfico para os ciclídeos. Da mesma forma, a heterocromatina constitutiva, com
marcações centroméricas em todos os cromossomos do complemento também pode ser
considerado um caráter ancestral (Feldberg & Bertollo, 1985b; Feldberg et al., 2003).
No presente trabalho, tais condições plesiomórficas foram observadas em:
Hoplarchus psittacus (2n=48), Pterophyllum scalare (2n=48) e Bujurquina
peregrinabunda (2n=50). H. psittacus, gênero monotípico, guarda as características
plesiomórficas da família, porém apresenta 14 M/SM, que é um caráter considerado
derivado para os ciclídeos. Para o gênero Bujurquina, apenas duas espécies têm o
53
número diplóide e fórmula cromossômica descritos: B. vittata (=Aequidens
paraguayensis) (2n=44, 26M/SM+18ST/A) (Thompson, 1979; Marescalchi, 2005) e B.
peregrinabunda (2n=50, 50 ST/A), do presente trabalho. Apesar de apenas duas
espécies dentre 17 terem sido descritas, duas tendências evolutivas (2n<48 e 2n>48)
foram visualizadas, no entanto pelo menos uma espécie (B. peregrinabunda) mantém
alguns dos caracteres considerados plesiomórficos para a família.
NOR simples, mas não no 1º par e blocos heterocromáticos mais evidentes
expandindo-se pelas regiões proximais podem ser considerados caracteres derivados
(Feldberg et al., 2003). Estes foram observados nas espécies: Acaronia nassa,
Hypselecara temporalis, H. coryphaenoides, Heros efasciatus, H. severus, Uaru
amphiacanthoides e Pterophyllum altum.
Em A. nassa, a NOR intersticial no 25º par, sugere uma possível fissão cêntrica
no par nucleolar ancestral, M-SM, possivelmente um dos primeiros pares do
complemento cariotípico.
Em Hypselecara, a NOR mostrou-se presente no 5º par, em ambas as espécies
e nenhuma mostrou qualquer diferenciação cariotípica entre machos e fêmeas.
Entretanto, nas fêmeas de H. temporalis sempre foi evidenciado um par a mais marcado
pelo nitrato de prata (6º), que nos machos.
Casos de NOR associada a cromossomos sexuais já foram descritos para vários
peixes. Fêmeas das espécies de Triportheus (Characiformes) sempre apresentaram um
sinal positivo na hibridização in situ com sonda 18S, no braço longo do cromossomo W,
nem sempre detectado por AgNO
3
(Artoni & Bertollo, 2001). Os autores sugerem que
pode tratar-se de uma heterocromatina argentofílica ou de uma inativação de genes,
mas neste gênero todas as espécies apresentam heteromorfismo cromossômico sexual
54
do tipo ZZ/ZW. No caso de H. temporalis pode ser apenas uma inativação de NORs, que
é comum em peixes, e a hipótese de uma heterocromatina argentofílica também não
pode ser descartada.
H. coryphaenoides apresentou um grande acúmulo de heterocromatina na
região pericentromérica de todos os cromossomos, expandindo-se para os braços curtos
e longos, além dos pares submetacêntricos apresentarem os braços curtos quase
totalmente heterocromáticos. Evolutivamente, a heterocromatina constitutiva também
pode desempenhar um papel significativo alterando a morfologia cromossômica por um
processo de heterocromatinização ou de acúmulo, normalmente detectado nos braços
curtos de cromossomos acrocêntricos (Sumner, 1990; Pieczarka & Mattevi, 1998).
Galetti et al. (1991) postularam para espécies de anostomídeos (Characiformes) que a
heterocromatina associada às NORs teria favorecido quebras e conseqüentes rearranjos
durante a diferenciação específica deste grupo de peixes.
No caso de Heros, as duas espécies (H. severus e H. efasciatus) apresentaram
a NOR na mesma localização do cromossomo (terminal, braço curto). Porém em H.
efasciatus este sinal está localizado no 9º par e em H. severus está no 6º par.
As duas espécies analisadas do gênero Mesonauta apresentaram número e
fórmula cromossômica idênticas, ficando evidente apenas um marcador, onde em M.
insignis o maior par ST/A (7º) é bem maior do que o mesmo par em M. festivus. Em
relação ao padrão de banda C, M. insignis apresentou heterocromatina constitutiva
apenas em parte dos cromossomos e em blocos pálidos, enquanto M. festivus
apresentou blocos pericentroméricos em todos os cromossomos e bem evidentes.
Os dados de NOR e banda C das espécies analisadas permitem considerá-los
bons marcadores também para os ciclídeos. A heterocromatina associada às NORs
55
pode ter contribuído para a ocorrência dos rearranjos que levaram à mudança deste
marcador de local/posição, ao longo da evolução cariotípica desse grupo.
