ads:
RESISTÊNCIA DE HÍBRIDOS DE SORGO E
DIVERSIDADE DE Colletotrichum sublineolum
DAGMA DIONÍSIA DA SILVA
2009
ads:
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
DAGMA DIONÍSIA DA SILVA
RESISTÊNCIA DE HÍBRIDOS DE SORGO E DIVERSIDADE DE
Colletotrichum sublineolum
Tese apresentada à Universidade Federal de
Lavras como parte das exigências do Programa
de Pós-Graduação em Fitopatologia, para a
obtenção do título de “Doutor”.
Orientador
Prof. Dr. Hilário Antônio de Castro
LAVRAS
MINAS GERAIS – BRASIL
2009
ads:
Silva, Dagma Dionísia da.
Resistência de híbridos de sorgo e diversidade de Colletotrichum
sublineolum / Dagma Dionísia da Silva. – Lavras : UFLA, 2009.
175 p. : il.
Tese (doutorado) – Universidade Federal de Lavras, 2009.
Orientador: Hilário Antônio de Castro.
Bibliografia.
1. Colletotrichum sublineolum. 2. Sorghum bicolor. 3.
Resistência genética. 4. Virulência. 5. Variabilidade. 6. Diversidade
Genética. I. Universidade Federal de Lavras. II. Título.
CDD – 633.174940429
584.920429
Ficha Catalográfica Preparada pela Divisão de Processos Técnicos da
Biblioteca Central da UFLA
DAGMA DIONÍSIA DA SILVA
RESISTÊNCIA DE HÍBRIDOS DE SORGO E DIVERSIDADE DE
Colletotrichum sublineolum
Tese apresentada à Universidade Federal de Lavras como
parte das exigências do Programa de Pós-Graduação em
Fitopatologia, para a obtenção do título de “Doutor”.
APROVADA em 09 de outubro de 2009
Dr. Carlos Roberto Casela Embrapa/Milho e Sorgo
Prof. Dr. Eduardo Alves UFLA
Prof. Dr. João Bosco dos Santos UFLA
Prof. Dr. Renzo Garcia Von Pinho UFLA
Prof. Dr. Hilário Antônio de Castro
UFLA
(Orientador)
LAVRAS
MINAS GERAIS - BRASIL
A Deus, inspiração, proteção e força, em todos os momentos,
A Casela, por nunca usar seu prestígio e sucesso para se impor ou ferir a
dignidade de outras pessoas, pelos risos e sorrisos de todos os dias e por ser um
grande mestre em minha vida,
DEDICO.
Aos meus pais, José e Percília, pelos bons exemplos, dedicação, amor e apoio, e
por não permitir que nos faltasse a educação,
Aos meus sobrinhos, Camila, Everton, Caroline, Ana Clara, Mateus e Gabriel,
OFEREÇO.
AGRADECIMENTOS
A minha família, razão pela qual tudo se torna mais fácil.
À Casela, pela oportunidade, por valorizar meu trabalho, respeitar minhas ideias
e pelos conhecimentos transmitidos.
A Darlan, pelo amor, pela dedicação, pelo apoio e companheirismo e por
entender minha ausência.
Ao professor Hilário, pela orientação, disponibilidade, eficiência e paciência.
Ao Clóvis, pelo apoio em todas as etapas deste trabalho, confiança e amizade.
Ao pesquisador Alexandre da Silva Ferreira, pela força, apoio e carinho.
Aos pesquisadores Rodrigo Veras e Luciano Cota, pela ajuda no
desenvolvimento deste trabalho, pela parceria nos trabalhos realizados no
laboratório de fitopatologia e pelo carinho.
Ao pesquisador José Avelino, pela liberação de sementes de sorgo e preciosa
colaboração.
Aos estudantes Cibele, Elaine, Amanda, Michele, Eduardo, Igor e Fabrício, pelo
trabalho em equipe, pela preciosa ajuda, pelo carinho e amizade.
Aos funcionários dos campos experimentais da Embrapa/Milho e Sorgo, José
Moreira, Dênio, Marquinho, Luciano, Lindomar e Reinaldo, pela disposição,
pelo respeito e responsabilidade ao conduzir os experimentos, pelo carinho e
agradável convivência.
Aos funcionários da Embrapa/Milho e Sorgo, em especial as meninas da
biblioteca, Wânia, Maria Teresa e Conceição, a Edmar e Geraldo Magela do
melhoramento de sorgo e ao motorista Noca.
Às pesquisadoras Eliane Gomes, Cláudia Teixeira e à Ubiraci, pela valiosa ajuda
na análise molecular, pelas correções e conhecimentos passados.
3
3
Ao pesquisador Dr. Décio Karam, por ceder o espaço físico do Laboratório de
Manejo de Plantas Daninhas, durante as reformas do Laboratório de
Fitopatologia, permitindo a conclusão deste trabalho.
A Vagner Alves da Silva (Agência Rural/GO), pela amizade e ajuda nos
trabalhos em Rio Verde, GO.
Ao meu irmão José Ricardo, pela edição das fotografias e minha sobrinha
Camila, pela ajuda nas pesquisas da web.
A Adelmo e Cristóvão, do CNPAF e Cley Donizeti Martins Nunes do CPACT,
pela condução dos ensaios em Goiânia e Pelotas.
A Dow Agrosciences, na pessoa do Dr.Paulo Dion e do Osmério, pelos isolados
enviados, pela receptividade e valiosa colaboração no ensaio em Jardinópolis.
Aos colegas do Departamento de Fitopatologia, pela agradável convivência.
À Aretusa, grande amiga e afilhada, pela impressão e entrega da tese aos
menbros da banca, pela acolhida e pela alegria demonstrada em cada reencontro.
Às amigas Amanda, Eliana, Gleice e Nina, pelo companheirismo durante o
tempo em que moramos juntas em Lavras e a Geila e Luciana, por me acolherem
em sua casa.
Às queridas amigas Luciana Lima, Luciane, Élida, Marcella, Cristiane Máximo,
Célia, Zuleide, Wanderléia e Zênia, pela força e carinho.
Aos professores do Departamento de Fitopatologia, pelo conhecimento
transmitido.
À COMIGO, pelo espaço cedido para o experimento de Rio Verde, GO.
À Universidade Federal de Lavras (UFLA) e ao Departamento de Fitopatologia,
pela oportunidade.
À Embrapa/Milho e Sorgo, por disponibilizar espaço físico, recursos humanos,
por profissionalizar e valorizar os trabalhos de tese.
Ao CNPq, pela concessão de bolsa de estudos.
À Fapemig, pelo apoio financeiro para a participação em eventos.
SUMÁRIO
Página
RESUMO GERAL ................................................................................................i
ABSTRACT .........................................................................................................ii
CAPÍTULO 1........................................................................................................1
1 Introdução Geral ................................................................................................2
2 Referencial Teórico............................................................................................5
3 Referências Bibliográficas...............................................................................18
CAPÍTULO 2: Reação de híbridos de sorgo a populações de Colletotrichum
sublineolum no Brasil .........................................................................................25
Resumo ...............................................................................................................26
Abstract...............................................................................................................27
1 Introdução........................................................................................................28
2 Material e Métodos ..........................................................................................30
Etapa 1: Ensaio preliminar com híbridos forrageiros e graníferos .....................30
2.1 Condução dos ensaios...................................................................................30
2.2 Avaliações.....................................................................................................32
2.3 Análise e interpretação dos dados.................................................................32
2.4 Etapa 2: Ensaio de virulência de C. sublineolum a treze híbridos e duas
linhagens de sorgo ..............................................................................................33
2.5 Avaliações.....................................................................................................34
1
1
2.6 Reação de treze híbridos de sorgo e duas linhagens a 158 isolados de C.
sublineolum, em casa de vegetação ....................................................................35
2.7 Obtenção dos isolados de Colletotrichum sublineolum................................35
2.8 Produção e preparo de inóculo......................................................................35
2.9 Avaliação ......................................................................................................36
2.10 Análise e interpretação dos resultados........................................................37
3 Resultados e Discussão....................................................................................38
3.1 Etapa 1: ensaio preliminar com híbridos forrageiros e graníferos de sorgo .38
3.2 Etapa 2: ensaio de virulência de C. sublineolum a treze híbridos de sorgo e
duas linhagens.....................................................................................................44
4 Coclusões.........................................................................................................55
5 Referências Bibliográficas...............................................................................56
CAPÍTULO 3: Estrutura populacional e associação de virulência de
Colletotrichum sublineolum a híbridos de sorgo em diferentes locais no Brasil 59
Resumo ...............................................................................................................60
Abstract...............................................................................................................61
1 Introdução........................................................................................................62
2 Material e Métodos ..........................................................................................64
2.1 Avaliação ......................................................................................................64
2.4 Análise e interpretação dos resultados..........................................................65
3 Resultados e Discussão....................................................................................69
3.1 Estrutura populacional de C. sublineolum em diferentes locais no Brasil....69
2
2
3.2 Associação de virulência em C. sublineolum a quinze genótipos de sorgo..77
4 Conclusões.......................................................................................................90
5 Referências Bibliográficas...............................................................................91
CAPÍTULO 4: Diversidade genética de Colletotrichum sublineolum
provenientes de diferentes locais do Brasil.........................................................95
Resumo ...............................................................................................................96
Abstract...............................................................................................................97
1 Introdução........................................................................................................98
2 Material e Métodos ........................................................................................100
2.1 Obtenção de massa micelal de C. sublineolum...........................................100
2.2 Extração de DNA genômico .......................................................................100
2.3 Amplificação do DNA................................................................................101
2.4 Avaliação ....................................................................................................103
2.5 Análise e interpretação dos resultados........................................................103
3 Resultados e Discussão..................................................................................104
4 Conclusões.....................................................................................................115
5 Referências Bibliográficas.............................................................................116
Considerações finais .........................................................................................121
ANEXOS..........................................................................................................122
Anexo A............................................................................................................122
Anexo B............................................................................................................140
3
3
Anexo C............................................................................................................164
i
i
RESUMO GERAL
SILVA, Dagma Dionísia da. Resistência de híbridos de sorgo e diversidade
de Colletotrichum sublineolum. 2009. 175 p. Tese (Doutorado em
Fitopatologia)-Universidade Federal de Lavras, Lavras, MG.*
O principal entrave para a contínua expansão da cultura do sorgo
(Sorghum bicolor) no Brasil é a antracnose (Colletotrichum sublineolum Henn.),
a mais severa doença dessa cultura, que está disseminada em todas as regiões
produtoras de sorgo no país. O conhecimento da diveridade do patógeno e da
reação a doença, de híbridos, em diferentes locais, pode ajudar no adequado
manejo dessa doença. Os objetivos deste trabalho foram caracterizar a
diversidade de C. sublineolum em locais de ocorrência de severas epidemias da
doença, identificar híbridos com resistência a essas populações e combinações
entre híbridos que possam ser utilizados em estratégias de manejo da doença no
Brasil. Quinze híbridos de sorgo foram avaliados quanto à reação a C.
sublineolum em cinco locais. Alta resistência em campo foi observada nos
híbridos Volumax, DAS740, 735005 e 1G150, em todos os locais. A inoculação
dos híbridos com 158 isolados permitiu identificar 121 raças do patógeno.
Utilizaram-se coeficientes de associação de patogenicidade (CAP) e de
virulência (CAV), para verificar a ocorrência de dissociação ou associação de
virulência a essas combinações. Os híbridos Volumax, DAS740 e a linhagem
SC283 apresentaram o maior número de combinações com dissociação de
virulência de acordo com CAP e CAV. A estrututra populacional e a distribuição
de C. sublineolum foram analisadas por meio de três índices de diversidade
fenotípica, de um índice de complexidade e por diversidade genética. Maiores
diversidade e complexidade foram verificadas em Sete Lagoas. Cinquenta e
quatro genótipos de C. sublineolum foram identificados por meio de marcador
ISSR. Não houve relação entre raças de C. sublineolum, virulência em plantas e
marcadores ISSR utilizados. O agrupamento dos isolados por origem geográfica
foi observado.
*Comitê orientador: Hilário Antônio de Castro – UFLA (orientador), Carlos
Roberto Casela – Embrapa/ Milho e Sorgo (coorientador).
ii
ii
ABSTRACT
SILVA, Dagma Dionísia da. Resistance of sorghum hybrids and diversity of
the Colletotrichum sublineolum. 2009. 175 p. Tese (Doctorate in Plant
pathology) – Federal University of Lavras, Lavras, MG*.
The increase in cropped sorghum (Sorghum bicolor) in Brazil is
hampered by anthracnose (Colletotrichum sublineolum Henn.), the most severe
sorghum disease, which is disseminated throughout growing fields in the
country. The knowledge of pathogen diversity and the reaction of hybridis to the
disease in different areas can help in the disease suitable management. The
objective of this work was to characterize the diversity of C. sublineolum
populations in areas where severe epidemics occur, to identify hybrids with
resistance to those populations and to identity sorghum hybrid combinations able
to control the disease in different areas of Brazil. Fifteen sorghum hybrids were
evaluated for the reaction to C. sublineolum in five areas. Higher field resistance
was observed in Volumax, DAS740, 735005 and 1G150 hybrids throughout the
studied sites. Thehybrid inoculation with 158 isolates allowed to identity 121
races of the pathogen. Coefficients of pathogenicity associations (PAC) and
virulence associations (VAC) were used to verify the occurrence of virulence
dissociation or association to those combinations. According to the CAP and
CAV the Volumax and DAS740 hybrids and the SC283 line showed the higher
number of combinations with virulence dissociation. The population structure
and distribution of C. sublineolum in five areas were analyzed through three
phenotypic diversity indexes and through molecular markers. The highest
diversity and complexity were verified in Sete Lagoas. Fifty four genotypes of
C. sublineolum were identified through ISSR marker. No association between
races of the pathogen and virulence in plants was verified with the molecular
markers. The clustering of isolates with geographic origin was observed.
*Guidance comitee: Hilário Antônio de Castro–UFLA (Advisor), Carlos
Roberto Casela – Embrapa/ Milho e Sorgo (Co-advisor).
CAPÍTULO 1
2
1 INTRODUÇÃO GERAL
O aumento em produção, na cultura de sorgo no Brasil, foi determinado
pela intensificação e modificação nos sistemas de cultivo deste cereal e pelos
avanços obtidos no melhoramento genético, com a geração de cultivares de alta
produtividade. A cultura expandiu-se para uma área acima de um milhão de
hectares em 2003, sendo uma importante opção, como segunda safra, nas regiões
sudeste e centro-oeste. Dados recentes mostram que houve incremento de
236,36% na produção nos últimos dez anos, desde a safra de 1999/2000 que foi
de 781,4 mil toneladas, até 1.846,9 mil toneladas estimados para a safra de
2008/2009. Nesse mesmo período, a área plantada no país passou de 543,2 para
815,2 mil hectares, correspondendo a um aumento de 150,7% e a produtividade
passou de 1.439,0 para 2.266,0 kg/ha, o que reflete em aumento de 157,47%
(Companhia Nacional de Abastecimento-CONAB, 2009).
O sorgo é o quinto cereal mais importante no mundo em termos de
produção e área plantada (Food and Agriculture Organization of the United
Nations-FAO, 2009) e, com um genoma menor que o do milho, é um importante
modelo para gramíneas tropicais, sendo fonte de alimentação, nutrição,
combustível e fibras em diversos ambientes e sistemas de produção (Perumal et
al., 2009).
Dentre os fatores que limitam a expansão da cultura no país estão as
doenças, algumas das quais podem causar perdas significativas à produção de
grãos e de forragem, dependendo da suscetibilidade da cultivar e de condições
ambientais favoráveis à sua ocorrência e disseminação. Entre elas, as mais
importantes são a antracnose (Colletotrichum sublineolum Henn.), a ferrugem
(Puccinia purpurea Cooke), o míldio (Peronosclerospora sorghi (Weston &
Uppal) C. G. Shaw), a helmintosporiose (Exserohilum turcicum(Pass.) Leonard
3
& Suggs) e a doença açucarada ou ergot (Claviceps africana Frederiksen,
Manthe & De Milliano) (Casela et al., 1997).
Há, nas várias regiões de plantio de sorgo, condições particularmente
favoráveis à ocorrência da antracnose, a principal e mais devastadora doença
desta cultura, devido não apenas às condições ambientais adequadas à
ocorrência de severas epidemias, como também à alta variabilidade apresentada
pelo patógeno. Raças de alta virulência já foram identificadas em várias regiões
do país, o que indica a necessidade de um contínuo monitoramento da população
local do patógeno (Casela et al., 1996, 1997, 2001; Valério et al., 2005; Silva et
al., 2008).
O controle desta doença é considerado prioritário pela indústria de
produção de sementes, já que ela pode causar perdas superiores a 80% na
produtividade, além de esterilidade parcial de panículas e afetar drasticamente a
qualidade da semente produzida. O seu controle é também essencial como
suporte à contínua expansão da área de plantio com a cultura. O uso de
cultivares resistentes é a melhor forma de controle da doença. Porém, a
variabilidade apresentada por C. sublineolum representa um entrave para os
trabalhos de melhoramento genético visando à obtenção de cultivares resistentes,
devido à possibilidade de quebra da resistência pelo surgimento de novas formas
de virulência do patógeno que se adaptam às variedades e híbridos comerciais
(Casela & Ferreira, 1987; Guimarães et al., 1999). A identificação de resistência
em híbridos comerciais e em fase de melhoramento, em diferentes regiões, é
uma etapa imprescindível diante da alta variabilidade deste patógeno.
Aliado a esse conhecimento, a obtenção de informações sobre a estrutura
populacional do patógeno por meio de virulência em plantas e análise molecular
pode ajudar a esclarecer fatores que levam à alta variabilidade em C.
sublineolum. Este tipo de informação é importante para programas de
melhoramento e também para a definição de estratégias de manejo da doença,
4
que permitam o melhor aproveitamento dos genes de resistência e maior
durabilidade da resistência.
Este trabalho foi realizado com os objetivos de identificar híbridos de
sorgo com alto nível de resistência a populações de C. sublineolum de diferentes
locais no Brasil, identificar combinações de híbridos para as quais a virulência
encontra-se dissociada e que posssam ser usadas na validação de estratégias de
manejo da resistência e caracterizar populações de C. sublineolum por meio da
avaliação da estrutura de virulência e da diversidade genética.
5
2 REFERENCIAL TEÓRICO
2.1 O hospedeiro (Sorghum bicolor (L.) Moench)
O sorgo (família Gramineae) é uma planta andromonoica, basicamente
autógama, com taxa de polinização cruzada em torno de 5% que ocorre,
principalmente, pelo vento. Sua origem está, provavelmente, na África Central,
na região da Etiópia e Sudão, entre 5 e 7 mil anos atrás ou mais, de onde se
propagou por vários países, levado por nativos que migravam. O testemunho
histórico mais antigo aparece em uma escultura no palácio de Sena Querib, em
Nínive, Assíria, 70 a.C. Segundo Pinho & Vasconcelos (2002), o sorgo teria,
para os povos africanos, a mesma importância que o milho para os americanos.
A planta é utilizada na alimentação humana e faz parte do preparo de
alimentos sólidos e líquidos de diversos tipos, sendo fonte de energia na
alimentação de 700 milhões de pessoas nos trópicos semiáridos do mundo,
principalmente Ásia e África. No Ocidente, onde foi introduzida em meados do
século XIX, a utilização do sorgo era basicamente como substituto do milho no
preparo de ração animal. Apesar de ser uma cultura antiga, seu desenvolvimento
como cultura agrícola ocorreu no final do século XIX, quando foi introduzida
nos EUA, trazida por escravos. Após longo período de adaptação, várias
experiências e trabalhos de melhoramento foram realizados, visando atender às
novas modalidades de utilização e métodos culturais diferentes. Dessa forma, foi
nos EUA que, por meio do melhoramento genético de cultivares antigas,
chegou-se aos diferentes tipos cultivados hoje (Ruas et al., 1988; Guimarães et
al., 1999; Pinho & Vasconcelos, 2002).
Três tipos de sorgo são cultivados no Brasil: o granífero, o forrageiro e o
tipo vassoura. O uso de híbridos de elevada qualidade e produtividade fez com
que o sorgo se transformasse em cultura de grande expressão na alimentação
6
animal. O sorgo vassoura, de porte mais alto, colmos finos e panículas
apresentando características especiais, torna-o adequado para a produção de
vassouras. O sorgo granífero é utilizado para alimentação humana e animal na
fabricação de rações e apresenta valor nutricional similar ao do milho. Na
indústria, o sorgo granífero é utilizado para a produção de amido, farinha,
cerveja, cera, óleo comestível e, ainda, pode ser misturado com o trigo na
fabricação de pão e massas. O sorgo forrageiro é bastante plantado no sul de
Minas Gerais e no Vale do Paraíba, em São Paulo (Pinho & Vasconcelos, 2002;
Santos et al., 2005).
A cultura é mais plantada em sucessão à soja, nos estados da região
centro-oeste e como cultura de verão no Rio Grande do Sul. Na região nordeste,
tem se sobressaído nos estados do Rio Grande do Norte, Ceará, Maranhão,
Bahia e Pernambuco, onde é uma cultura viável por possuir a capacidade de ser
resistente ao estresse hídrico (Guimarães et al., 1999; Pinho & Vasconcelos,
2002).
Os países que mais se destacam na produção mundial são Estados
Unidos, Índia, Nigéria, México e Sudão, responsáveis por 75% do total
produzido. Outros países, como Argentina, Etiópia, Austrália e Burkina,
possuíam produção pelo menos duas vezes maior que a brasileira em 2000.
Além disso, países como a Argentina e México adotam política de substituição
ao milho, ficando o milho excedente destinado à exportação (Pinho &
Vasconcelos, 2002), o que os torna concorrentes do Brasil neste setor.
A planta se adapta a uma ampla variação de ambientes e, mesmo sob
condições desfavoráveis, produz bem, o que não ocorre com a maioria dos
outros cereais (Magalhães et al., 2000). Esta ampla variação de ambientes aos
quais a cultura se adapta torna o Brasil um produtor potencial de sorgo,
podendo, inclusive, passar a exportador, dadas a grande extensão territorial do
país e a diversificação edafoclimática favorável em todo o seu território.