IV. 3 Macroestrutura cromossômica na história Evolutiva dos ciclídeos
neotropicais
Os citogeneticistas de peixes, com o intuito de agrupar informações evolutivas
de um determinado grupo, usualmente sobrepõem dados cromossômicos sobre
filogenias existentes (Oliveira et al., 1988; Brum, 1995; Brum et al., 1997; Affonso et al.,
2002). Isto, porque características do cariótipo de um organismo tais como número
diplóide, fórmula cromossômica, localização e posição da região organizadora do
nucléolo, blocos heterocromáticos específicos, entre outras, podem auxiliar na
determinação dos padrões evolutivos de um determinado grupo (Oliveira et al., 1988;
Almeida-Toledo, 1998; Artoni et al., 2000).
Para a família Cichlidae, atualmente, duas árvores filogenéticas são
apresentadas: uma baseada apenas em dados morfológicos (Kullander, 1998) e a outra
baseada nestes dados somados a dados moleculares (Farias et al., 2000b). Ambas
apontam para o monofiletismo dos ciclídeos neotropicais. Ainda, os dados moleculares
sugerem uma maior variabilidade genética nos ciclídeos neotropicais quando
comparados aos africanos.
A subfamília Cichlasomatinae, juntamente com o seu clado irmão Geophaginae
são consideradas as subfamílias mais derivadas dentro da família Cichlidae (Kullander,
1998; Farias et al., 2000b). Os dados citogenéticos existentes para estas subfamílias
corroboram esta posição, principalmente da subfamília Cichlasomatinae, devido à
56
diversidade de números diplóides e fórmulas cariotípicas descritas para este clado
(Tabela 1 e 16).
Nas Figuras 18 e 19 são apresentadas sobreposições dos dados
cromossômicos obtidos no presente trabalho com as árvores filogenéticas mais
recentes. Na filogenia proposta por Farias et al. (2000 b) (Figura 19) os dados não
possuem tanta robustez quanto à análise para os gêneros, pois poucas espécies foram
analisadas para cada um deles. Contudo, observando-se a árvore filogenética proposta
por Kullander (1998), os dados citogenéticos do presente trabalho mostram uma melhor
disposição para os gêneros dentro da filogenia de cada tribo. Por exemplo, o gênero
Acaronia está na tribo basal para a subfamília e mesmo aumentando o número diplóide
(2n=50), A. nassa manteve a condição plesiomórfica para o caráter “cromossomos
acrocêntricos”.
O gênero Hoplarchus, que é basal para a tribo Heroini, apresentou vários
caracteres derivados, tais como fórmula cariotípica, posição da NOR e de blocos
heterocromáticos. No presente estudo, H. psittacus manteve caracteres plesiomórficos
que corroboram esta posição.
Pterophyllum leopoldi, Mesonauta insignis e M. festivus, analisadas no presente
trabalho, apresentaram NORs múltiplas e dentro da tribo Heroini são considerados
grupos irmãos por Kullander (1998).
Portanto, os dados citogenéticos obtidos para as trezes espécies de
ciclasomíneos, em uma comparação preliminar, corroboram a posição derivada deste
clado, aproximando-se mais da filogenia proposta por Kullander (1998).
57
Figura 18. Dados cariotípicos sobrepostos à árvore filogenética da subfamília Cichlasomatinae proposta por Kullander
(1998). 2n=número diplóide, fórmula cariotípica, NF=número fundamental, p=braço curto, q=braço longo,
t=terminal, i=intersticial, M/SM=metacêntrico/submetacêntrico, ST/A=submetacêntrico/acrocêntrico).
58
Figura 19. Dados cariotípicos sobrepostos à árvore filogenética da subfamília Cichlasomatinae proposta por Farias et al.
(2000b). 2n=número diplóide, fórmula cariotípica, NF=número fundamental, p=braço curto, q=braço longo,
t=terminal, i=intersticial, M/SM=metacêntrico/submetacêntrico, ST/A=submetacêntrico/acrocêntrico).
59
V. Conclusões
1. A subfamília Cichlasomatinae apresentou três tendências quanto à evolução
cariotípica: 2n<48 (três espécies), 2n=48 (oito espécies), 2n>48 (duas espécies),
evidenciando a ocorrência de rearranjos Robertsonianos (fissão e fusão cêntrica)
e não Robertsonianos (inversão pericêntrica) na sua evolução cariotípica.
2. Três espécies apresentaram NOR simples localizada no primeiro par do
complemento (caráter plesiomórfico); nove apresentaram NOR simples, mas não
no primeiro par; ao lado de outras quatro apresentando NORs múltiplas (caráter
derivado), evidenciando rearranjos associados aos cromossomos portadores
das NORs.
3. Todas as espécies analisadas apresentaram heterocromatina na região
pericentromérica de todos os cromossomos, sendo que algumas apresentaram
blocos mais conspícuos.
4. Os dados citogenéticos obtidos para as trezes espécies de ciclasomíneos
corroboram a posição derivada deste clado nas árvores filogenéticas mais atuais
propostas para a família Cichlidae.
60
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