7
O sorgo está substituindo o milho na formulação de ração animal nos
períodos que antecedem a safra de milho, quando a produção é escassa. Isso
ocorre porque o ciclo da cultura do sorgo é menor em relação ao milho, podendo
ser colocado nas indústrias neste período, o que evita o aumento do preço das
rações e, consequentemente, o preço final de frango e carnes em geral. Além
disso, a palatibilidade não é alterada e os problemas com teores de tanino
(composto polifenólico) foram resolvidos pelo desenvolvimento de grãos que
apresentam um melhor tipo de amido, com baixos teores ou sem tanino. A
comercialização de grãos de sorgo com tanino corresponde a 4% do sorgo
granífero e, em todo o mundo, de 50% a 60% dos sorgos não têm tanino
(Magalhães et al., 2000; Pinho & Vasconcelos, 2002).
A capacidade do sorgo de se adaptar a regiões onde ocorre menor
volume de chuvas faz com que a cultura possa ser utilizada nas regiões do
semiárido nordestino e norte-mineiro. Apesar de essa possibilidade ganhar
espaço, seu cultivo ainda é maior no centro-oeste, onde os produtores não
arriscam plantar o milho no período mais seco e no sul do país (Pinho &
Vasconcelos, 2002).
2.2 O patógeno (Colletotrichum sublineolum Henn.)
Colletotrichum sublineolum Henn. era considerado uma forma diferente
da espécie Colletotrichum graminicola (Ces.) G. W. Wilson que atacava milho,
sorgo e outras gramíneas. No entanto, Sutton (1968), baseando-se em diferenças
na morfologia do apressório de isolados de milho e isolados de sorgo, propôs a
existência de duas espécies diferentes e passou a considerar a espécie de milho
como C. graminicola e a espécie de sorgo como C. sublineolum. Esta diferença
foi evidenciada por análise de isoenzimas, DNA e sequenciamento de rDNA
(Vaillancourt & Hanau, 1992; Sherriff et al., 1995; Horvarth & Vargas Júnior,
2004).
8
O fungo produz acérvulos de coloração escura e formato oval a
cilíndrico, com setas de coloração escura e que são encontradas, normalmente,
no centro das lesões. Os acérvulos se formam na epiderme e nas cavidades
subepdérmicas de ambas as superfícies das folhas e colmos. Os conidióforos são
produzidos em grande quantidade no interior dos acérvulos e são eretos, hialinos
e não septados. Os conídios são produzidos sobre os conidióforos, não
apresentam septos e são falciformes (Casela & Ferreira, 1998). A produção de
conídio oval foi relatada por Panaccione et al. (1989). Conídios ovais com dois
núcleos representaram 30% da população e conídios ovais com três e quatro
núcleos, menos de 10%. A produção de conídios multinucleados indica que a
heterocariose pode ser um processo que contribui para a variabilidade deste
patógeno (Casela & Frederiksen, 1994). Mais recentemente, Souza-Paccola et al.
(2003), avaliando a ocorrência de recombinação genética neste fungo, relataram
que todos os isolados produziram conídios ovais em meio líquido. Heterocarions
foram obtidos utilizando-se esse tipo de conídio que, segundo os autores,
representam uma ferramenta útil em trabalhos sobre genética de C. sublineolum.
C. sublineolum pode sobreviver por períodos prolongados como micélio
em restos de cultura na superfície do solo (até 18 meses) e sementes infectadas.
Nas sementes, o fungo pode sobreviver por três anos ou mais, sob condições de
armazenamento em baixa temperatura e por até dois anos em temperatura
ambiente. Espécies selvagens de sorgo e outras espécies hospedeiras, como
capim-arroz (Echinochloa colonum), também são fonte primária de inóculo e os
conídios produzidos disseminam-se pelo vento e chuva. A produção de
esclerócios em colmos secos, em cultivares suscetíveis, também permite ao
patógeno sobreviver na ausência do hospedeiro (Warren, 1986; Ali & Warren,
1992; Casela & Frederiksen, 1993; Casela & Ferreira, 1998).
2.3 Variabilidade em Colletotrichum sublineolum Henn.
9
A variabilidade em C. sublineolum foi demonstrada, pela primeira vez,
por Harris & Johnson, em 1967, quando os autores verificaram variações no
grau de resistência entre as cultivares de sorgo Wiley, Dwarf Lahore, Dobbs,
Mygabash, Framinola, P. I.267340 e MN960. Após o trabalho de Harris &
Johnson (1967), vários outros mostraram a variação em virulência dos isolados
utilizando séries diferenciais de sorgo como marcadores e, dessa forma, vários
isolados foram separados em raças em experimentos de casa de vegetação e em
campo (Harris & Sowel, 1970; Frederiksen & Rosenow, 1971; Pastor-Corrales
& Frederiksen, 1978; Rosewich et al., 1998; Mathur et al., 2001; Casela et al.,
2004; Valério et al., 2005; Silva et al., 2008).
No Brasil, a existência de raças fisiológicas de C. sublineolum foi
demonstrada, pela primeira vez, por Nakamura (1984), citado por Casela &
Frederiksen (1994), quando cinco raças foram identificadas com base na reação
diferencial de cinco cultivares de sorgo a isolados do patógeno obtidos de
plantas infectadas de diferentes regiões do país. Sete raças foram posteriormente
identificadas, tendo por base a reação diferencial de doze cultivares de sorgo
(Ferreira & Casela, 1986). Criou-se, então, um sistema para a classificação de
raças de C. sublineolum, que foi desenvolvido com base na reação de nove
cultivares de sorgo selecionadas a partir da série diferencial utilizada por Casela
& Ferreira (1998). Neste sistema, as cultivares BR008, BR005 e CMSXS136
permitiram separ as raças do patógeno em oito grupos principais, enquanto os
demais genótipos caracterizaram 32 raças dentro de cada grupo. Foi possível
diferenciar 13 raças adicionais em 210 culturas monospóricas coletadas em
diferentes regiões do país, entre 1985 e 1987 (Casela & Ferreira, 1987).
Em trabalhos mais recentes, Casela et al. (2004), Valério et al. (2005) e
Silva et al. (2008) identificaram 75, 22 e 70 raças, de um total de 314, 34 e 289
isolados monospóricos avaliados, respectivamente. No primeiro trabalho, 45
raças foram identificadas em cada ano e 16 delas foram comuns em dois anos de
10
coleta. Dezesseis raças corresponderam a 68% do total de isolados testados e
somente quatro delas foram detectadas em todos os anos e locais, tendo a raça
mais comum representado 9,55% de todos os isolados.
Respostas à seleção direcional imposta por cultivares hospedeiras
geneticamente resistentes já foram obtidas nas condições brasileiras. De fato,
variedades como Brandes, Theis, Rio e Wray, que foram inicialmente resistentes
à antracnose quando introduzidas no país em 1987, tornaram-se suscetíveis
quando novas raças do fungo apareceram após 1987 (Mathur et al., 2003).
Casela et al. (2001), avaliando raças do patógeno, com diferentes graus
de complexidade quanto à virulência, mostraram que isolados da raça
denominada 30A foram predominantes em relação à raça denominada 31E, de
maior grau de complexidade, indicando haver diferenças na capacidade
competitiva entre raças do patógeno.
2.4 Utilização de marcadores moleculares para análise da variabilidade em
C. sublineolum
Os trabalhos sobre a variabilidade de C. sublineolum baseiam-se na
virulência (reação à doença) e na agressividade (severidade), verificadas por
meio da utilização de uma série diferencial de cultivares que respondem
diferentemente à doença foliar (White et al., 1987; Mathur et al., 2003). Segundo
Rosewich et al. (1998), o número de diferenciadoras utilizadas é fator limitante à
identificação adequada da amplitude da variação entre os isolados e os dados
não podem ser comparados, devido ao fato de não haver uma série diferencial
uniforme a todos os pesquisadores. Por esse motivo, cada trabalho fica limitado
às diferenciadoras utilizadas, não havendo o conhecimento real da variabilidade
do patógeno em todas as regiões produtoras. A utilização de marcadores
moleculares pode ajudar na solução desse problema, considerando que permite
11
uma análise direta, sem que o genoma sofra influência do ambiente (Talamini et
al., 2006).
Marcadores moleculares são utilizados em análise genética de várias
situações, como identificação de clones, linhagens, híbridos, cultivares,
paternidade, estimativa de diversidade, fluxo gênico, taxa de cruzamento,
parentesco e construção de mapas genéticos (Buso et al., 2003).
A utilização de marcadores RAPD em isolados de C. sublineolum
obtidos na África, Estados Unidos, Índia e Porto Rico indicou alta variabilidade
e características baseadas na região geográfica. Maior homogeneidade foi
observada na população de Porto Rico e pode ter sido determinada pelo
isolamento geográfico do pool gênico neste local (Guthrie et al., 1992). Valério
et al. (2005) avaliaram a diversidade deste patógeno por meio de virulência e
marcadores RAPD e RFLP. Não foi observada correlação entre as raças,
classificadas por meio de virulência, e os agrupamentos genéticos obtidos pelos
marcadores moleculares. Em todas as regiões, a diversidade por meio de
virulência foi maior que aquela gerada por marcadores, mas houve tendência de
agrupamento dos isolados de acordo com a região geográfica, indicando a
existência de barreiras físicas ou biológicas que limitam o fluxo gênico entre
populações.
Segundo Rosewich et al. (1998), o conhecimento da composição
genética da população do patógeno seria uma ferramenta de auxílio para
determinar se a resistência será quebrada, caso possa ser associada a mudanças
na estrutura genética da população do patógeno. Amostras da linhagem
parcialmente resistente, SC326-6, usada como genitor em programas de
melhoramento genético visando resistência à antracnose e que se manteve
resistente em algumas áreas por mais de 10 anos, resultaram em três raças
diferentes, quando avaliados 140 isolados obtidos dessa linhagem. A busca por
marcadores que possibilitem a associação entre marcadores moleculares e
12
virulência, na interação sorgo-C. sublineolum, é necessária e pode possibilitar a
piramidação de genes de resistência a diferentes raças, como já observado na
interação feijoeiro-C. lindemuthianum (Mesquita et al., 1998; Ferreira et al.,
1999).
Em sorgo, a utilização de marcadores microssatélites permitiu a
separação de isolados de Peronosclerospora sorghi de outras espécies
causadoras de míldio em milho (P. maydis e P. philippinensis), cana-de-açúcar
(P. sacchari), milheto (Sclerospora graminicola) e roseira (Peronospora sparsa)
e identificar variabilidade entre dezenove isolados de P. sorghi. Segundo os
autores, a técnica de microssatélites pode ser utilizada para formular estratégias
de melhoramento visando à resistência a populações locais do patógeno e para
monitorar a emergência de novas raças virulentas (Perumal et al., 2008).
Outro tipo de marcador baseado nas repetições microssatélites é o ISSR
(sigla para o inglês inter-simple sequence repeat), um marcador dominante que
amplifica entre sequências microssatélites utilizando um único primer, composto
por uma sequência repetida e ancorada com dois a quatro nucletídeos em uma
das extremidades (Zietkiewicz et al., 1994; Caixeta et al., 2009).
Por meio de ISSR e RAPD, oito grupos de isolados endofíticos do
gênero Colletotrichum, amostrados em doze espécies florestais foram erificados.
Os autores concluíram que as populações de Colletotrichum eram altamente
variáveis em termos genéticos e mostravam pouca ou nenhuma evidência de
clonabilidade e ausência de especificidade ao hospedeiro (Lu et al., 2004). A
avaliação da estrutura populacional de Fusarium oxysporum f. sp. ciceris, agente
etiológico da murcha-de-grão-de-bico, por meio de ISSR, também permitiu
identificar um alto nível de variabilidade entre isolados. Neste trabalho,
marcadores RAPD também foram utilizados, porém, marcadores tipo ISSR
foram mais informativos, devido a um maior polimorfismo identificado entre os
isolados (Bayraktar et al., 2008). No fungo entomopatogênico Beauveria
13
bassiana, esta técnica permitiu a diferenciação entre espécies e uma associação
com a origem geográfica (Wang et al., 2005) e, em alguns casos, associação
entre isolados similares do fungo com insetos nos quais o fungo foi amostrado
(Takatsuka , 2007).
Estes trabalhos mostraram que um grande número de informações sobre
populações de patógenos é obtido por meio de marcadores moleculares e podem
ajudar a esclarecer fatores que influenciam a variabilidade entre isolados e entre
regiões. Esse tipo de conhecimento pode ser uma ferramenta útil para definição
de estratégias que aumentem a durabilidade da resistência.
2.5 A doença
A antracnose está presente em todas as regiões de plantio de sorgo no
Brasil e é favorecida por condições de alta umidade e temperatura, embora
regiões com breve período de chuva, seguido por seca prolongada, também
estejam sujeitas à ocorrência de epidemias severas (Casela & Frederiksen, 1994;
Casela et al., 1998).
A doença se expressa em três fases: antracnose foliar, podridão do colmo
e antracnose da panícula. A fase foliar pode ocorrer em qualquer estádio de
desenvolvimento da planta, aparecendo, normalmente, a partir do início de
desenvolvimento da panícula e tem como sintoma a produção de lesões elípticas
a circulares, medindo até 5 mm de diâmetro. No centro dessas lesões, a
coloração característica é palha, com margens avermelhadas, alaranjadas ou
castanhas, que variam com a cultivar. Sob condições ideais, as manchas
aumentam em quantidade e coalescem, cobrindo toda a folha. No centro das
lesões, formam-se numerosos acérvulos que permitem identificar a doença no
campo. Ocorre, ainda, uma massa de conídios entre as setas que dão à lesão uma
coloração creme (Casela & Ferreira, 1998).
14
O aparecimento de lesões na nervura central pode ocorrer
independentemente da presença ou não da infecção foliar. São sintomas de
antracnose nas nervuras, lesões elípticas a alongadas, de coloração avermelhada,
púrpura ou negra, sobre as quais se formam acérvulos em grande quantidade.
Quando aparecem sintomas foliares juntamente com os sintomas nas nervuras,
os danos da doença podem ser maiores em relação aos sintomas isolados (Casela
& Ferreira, 1998).
Na panícula, os sintomas são caracterizados por lesões formadas abaixo
da epiderme e têm, inicialmente, um aspecto encharcado e que, com o tempo,
adquire coloração cinza a púrpura-avermelhada. O seccionamento da panícula
possibilita a verificação de áreas de uma cor castanho-avermelhada alternadas
com áreas esbranquiçadas. Nas panículas, a esporulação pode ocorrer na raque,
nas ramificações primárias, secundárias e terciárias, nas glumas e nas sementes.
Panículas de plantas infectadas apresentam tamanho reduzido, menor peso e
amadurecimento precoce. Em situações de ataque severo, pode ocorrer
esterilidade parcial. As plantas com antracnose da panícula podem originar
sementes infectadas que não germinam ou dão origem a plântulas doentes. Os
conídios que causam a antracnose da panícula são produzidos durante a fase
foliar (Casela & Ferreira, 1998).
A podridão do colmo ocorre, geralmente, em plantas adultas. É também
causada por conídios produzidos na fase foliar da doença. A água de chuva ou
da irrigação leva os conídios até a bainha das folhas e estes, ao germinarem,
penetram o pedúnculo ou a panícula, causando podridão no colmo de onde a
doença se estende para a panícula (Casela & Ferreira, 1998).
Caracteriza-se a podridão do colmo pela formação de cancros que
apresentam áreas mais claras, circundadas por pigmentos da planta hospedeira.
As lesões ocorrem no tecido internodal, principalmente no pedúnculo e podem
se apresentar de forma contínua ou em forma de manchas isoladas. Devido ao
15
crescimento do fungo nos tecidos vasculares, o movimento da água e de
nutrientes é prejudicado, o que faz com que haja um pobre desenvolvimento de
panícula e grãos (Casela & Ferreira, 1998). A infecção do colmo, segundo os
mesmos autores, resulta em perdas e redução considerável na produção de grãos
e de forragem. A antracnose causa perdas diretas e indiretas na produção que
variam entre regiões, cultivares e, principalmente, condições climáticas.
As perdas indiretas de grãos causadas pela doença são o resultado da
redução da germinação das sementes e da transmissão da doença para novas
regiões geográficas. A redução da massa, a densidade e o aborto das sementes
são os fatores mais importantes na queda da produção. A seca prematura de
folhas e a desfolha podem reduzir a produção de grãos e forragem em 30% a
50% ou mais, para cultivares suscetíveis, durante epidemias severas (Harris &
Sowel, 1970; Pande et al., 1994; Casela & Ferreira, 1998).
2.6 Controle de doenças por meio da resistência genética
Existem várias medidas para promover a proteção de plantas contra
patógenos e, dentre elas, a resistência genética é a mais desejável, pois combina
algumas vantagens, como a diminuição do uso de defensivos, evitando a
poluição do ambiente e ser uma tecnologia que não onera os custos de produção,
já que as sementes de um híbrido resistente possuem o mesmo valor comercial
de um suscetível. No entanto, a resistência nem sempre é durável e existe a
dificuldade de se saber até quando ela se manterá, após a liberação do híbrido no
mercado.
Considera-se a resistência como durável quando uma cultivar
amplamente plantada em ambiente favorável mantém-se resistente a um
determinado patógeno por um longo período de tempo (Crute & Pink, 1996;
Adugna, 2004). Por este motivo, a eficiência das estratégias de controle de
doenças de plantas depende da capacidade de manejo da variabilidade da
16
população local do patógeno e da necessidade de adaptação de medidas de
controle para patógenos de alta variabilidade (Andrivon & Vallavieille-Pope,
1995).
O melhoramento das culturas agronomicamente importantes beneficia os
produtores por meio do comércio de produtos com melhor qualidade. Dessa
forma, grandes extensões de variedades uniformes são plantadas, o que favorece
a ocorrência de epidemias severas. Isso porque, após um período de intenso uso
de uma cultivar resistente, a seleção direcional em favor de raças virulentas
determina a quebra da resistência, completando o chamado ciclo boom and bust.
Aliado a isso, o uso de pais em comum, muitas vezes suscetíveis, leva a um
estreitamento da base genética, facilitando o surgimento de novas raças do
patógeno (Pink, 2002; Adugna, 2004).
Entre as estratégias para aumentar a resistência de plantas a patógenos, a
piramidação de genes, que consiste na incorporação, em um mesmo genótipo, de
dois ou mais genes de resistência, é a mais conhecida e amplamente utilizada
(Browning & Frey, 1969; Nelson, 1973; Crill, 1982; Wolfe, 1985). No entanto,
outras estratégias podem ser usadas, como, por exemplo, distribuir os genes no
espaço e no tempo (manejo temporal). Neste caso, os genes utilizados estão em
cultivares diferentes, que podem ser distribuídas de variadas formas, como em
misturas de cultivares, ou multilinhas, numa mesma área, em cultivares
diferentes, em diferentes áreas, dentro de uma mesma unidade produtiva
(desenvolvimento em nível de fazenda) e cultivares recomendadas para
diferentes regiões, dentro de uma mesma área epidemiológica (desenvolvimento
regional). As multilinhas e as misturas são baseadas na ocorrência de confronto
do patógeno com uma grande diversidade de genes de resistência no hospedeiro
(Parlevliet, 1993; Crute & Pink, 1996; Casela et al., 2001).
De fato, uma diminuição na severidade da antracnose do sorgo foi
verificada por Guimarães et al. (1998), em avaliação do controle da antracnose
17
em mistura de cultivares no Brasil. Um problema prático no uso de misturas é
que os consumidores e produtores requerem uniformidade para características
agronômicas (ex. época de colheita, altura de plantas), o que nem sempre ocorre
(Crute & Pink, 1996).
Outras estratégias de manejo da doença são a ciclagem de genes de
resistência e a utilização sazonal de genes de resistência. A reciclagem consiste
na liberação de genes de resistência em uma determinada região epidemiológica,
até um ponto que anteceda o desenvolvimento na população do patógeno de
raças virulentas em uma frequência suficiente para determinar severas epidemias
da doença. Detectada uma nova raça, a cultivar é substituída por outra contendo
um segundo gene de resistência. O mesmo procedimento é realizado com esta
cultivar até o surgimento de uma nova raça. Neste ponto, o primeiro gene
utilizado deve retornar. A ideia é que, pela ação da seleção estabilizadora, raças
com genes desnecessários de virulência a esse gene estejam ausentes na
população do patógeno ou em baixa frequência, o que significa que este gene
será novamente efetivo no controle da doença quando reintroduzido na área. Ao
final do processo, três cultivares com características agronômicas desejáveis e
diferentes genes de resistência vertical poderão ser recicladas indefinidamente.
Já a utilização sazonal de genes de resistência consiste em fazê-lo em função das
diferentes épocas de plantio de uma espécie (Casela & Guimarães, 2005).
Todas essas estratégias visam a melhor utilização dos genes de
resistência e foram preconizadas para o manejo da resistência genética, de modo
a aumentar a sua durabilidade e a sua estabilidade. Para que tais estratégias
tenham sucesso, é importante que se conheça o comportamento de linhagens e
híbridos comerciais em diferentes condições, bem como a estrutura das
populações do patógeno em que poderão ser implantadas.
18
3 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ADUGNA, A. Alternate approachesin deploying for disease resistance in crop
plants. Asian Journal of Plants Sciences, Pantacheru, v.3, n.5, p.618-623, Sept.
2004.
ALI, M.E.; WARREN, H.L. Anthracnose of sorghum. In: MILLIANO, W.A.J.;
FREDERIKSEN, R.K.; BENGSTON, G.D. Sorghum and millets diseases: a
second world review. Pantacheru: ICRISAT, 1992. p.203-208.
ANDRIVON, D.; VALLAVIEILLE-POPE, C.R. Race diversity and complexity
in selected populations of fungal biotrophic pathogens of cereals.
Phytopathology, Saint Paul, v.85, n.8, p.897-905, Aug. 1995.
BAYAKATAR, H.; DOLAR, F.S.; MADEN, S. Use of RAPD and ISSR
markers in detection of genetic variation and population structure among
Fusarium oxysporum f. sp. ciceris isolates on Chickpea in Turkey. Journal
Phytopathology, Saint Paul, v.156, n.3, p.146-154, Mar. 2008.
BROWNING, J.A.; FREY, K.J. Multiline cultivars as a mean of disease control.
Annual Review Phytopathology, Palo Alto, v.7, p.355-382, Sept. 1969.
BUSO, G.S.C.; CIAMPI, A.Y.; MORETZSONH, M.C.; AMARAL, Z.P.S.
Protocolo para desenvolvimento de marcadores microssatélite. Brasília:
EMBRAPA - Cenargem, 2003. 11p. (Circular Técnica, 20).
CAIXETA, E.T.; OLIVEIRA, A.C.B.; BRITO, G.G.; SAKIYAMA, N.S. Tipos
de marcadores moleculares. In: BORÉM, A.; CAIXETA, E.T. (Ed.).
Marcadores moleculares. 2.ed. Viçosa, MG: UFV, 2009. p.11-94, 532p.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Reação de genótipos de sorgo a sete
patótipos de Colletotrichum graminicola, agente causal da antracnose.
Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.12, n.1, p.60-62, jan. 1987.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Antracnose do sorgo (Colletotrichum
graminicola). Sete Lagoas: EMBRAPA-CNPMS, 1998. 19p. (Circular Técnica,
28).
19
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S.; BRANCAO, N. Variabilidade e estrutura de
virulência em Colletotrichum graminicola. Fitopatologia Brasileira, Brasília,
v.21, n.3, p.357-361, set. 1996.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S.; SANTOS, F.G. Associação de virulência de
Colletotrichum graminicola à resistência genética em sorgo. Fitopatologia
Brasileira, Brasília, v.23, n.2, p.143-146, jun. 1998.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S.; SANTOS, F.G. Differences in competitive
ability among races of Colletotrichum graminicola in mixtures. Fitopatologia
Brasileira, Brasília, v.26, n.2, p.217-219, jun. 2001.
CASELA, C.R.; FREDERIKSEN, R.A. Survival of Colletotrichum graminicola
sclerotia in sorghum stalk residue. Plant Disease, Quebec, v.77, n.8, p.825-827,
Aug. 1993.
CASELA, C.R.; FREDERIKSEN, R.A. Pathogenic variability in monoconidial
isolates of the sorghum antracnose fungus Colletotrichum graminicola from
single lesions and from monoconidial cultures. Fitopatologia Brasileira,
Brasília, v.19, n.2, p.149-153, jun. 1994.
CASELA, C.R.; GUIMARÃES, F.B. Rotação de genes no manejo da resistência
a doenças. Revisão Anual de Patologia de Plantas, Passo Fundo, v.13, p.321-
349, 2005.
CASELA, C.R.; PINTO, N.F.J.A.; OLVEIRA, E.; FERREIRA, A.S. Sorgo
(Sorghum bicolor (L.) Moench): controle de doenças. In: VALE, F.X.R. do;
ZAMBOLIM, L. (Ed.). Controle de doenças de plantas. Viçosa, MG: UFV,
1997. p.1025-1064.
CASELA, C.R.; SANTOS, F.G.; FERREIRA, A.S. Race diversity and
complexity in populations of the sorghum anthracnose fungus Colletotrichum
graminicola. Revista Brasileira de Milho e Sorgo, Sete Lagoas, v.3, n.1, p.30-
37, jan. 2004.
COMPANHIA NACIONAL DE ABASTECIMENTO. Acompanhamento da
safra 2008/2009. Disponível em: <http://www.conab.gov.br>. Acesso em: 15
ago. 2009.
CRILL, P. Evolution of the gene rotation concept for rice blast control: a
compilation of 10 research papers international rice research institute. Manila:
International Rice Research Institute, 1982. 222p. (Research Papers, 10).
20
CRUTE, I.R.; PINK, D.A. Genetics and utilization of pathogen resistance in
plants. The Plant Cell, Rockville, v.8, n.10, p.1747-1755, Oct. 1996.
FERREIRA, A.S.; CASELA, C.R. Raças patogênicas de C. graminicola, agente
causal da antracnose em sorgo (Sorghum bicolor). Fitopatologia Brasileira,
Brasília, v.11, n.1, p.83-87, mar. 1986.
FERREIRA, C.F.; BORÉM, A.; CARVALHO, G.A.C.; NIETSCHE, S.;
PAULA JÚNIOR, T.J.; BARROS, E.G.; MOREIRA, M.A. Identificação de
marcador RAPD ligado ao gene de resistência à raça 63.39 da mancha-angular
do feijoeiro. Bragantia, Campinas, v.58, n.2, p.247-252, abr. 1999.
FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OF THE UNITED
NATIONS. The world sorghum and millet economies: facts, trends and
outlook. Disponível em: <http://www.fao.org>. Acesso em: 15 set. 2009.
FREDERIKSEN, R.A.; ROSENOW, D.T. Disease resistance in sorghum. In:
ANUAL CORN AND SORGHUM RESEACH CONFERENCE, 26.; HYBRID
CORN INDUSTRY RESEARCH CONFERENCE, 11., 1971, Chicago.
Proceedings... Washington: American Seed Trade Association, 1971. p.71-82.
GUIMARÃES, F.B.; CASELA, C.R.; SANTOS, F.G.; FERREIRA, A.S.
Controle da antracnose do sorgo através da utilização de misturas de culturas.
Summa Phytopathologica, Jaguariúna, v.24, n.2, p.131-135, abr./jun. 1998.
GUIMARÃES, F.B.; CASELA, C.R.; SANTOS, F.G.; PEREIRA, J.C.R.;
FERREIRA, A.S. Avaliação da resistência de genótipos de sorgo à antracnose.
Summa Phytopathologica, Jaguariúna, v.25, n.4, p.308-312, out./dez. 1999.
GUTHRIE, P.A.I.; MAGILL, C.W.; FREDERIKSEN, R.A.; ODVODY, G.N.
Random amplified polymorphic DNA markers: a system for identifying and
differentiating isolates of Colletotrichum graminicola. Phytopathology, Saint
Paul, v.82, n.8, p.832-835, Aug. 1992.
HARRIS, H.B.; JONHSON, R. Sorghum anthracnose symptons, importance and
resistance. In: BIEN GRAIN SORGHUM RESEARCH AND UTILITY
CONFERENCE, 5., 1967, Lubbock. Proceedings... Lubobock: Grain Sorghum
Producers Association, 1967. p.48-52.
HARRIS, H.B.; SOWELL, G.J. Incidence of Colletotrichum graminicola on
Sorghum bicolor introductions. Plant Disease Reporter, Washington, v.54, n.1,
p.60-62, Jan. 1970.
21
HORVATH, B.J.; VARGAS JUNIOR, J.M. Genetic variation among
Colletotrichum graminicola isolates from four hosts using isozyme analysis.
Plant Disease, Quebec, v.88, n.4, p.402-406, Aug. 2004.
LU, G.; CANNON, P.F.; REID, A.; SIMMONS, C.M. Diversity and molecular
relationships of endophytic Colletotrichum isolates from the Iwokrama Forest
Reserve, Guyana. Mycological Research, Cambridge, v.108, n.1, p.53-63, Jan.
2004.
MAGALHÃES, P.C.; DURAES, F.O.M.; SHAFFERT, R.E. Fisiologia da
planta de sorgo. Sete Lagoas: EMBRAPA Milho e Sorgo, 2000. 46p. (Circular
Técnica, 3).
MATHUR, K.; RAO, V.P.; THAKUR, R.P.; SIVARAMAKRISHNAN, S.
RAPDs and virulence analysis for characterizing pathogenic variability in
Colletotrichum graminicola isolates infecting sorghum. In: FRONTIERS IN
FUNGAL BIOTECHNOLOGY AND PLANT PATHOGEN RELATIONS, 1.,
2001, Manoharachary. Proceedings... Manoharachary: FFBPP, 2001. p.12-21.
MATHUR, K.; THAKUR, R.P.; NEYA, A.; MARLEY, P.S.; CASELA, C.R.;
ROSEWICH, L.U. Sorghum anthracnose: problem and management strategies.
In: GLOBAL 2000: SORGHUM AND MILLET DISEASES, 3., 2000,
Guanajuato. Proceedings… Instomil: Sorghum and Millet International
Research, 2003. p.1-27.
MESQUITA, A.G.G.; PAULA JUNIOR, T.J.; MOREIRA, M.A.; BARROS,
E.G. Identification of races of Colletotrichum lindemuthianum with the aid of
PCR-based molecular markers. Plant Disease, Quebec, v.82, n.10, p.1084-1087,
Oct. 1998.
NELSON, R.R. Breeding plants for disease resistence: concepts and
applications. Dubois: Pennsylvania State University, 1973. 401p.
PANACCIONI, D.G.; VAILLANCOURT, L.J.; HANAU, R.M. Conidial
dimorfismo in Colletotrichum graminicola. Mycologia, New York, v.81, n.6,
p.876- 883, Nov./Dec. 1989.
22
PANDE, S.; THAKUR, R.P.; KARUNAKAR, R.I.; BANDYOPADHYAY, R.;
REDDY, B.V.S. Development of screening methods and identification of stable
resistance to anthracnose in sorghum. Field Crops Research, Saint Paul, v.38,
n.3, p.157-166, Sept. 1994.
PARLEVLIET, J.E. Whats is durable resistance, a general outline. In: JACOBS,
T.H.; PARLEVLIET, J.E. (Ed.). Durability of disease resistance. Netherlands:
Academic, 1993. p.23-39.
PASTOR-CORRALES, D.; FREDERIKSEN, R.A. Sorghum anthracnose. In:
INTERNATIONAL WORKSHOP OF SORGHUM DISEASES, 1., 1978,
Hyderabad. Proceedings... Andhra Pradesh: ICRISAT, 1978. p.289-294.
PERUMAL, R.; MENZ, M.A.; MEHTA, P.J.; KATILÉ, L.A.; GUTIERREZ-
ROJAS, R.R.; KLEIN, P.E.; PROM, L.K.; SCHLUETER, J.A.; ROONEY,
W.L.; MAGILL, C.W. Molecular mapping of Cg1, a gene for ressitance to
anthracnose (Colletotrichum sublineolum) in sorghum. Euphytica, Wageningen,
v.165, n.3, p.597-606, Feb. 2009.
PERUMAL, R.; NINMKAYALA, P.; ERATTAMUTHU, S.R.; NO, E.G.;
REDDY, U.K.; PROM, L.K.; ODVODY, G.N.; LUSTER, D.G.; MAGILL,
C.W. Simple sequence repeat markers useful for sorghum downy mildew
(Peronosclerospora sorghi) and related species. BMC Genetics, Bethesda, v.9,
n.77, Nov. 2008. No page.
PINHO, R.G. von; VASCONCELOS, R.C. Cultura do sorgo. Lavras:
UFLA/FAEPE, 2002. 76p. (Texto Acadêmico).
PINK, D.A.C. Strategies using genes for non-durable disease resistance.
Euphytica, Wageningen, v.124, n.2, p.227-236, Mar. 2002.
ROSEWICH, L.U.; PETTWAY, R.E.; MCDONALD, B.A.; DUNCAN, R.R.;
FREDERIKSEN, R.A. Genetic structure and temporal dynamics of a
Colletotrichum graminicola population in a sorghum disease nursery.
Phytopathology, Saint Paul, v.88, n.10, p.1087-1093, Oct. 1998.
RUAS, D.G.G.; GARCIA, J.C.; TEIXEIRA, N.M. Recomendações técnicas
para o cultivo do sorgo. 3.ed. Sete Lagoas: EMBRAPA/CNPMS, 1988. 80p.
(Circular Técnica, 1).
23
SANTOS, F.G.; CASELA, C.R.; WAQUIL, J.M. Melhoramento do sorgo. In:
BORÉM, A. Melhoramento das espécies cultivadas. 2.ed. Viçosa, MG: UFV,
2005. p.605-812.
SHERRIFF, C.; WHELAN, M.J.; ARNOLD, G.M.; BAILEY, J.A. Rdna
sequence analyses confirms the distinction between Colletotrichum graminicola
and C. sublineolum. Mycological Research, Cambridge, v.99, n.4, p.475-478,
Apr. 1995.
SILVA, D.D.; CASELA, C.R.; CASTRO, H.A.; SANTOS, F.G.; FERREIRA,
A.S. Diversidade populacional de Colletotrichum sublineolum, em seis
localidades no Brasil. Summa Phytopathologica, Jaguariúna, v.34, n.2, p.149-
155, abr./jun. 2008.
SOUZA-PACCOLA, E.A.; FÁVARO, L.C.L.; CASELA, C.R. Genetic
recombination in Colletotrichum sublineolum. Journal of Phytopathology,
Saint Paul, v.151, n.6, p.329-334, June 2003.
SUTTON, B.C. The apressoria of Colletotrichum graminicola e Colletotrichum
falcatum. Canadian Jounal Botany, Ottawa, v.46, n.7, p.873-876, July 1968.
TAKATSUKA, J. Characterization of Beauveria bassiana isolates from Japan
using inter-single-sequence-repeat-anchored polymerase chain reation (ISSR-
PCR) amplification. Applied Entomology and Zoology, Tokyo, v.42, n.4,
p.563-571, Dec. 2007.
TALAMINI, V.; SOUZA, E.A.; POZZA, E.A.; SILVA, G.F.; ISHIKAWA,
F.H.; CAMARGO JÚNIOR, O.A. Genetic divergence among and
Colletotrichum lindemuthianum races assessed bu RAPD. Fitopatologia
Brasileira, Brasília, v.31, n.6, p.545-550, dez. 2006.
VAILLANCOURT, L.J.; HANAU, R.M. Genetic and morphological
comparisons of Glomerella (Colletotrichum) isolates from maize and from
sorghum. Experimental Mycology, Cambridge, v.16, n.3, p.219-229, Sept.
1992.
VALÉRIO, H.M.; RESENDE, M.A.; WEIKERT-OLIVEIRA, R.C.B.;
CASELA, C.R. Virulence and molecular diversity in Colletotrichum
graminicola from Brazil. Mycopathologia, Den Haag, v.159, n.3, p.449-459,
Apr. 2005.
24
WANG, S.; MIAO, X.; ZHAO, W.; HUANG, B.; FAN, M.; LI, Z.; HUANG, Y.
Genetic diversity and population structure among strains of the
entomopathogenic fungus, Beauveria bassiana, as revealed by inter-simple
sequence repeats (ISSR). Mycological Research, Cambridge, v.109, n.12,
p.1364-1372, Dec. 2005.
WARREN, H.L. Foliar disease-leaf anthracnose. In: FREDERIKSEN, R.A.
(Ed.). Compendium of sorghum diseases. Texas: American Phytopathological
Society, 1986. p.10-11.
WHITE, D.G.; YANNEY, J.; ANDERSON, B. Variation in pathogenicity,
virulence and aggressivenes of Colletotrichum graminicola on corn.
Phytopathology, Saint Paul, v.77, n.7, p.999-1001, July 1987.
WOLFE, M.S. The current status and prospects of multiline and variety mixtures
for disease resistence. Annual Review Phytopathology, Palo Alto, v.23, p.251-
273, Sept. 1985.
ZIETKIEWICZ, E.; RAFALSKI, A.; LABUDA, D. Genome fingerprinting by
simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction
amplification. Genomics, San Diego, v.20, n.3, p.176-183, 1994.
25
CAPÍTULO 2: REAÇÃO DE HÍBRIDOS DE SORGO A POPULAÇÕES
DE Colletotrichum sublineolum NO BRASIL
26
RESUMO
Este trabalho foi realizado com o objetivo de avaliar a reação de híbridos
de sorgo a populações de Colletotrichum sublineolum em diferentes locais no
Brasil em que ocorrem severas epidemias de antracnose. Cinco híbridos
forrageiros e oito graníferos foram avaliados em Goiânia, GO, em Jardinópolis,
SP, em Rio Verde, GO e em Sete Lagoas, MG, quanto à severidade da doença.
Em Sete Lagoas foram realizadas avaliações semanais na safra de verão
2008/2009 e de inverno em 2009. Os dados foram transformados em área abaixo
da curva de progresso da doença (AACPD) e analisados estatisticamente.
Isolados de C. sublineolum amostrados em Campo Novo do Parecis, MT,
Goiânia, GO, Jardinópolis, SP, Patos de Minas, MG, Pelotas, RS e Sete Lagoas,
MG, foram analisadas quanto à frequência de virulência aos híbridos. Os
híbridos Volumax, DAS740, 1G150 e 735005, apresentaram baixa severidade e
AACPD em todos os locais e plantios, sendo considerados como portadores de
alta resistência. Os híbridos BRS308, 9920045, 9920044 e 1F305, apesar de
apresentarem baixos valores de AACPD, mostraram variação em severidade
entre os locais, mas foram considerados como resistentes. DKB599 e BR310
apresentaram resistência intermediária e o híbrido apresentou suscetibilidade
semelhante à do padrão de suscetibilidade BR009. Na safra 2008/2009, maiores
valores de AACPD foram observados em relação ao plantio de 2009. A menor
frequência de virulência foi observada para Volumax, DAS740, SC283, 1G150 e
Ponta Negra. Alta frequência de virulência foi observada para e SHS500.
*Comitê orientador: Hilário Antônio de Castro - UFLA (orientador), Carlos
Roberto Casela - Embrapa/Milho e Sorgo (coorientador).
27
ABSTRACT
The objective of this work was to evaluate the reaction of sorghum
hybrids to Colletotrichum sublineolum populations in different areas in Brazil,
with severe epidemics. Five forage and eight grain sorghum hybrids were
evaluated in Goiânia - GO, Jardinópolis - SP, Rio Verde - GO e Sete Lagoas –
MG in terms of disease severity. In Sete Lagoas, MG, evaluations were
performed in the summer cropping season 2008/2009 and winter cropping
season, in 2009. The data of disease severity progress were transformed in area
under the disease progress curve and statistically analyzed. Isolates of C.
sublineolum were sampled in Campo Novo do Parecis, MT, Goiânia, GO,
Jardinópolis, SP, Patos de Minas, MG, Pelotas, RS e Sete Lagoas, MG. The
hybrids Volumax, DAS740, 1G150 and 735005, showed lower disease severities
and area under the disease progress curves in all locations and seasons and
considered as highly resistant to the pathogen. Hybrids BRS308, 9920045,
9920044 and 1F305 despite their lower AACPD values, enough to be classified
as resistant, presented variation in severity disease among location. DKB599 and
BR310 were of intermediate resistant, and the hybrid showed the highest
susceptibility in all seasons and places, similar to susceptible control BR009. In
2008/2009 higher values of the AACPD was observed in relation to second crop.
The lowest frequency of the virulence was observed in Volumax, DAS740,
SC283, 1G150 and Ponta Negra, while highest value was presented by BR304
and SHS500.
*Guidance comitee: Hilário Antônio de Castro – UFLA (Advisor), Carlos
Roberto Casela – EMBRAPA/ CNPMS (Co - advisor).
28
1 INTRODUÇÃO
O aumento em produção na cultura de sorgo no Brasil foi determinado
pela intensificação e pela modificação nos sistemas de cultivo desse cereal e
pelos avanços obtidos no melhoramento genético, com a geração de cultivares
de alta produtividade. Porém, dentre os fatores que limitam a expansão da
cultura no país, está a antracnose do sorgo (Colletotrichum sublineolum Henn.),
a principal e mais devastadora doença, que está disseminada por todas as regiões
de plantio desta cultura e é favorecida por condições de alta umidade e
temperatura. Contudo, regiões com breve período de chuva, seguido por seca
prolongada, também estão sujeitas à ocorrência de epidemias severas (Casela &
Frederiksen, 1994; Casela & Ferreira, 1998).
O controle desta doença é considerado prioritário pela indústria de
produção de sementes, já que pode provocar perdas superiores a 80% na
produtividade, além de causar esterilidade parcial de panículas e afetar
drasticamente a qualidade da semente produzida (Casela & Ferreira, 1998). O
seu controle é também essencial como suporte à contínua expansão da área de
plantio com a cultura no país. O uso de cultivares resistentes é a melhor forma
de controle da doença. Porém, a variabilidade apresentada por C. sublineolum é
um dos entraves para os trabalhos de melhoramento genético, visando à
obtenção de cultivares resistentes, devido à possibilidade de quebra da
resistência pelo surgimento de novas formas de virulência do patógeno que se
adaptam às variedades e híbridos comerciais (Casela & Ferreira, 1987;
Guimarães et al., 1999).
Vários outros trabalhos já demonstraram a capacidade adaptativa do
patógeno a cultivares geneticamente resistentes, o que diminui a vida útil de
híbridos comerciais, resultando em grande prejuízo para produtores, exigindo
29
mais esforços de melhoristas e fitopatologistas na busca de soluções para o
controle desta doença (Silva et al., 2008).
Respostas à seleção direcional imposta por cultivares hospedeiras
geneticamente resistentes já foram obtidas nas condições brasileiras. De fato,
variedades como Brandes, Theis, Rio e Wray, que foram inicialmente resistentes
à antracnose quando introduzidas no país em 1987, tornaram-se suscetíveis
quando novas raças do fungo apareceram após 1987 (Mathur et al., 2003). Um
exemplo mais atual foi a quebra da resistência no híbrido BR304, cultivado por
mais de dez anos, e que teve até então resistência durável.
Considera-se a resistência como durável quando uma cultivar
amplamente plantada em ambiente favorável mantém-se resistente a um
determinado patógeno por um longo período (Crute & Pink, 1996; Adugna,
2004). Por esse motivo, a eficiência das estratégias de controle depende da
capacidade de manejo da variabilidade da população local do patógeno e da
necessidade de adaptação de medidas de controle para patógenos de alta
variabilidade (Andrivon & Vallavieille-Pope, 1995). Para que medidas
adequadas de manejo da resistência sejam efetivas no controle da doença, é
necessário conhecer a reação dos híbridos em diferentes locais, bem como
buscar informações a respeito de fatores que podem influenciar a taxa de
progresso da doença.
Foi objetivo deste trabalho identificar híbridos de sorgo com alto nível
de resistência a populações de C. sublineolum de diferentes locais de cultivo no
Brasil.
30
2 MATERIAL E MÉTODOS
Para a realização de ensaios de virulência, um ensaio preliminar, visando
à identificação de híbridos contrastantes quanto à reação de resistência à
antracnose, foi montado, com vinte híbridos forrageiros, em Goiânia, GO e em
Sete Lagoas, MG, na safra de verão 2007/2008 e cinco híbridos graníferos, na
safra de inverno 2008, em Sete Lagoas, MG (Tabela 1). Dessa forma, duas
etapas constituíram esse capítulo.
O delineamento experimental foi em blocos casualizados, com três
repetições. As sementes utilizadas nos ensaios foram tratadas com Vitavax
Thiram (0,9g/300 sementes) e Maxim (0,45g/300 sementes), para controle de
míldio e Cruiser 350 ES (1,8g/300 sementes) para o controle de pragas do solo.
Etapa 1: Ensaio preliminar com híbridos forrageiros e graníferos
2.1 Condução dos ensaios
Para a condução do ensaio com híbridos forrageiros foram utilizadas as
áreas experimentais da Embrapa, no Centro Nacional de Pesquisa de Arroz e
Feijão, localizado em Goiânia, GO e no Centro Nacional de Pesquisa de Milho e
Sorgo, em Sete Lagoas, MG. Vinte híbridos forrageiros, entre comerciais e
experimentais, foram plantados em parcelas constituídas de fileiras duplas de 5
m de comprimento, com espaçamento entre linhas de 0,70 m e densidade de
plantas de 8 plantas/m linear de sulco.
Em frente às parcelas e nas laterais dos blocos, foi plantada uma fileira
de 1 m de comprimento com a cultivar suscetível BR009. Para evitar a
disseminação lateral da doença, as parcelas foram isoladas entre si por fileiras da
cultivar AG405 e os blocos por fileiras de milho. O ensaio em Goiânia foi
implantado em 05/12/2007 e avaliado aos 99 dias após o plantio (12/03/2008) e
31
o ensaio de Sete Lagoas foi implantado em 28/01/2008 e avaliado
semanalmente, após os sessenta dias do plantio, totalizando seis avaliações.
Os híbridos graníferos foram avaliados apenas em Sete Lagoas, na safra
de inverno 2008, sendo dois híbridos experimentais, três comerciais e BR009
como padrão de suscetibilidade. O ensaio seguiu o mesmo padrão do ensaio com
os forrageiros, porém, as parcelas foram isoladas entre si por fileiras de milho.
TABELA 1 Híbridos graníferos e forrageiros de sorgo.
Híbrido Ti
p
o de híbrido Em
p
ressa
IG220 Granífero Dow Sciences
9920044 Granífero Embra
p
a/CNPMS
9920045 Granífero Embra
p
a/CNPMS
144013 Granífero Embra
p
a/CNPMS
1
BR304 Granífero Embra
p
a/CNPMS
DKB 599 Granífero Monsanto
BRS610 For
r
a
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
Ponta Ne
g
ra Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
BR700 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
BR501 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
BR506 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
BR601 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
736301 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
736123 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
736227 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
735005 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
735040 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
735042 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
735043 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
735044 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
735019 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
736355 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
735037 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
1F305 Forra
g
eiro Dow Scienes
Volumax Forra
g
eiro Monsanto
SHS500 Forra
g
eiro Santa Helena
1
O híbrido BR304 foi avaliado a
p
enas em casa de ve
g
eta
ç
ão.
32
Além dos ensaios em campo, os híbridos forrageiros e graníferos foram
inoculados com cinco isolados de C. sublineolum, em casa de vegetação. Neste
experimento, o híbrido BR304 também foi avaliado. A produção e o preparo de
inóculo seguiram a metodologia desenvolvida por Ferreira & Casela (1986),
descrita em 2.7.
2.2 Avaliações
Uma única avaliação da severidade da antracnose foi realizada em
Goiânia, considerando-se a porcentagem de doença nas parcelas, de acordo com
escala modificada de Sharma (1983), em que as notas: 1 = 0% de doença, 1,5 =
1,25%, 2= 2,5%, 2,5 = 3,75%, 3 = 5%, 3,5 = 7,5%, 4 = 10%, 4,5 = 15%, 5=
20%, 5,5 = 27,5%, 6 = 35%, 6,5 = 42,5%, 7 = 50%, 7,5 = 62,5%, 8 = 75% , 8,5
= 87,5% e 9 = 100%.
Em Sete Lagoas, foram realizadas avaliações semanais a partir dos 60
dias após o plantio. Em cada parcela, seis plantas foram selecionadas e marcadas
com fita de plástico, ao longo de cada linha de plantio. Todas as folhas das
plantas selecionadas foram avaliadas individualmente, em um total de 6
avaliações. Utilizou-se a mesma escala de notas de Sharma (1983), como
descrito.
2.3 Análise e interpretação dos dados
Os dados de severidade da doença obtidos em Sete Lagoas foram
transformados em valores de área abaixo da curva de progresso da doença
(AACPD), com base na equação:
AACPD = ∑ [ (Y
i + n1
+ Y
i
)/2] [t
i + 1
- t
i
],
em que Y
i
é a severidade de doença na i-ésima observação;
33
t
i é
o tempo em dias na i-ésima observação e n é o número de
observações
(Shanner & Finney, 1977).
Os dados de AACPD foram submetidos à análise de variância e ao teste
de médias (Scott-Knott), utilizando-se o programa Sisvar versão 5.0 (build 71)
(Ferreira, 2007). Consideraram-se como altamente resistentes híbridos com
severidade abaixo de 15%, como moderadamente resistentes aqueles com
severidade entre 16% e 30%. Suscetibilidade foi considerada para valores de
severidade entre 31% e 49% e alta suscetibilidade acima de 50%.
2.4 Etapa 2: Ensaio de virulência de C. sublineolum a treze híbridos e duas
linhagens de sorgo
No plantio de verão 2008/2009, foram utilizadas as áreas experimentais
da Embrapa, do Centro Nacional de Pesquisa de Arroz e Feijão/CNPAF,
Goiânia, GO e do Centro Nacional de Pesquisa de Milho e Sorgo/CNPMS, Sete
Lagoas, MG, No plantio de inverno 2009, utilizaram-se as áreas experimentais
da Dow Agrosciences em Jardinópolis, SP, da Cooperativa Mista de Rio Verde,
(COMIGO), Rio Verde, GO e do CNPMS, Sete Lagoas, MG.
Foram plantados treze híbridos de sorgo e as linhagens BR009
(suscetível) e SC283 (resistente), em parcelas constituídas de fileiras duplas de 5
m de comprimento e espaçamento entre linhas de 0,70 m, com densidade de 8
plantas/m linear (Tabela 2). Em frente a cada parcela, foi plantada uma fileira de
1 m de comprimento com a linhagem suscetível BR009 e outra com a linhagem
resistente SC283, na extremidade oposta da parcela. Para evitar a disseminação
lateral da doença, as parcelas foram isoladas entre si por fileiras da cultivar
DAS740 e os blocos por fileiras de milho. Em Sete Lagoas e Jardinópolis, as
parcelas foram isoladas entre si por fileiras da cultivar SC283 e os blocos por
fileiras de milho.
34
TABELA 2 Híbridos de sorgo selecionados para avaliação da reação a C.
subineolum.
Híbridos Ti
p
o de híbrido Em
p
resa
DAS740 Granífero Dow A
g
roSciences
1G150 Granífero Dow A
g
roSciences
1F305 Forra
g
eiro Dow A
g
roSciences
BR304 Granífero Embra
p
a/CNPMS
BRS308 Granífero Embra
p
a/CNPMS
BR310 Granífero Embra
p
a/CNPMS
1
9920044 Granífero Embra
p
a/CNPMS
1
9920045 Granífero Embra
p
a/CNPMS
Ponta Ne
g
ra Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
1
735005 Forra
g
eiro Embra
p
a/CNPMS
BR009 Linha
g
e
m
Embra
p
a/CNPMS
SC283 Linha
g
e
m
Embra
p
a/CNPMS
DKB599 Granífero Monsanto
Volumax Forra
g
eiro Monsanto
SHS500 Forra
g
eiro Santa Helena
2.5 Avaliações
As avaliações seguiram a mesma metodologia descrita anteriormente nos
ensaios com híbridos forrageiros e graníferos. Em Sete Lagoas, as avaliações
semanais visaram o cálculo de AACPD e a análise do progresso da doença,
como também já foi descrito. As datas de implantação, de avaliação e o número
de dias após o plantio (DAPs) em que foram realizadas as avaliações, nas duas
safras, estão descritas na Tabela 3.
TABELA 3 Data de implantação e avaliação dos ensaios de virulência em duas
safras e cinco locais.
Local Data de Data de avalia
ç
ão
1
DAPs
Goiânia
,
GO 10/12/2008 17/03/2009 98
Sete La
g
oas
,
MG 04/12/2008
1
Semanal
1
99
Jardinó
p
olis
,
SP 18/03/2009 29/06/2009 104
Rio Verde
,
GO 19/01/2009 04/05/2009 106
Sete La
g
oas
,
MG 28/01/2009 Semanal 104
35
2.6 Reação de treze híbridos de sorgo e duas linhagens a 158 isolados de C.
sublineolum, em casa de vegetação
Cento e cinquenta e oito isolados, obtidos em Campo Novo do Parecis,
MT, Goiânia, GO, Jardinópolis, SP, Mineiros, GO, Patos de Minas, MG,
Pelotas, RS, Primavera do Leste, MT, Rio Verde, GO e Sete Lagoas, MG, foram
inoculados nos quinze genótipos de sorgo em casa de vegetação.
2.7 Obtenção dos isolados de Colletotrichum sublineolum
Fragmentos de folhas apresentando sintomas da doença foram
desinfestados superficialmente, por dois minutos, em solução de hipoclorito de
sódio a 2% e plaqueadas em meio de farinha de aveia-ágar (FAA). As placas
foram, em seguida, incubadas sob luz fluorescente contínua à temperatura de
25o -28oC, por 7 a 8 dias. Seguiu-se uma raspagem para a eliminação do
crescimento micelial, 5 dias após o isolamento, para a indução de abundante
esporulação. Sete dias depois, os conídios foram coletados por meio do corte de
fragmentos do meio de cultura e transferidos para tubos de ensaio contendo 9mL
de água destilada e esterilizada, seguindo-se uma diluição em série, até atingir
10-4. Em seguida, 1 mL da suspensão obtida foi distribuído em três placas de
Petri contendo Agar-água (AA) a 2%, as quais foram incubadas a 25o-28oC, por
12 horas, para a indução de germinação. Culturas monospóricas foram, então,
obtidas por meio da coleta de um conídio ao microscópio de luz. O conídio foi
coletado pelo corte de um fragmento correspondente ao foco de luz do
microscópio com peça desenvolvida especificamente para este fim. Os isolados
transferidos para tubos de ensaio contendo FAA foram incubados sob luz
contínua por, aproximadamente, 7 dias, quando se adicionou óleo mineral para
sua conservação, até o momento de uso.
2.8 Produção e preparo de inóculo
36
Os isolados monospóricos foram transferidos para placas de Petri com
meio FAA e mantidos sob luz contínua, por 7 a 8 dias. Para indução de
abundante esporulação, realizou-se raspagem micelial aos 5 dias de crescimento
e, após 5 a 6 dias, os isolados foram repicados para placas contendo meio FAA.
O mesmo procedimento foi adotado para as placas contendo o fungo em
crescimento para a indução da esporulação necessária ao preparo de inóculo.
Cinco dias depois, as placas de cada isolado foram inundadas com água
destilada e raspadas com uma espátula para a liberação de conídios e contagem
em câmara de Neubauer para padronizar a concentração de inóculo para 10
6
conídios/mL.
Os híbridos foram pulverizados aos 28 dias após o plantio, com a
suspensão de esporos do patógeno na proporção de 10mL/vaso. Após a
inoculação, as plantas foram mantidas em câmara úmida por 18 horas, à
temperatura média de 28
o
C. Os tratamentos foram delineados em parcelas
subdivididas com os isolados nas parcelas e cultivares nas subparcelas, com duas
repetições. Um vaso com 4 a 5 plantas caracterizou uma subparcela.
2.9 Avaliação
As plantas foram avaliadas para o tipo de infecção aos 12 dias após a
inoculação, utilizando-se uma chave descritiva com valores de 1 a 5, conforme
Cardwel et al. (1989), em que: 1 - presença de pequenas pontuações necróticas;
2 - presença de pequenas manchas avermelhadas; 3 - lesões necróticas, algumas
vezes alongadas, mas sem a presença de esporulação, 4 - lesões necróticas com a
presença de acérvulos no centro e 5 - lesões necróticas, algumas vezes
coalescidas, com a presença de abundante esporulação.
37
Duas classes de reação foram consideradas: R = reação de resistência,
incluindo as notas 1, 2 e 3 e S = reação de suscetibilidade, incluindo as notas 4 e
5.
2.10 Análise e interpretação dos resultados
Para análise dos dados, calculou-se a frequência de virulência, ou seja, a
proporção de isolados, em cada população amostrada com virulência a cada
híbrido individualmente (Casela & Ferreira, 1998). O valor máximo de
frequência de virulência é igual a 1 (um), o que significa que todos os isolados
foram virulentos ao híbrido.
38
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.1 Etapa 1: ensaio preliminar com híbridos forrageiros e graníferos de
sorgo
Os genótipos de sorgo apresentaram reações diferentes ao patógeno. Um
alto coeficiente de variação ocorreu devido a diferenças de severidade entre
parcelas (Anexo 1A). A maior AACPD foi observada para BR009 e os híbridos
graníferos 9920044 e DKB599. No entanto, não houve diferença significativa
entre estes e IG220, 144013 e 9920045 (Figura 1). O início da doença foi
observado aos 82 dias após o plantio (DAP), para 9920045 e DKB599; aos 65
DAP, para 9920044 e aos 87 DAP, para IG220 e 144013, enquanto a testemunha
suscetível apresentou aumento progressivo da doença a partir dos 60 DAP
(Figura 2).
FIGURA 1 Área abaixo da curva de progresso da antracnose dos híbridos
graníferos de sorgo no ano de 2008, em Sete Lagoas. Colunas do
gráfico seguidas pela mesma letra não diferem estatisticamente
entre si, a 0,05% de probabilidade, pelo teste Scott-Knott.
0,000
100,000
200,000
300,000
400,000
500,000
600,000
700,000
800,000
900,000
1G220 144013 9920045 DKB599 9920044 BR009
Genótipos de sorgo
AACPD
a
b
a
a
a
a
39
0,00
100,00
200,00
300,00
400,00
500,00
600,00
700,00
800,00
60 71 78 87 95
Dias após o plantio
aacpd
BR009 DKB599 9920044 9920045 144013 1G220
FIGURA 2 Progresso da antracnose em híbridos graníferos de sorgo, na safra
2007/2008, em Sete Lagoas, MG.
Pela análise de virulência, os híbridos graníferos IG220, 9920044 e
144013 foram resistentes aos cinco isolados avaliados, enquanto BR304
apresentou suscetibilidade a todos eles. Os híbridos DKB599 e 9920045
variaram quanto à reação aos isolados. Embora com forte reação de
hipersensibilidade, o padrão de suscetibilidade BR009 foi resistente a um
isolado (Tabela 4).
De acordo com este resultado, todos os híbridos graníferos avaliados
podem ser utilizados em estratégias de manejo da doença, haja vista que
apresentaram alta resistência em campo.
Os híbridos forrageiros foram geneticamente heterogêneos quanto à
reação ao patógeno. Os híbridos forrageiros comerciais Volumax, 1F305 e
BR506 apresentaram os menores níveis de severidade da doença em Goiânia, no
entanto, os dois primeiros não diferiram entre si, mas diferiram de BR506. Os
híbridos Ponta Negra, BR601, SHS500, BR700 e BR501 apresentaram
severidade acima de 50% e não diferiam entre si. Excetuando-se o híbrido
736123, que foi moderadamente resistente, todos os híbridos pré-comerciais
40
apresentaram severidade da doença abaixo de 10%, sendo, portanto, altamente
resistentes à antracnose. Além de 736123, somente os híbridos comerciais
BRS610 e BR506 foram moderadamente resistentes (Figura 3). O resumo da
análise de variância encontra-se nos Anexos 2A e 3A.
TABELA 4 Reação de híbridos graníferos de sorgo a cinco isolados de C.
sublineolum em casa de vegetação.
Isolados/Reação dos híbridos
Híbridos
graníferos
01.08D 02.08D E32.06 E43.06 E57.06
IG220
R
R
R
R
R
DKB599
S
S
R
R
R
9920044
R
R
R
R
R
9920045
R
S
R
R
R
144013
R
R
R
R
R
BR304
S
S
S
S
S
BR009
R
S
S
S
S
R = resistência e S = suscetibilidade.
0,0
10,0
20,0
30,0
40,0
50,0
60,0
70,0
80,0
73504
3
73504
0
73
503
7
7363
5
5
73630
1
73504
4
73504
2
V
olum
ax
736227
73500
5
1F3
05
73501
9
7
3612
3
BR
506
BRS 610
BR 501
BR
7
00
SHS
500
BR
601
Ponta
Negra
Híbridos forrageiros
Severidade (%)
aaaaaaaaaaaa
c
b
b
d
d
d
d
d
FIGURA 3 Severidade média da antracnose em híbridos forrageiros de sorgo na
safra 2007/2008, em Goiânia, GO. Colunas do gráfico seguidas pela
mesma letra não diferem estatisticamente entre si, a 0,05% de
probabilidade, pelo teste Scott-Knott.
41
Em Sete Lagoas, os híbridos com maior AACPD foram SHS500,
BR601, Ponta Negra, BR700 e BR501. No entanto, os híbridos BR501 e BR700
diferiram dos demais. Os híbridos 6123 e BR506, que foram moderadamente
resistentes em Goiânia, apresentaram alta resistência em Sete Lagoas. Os outros
híbridos apresentaram alta resistência à doença, não havendo diferença
significativa entre eles neste local (Figura 4). O progresso da doença nos
híbridos suscetíveis foi mais rápido, quando comparado aos mais resistentes,
tendo iniciado em torno dos 60 DAPs (Figura 5). Estes resultados mostraram
que, embora diferenças na severidade tenham ocorrido, os híbridos apresentaram
comportamento estável quanto à resistência nos dois locais.
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
1000
1100
1200
1300
1400
1500
1600
1700
1800
BR 506
735019
735037
736227
73504
2
735043
Vo
lumax
735040
736355
736301
735005
736123
735044
BRS61
0
1
F3
05
BR 501
B
R 700
Ponta Negr
a
BR 601
SHS500
Híbridos de sorgo
AACPD
FIGURA 4 Área abaixo da curva de progresso da antracnose em híbridos
forrageiros de sorgo em Sete Lagoas, MG. Colunas do gráfico
seguidas pela mesma letra não diferem estatisticamente entre si, a
0,05% de probabilidade, pelo teste Scott-Knott.
a a a a a a a a a a a a a a a
b
c
c
c
b
42
0,0
100,0
200,0
300,0
400,0
500,0
600,0
700,0
6
0
6
9
7
7
8
3
9
3
1
0
0
Dias após o plantio
aacp
d
BRS610 Vo lu ma x 1F305 BR 700 BR 501
BR 506 Ponta Negra BR 601 SHS500 735019
735005 735037 735040 736227 735042
735043 735044 736355 736301 736123
FIGURA 5 Progresso da antracnose em híbridos forrageiros de sorgo, na safra
de inverno 2008, em Sete Lagoas, MG.
Os isolados foram geneticamente diferentes quanto à virulência. Os
híbridos Volumax, 735005, 735040, 735042 e 735044 apresentaram resistência
aos cinco isolados testados (Tabela 5).
Embora os híbridos pré-comerciais tenham apresentado alta resistência
em Sete Lagoas e Goiânia, é necessário monitorar a reação de tais genótipos a
populações de C. sublineolum em diferentes locais, uma vez que virulência foi
observada para a maioria deles. O acompanhamento da reação de tais híbridos
ao longo do tempo e sob diferentes populações de patógenos pode ser uma
ferramenta útil na escolha de estratégias de manejo da doença que favoreçam a
durabilidade da resistência. Considerando que, a partir da liberação comercial de
um híbrido, os pesquisadores por ele responsáveis não têm mais o total controle
sobre seu manejo, ficando o híbrido sujeito ao ciclo boom and bust, a melhor
opção passa a ser a concientização dos produtores sobre a importância do
manejo cultural e da resistência adequadamente.
43
Com base nestes resultados e no conhecimento da reação de outros
híbridos a C. sublineolum, foram selecionados os híbridos forrageiros Volumax,
Ponta Negra, 1F305, SHS500 e 735005, os híbridos graníferos comerciais
DAS740, 1G150, DKB599, BRS308, BR310, BR304 e os experimentais
9920044 e 9920045 para compor a série diferencial do ensaio de virulência de C.
sublineolum. Além desses híbridos, a série diferenciadora foi composta pelas
linhagens BR009 e SC283, padrões de suscetibilidade e resistência,
respectivamente.
TABELA 5 Reação de híbridos forrageiros a cinco isolados de C. sublineolum
em casa de vegetação.
Isolados/ Reação dos híbridos
Híbridos
forrageiros
01.08D 02.08D E32.06 E43.06 E57.06
BRS610 R S S S R
Volumax R R R R R
1F305 R S R R R
BR700 S S S S R
BR501 R R S S R
BR506 R R S R R
Ponta Ne
g
ra S R R S S
BR601 S S S S R
SHS500 S R S S S
735019 R S R R R
735005 R R R R R
735037 R S R R R
735040 R R R R R
736227 R S R R R
735042 R R R R R
735043 R R S R R
735044 R R R R R
736355 R R R S R
736301 R R S R R
736123 R S R R R
BR009 R S S S S
R= resistência e S = suscetibilidade.
44
3.2 Etapa 2: ensaio de virulência de C. sublineolum a treze híbridos de sorgo
e duas linhagens
Houve variação na severidade da antracnose entre os híbridos e entre
locais nas duas safras. No entanto, a maioria dos híbridos manteve o
comportamento quanto ao nível de resistência nas avaliações (Tabelas 6 e 7). O
resumo da análise de variância está descrito nos anexos 4A a 10A.
Na safra de verão, em Goiânia e Sete Lagoas, os híbridos forrageiros
Volumax, 735005 e os graníferos comerciais BRS308, 1G150, DAS740 e os
granífero pré-comercial 9920045, apresentaram alta resistência. Os híbridos com
maior severidade foram BR304, Ponta Negra, SHS500, DKB599 e BR310
(Tabela 6).
Em Sete Lagoas, os híbridos DAS740, 735005, 1G150 e Volumax não
diferiram entre si e da testemunha resistente SC283 quanto à severidade. Os
híbridos 9920045, 9920044, BRS308 e 1F305 também apresentaram alta
resistência mas diferiram dos anteriores. O híbrido DKB599 apresentou
severidade acima de 16% e foi moderadamente resistente neste local. Entre os
híbridos com maior severidade, BS310, SHS500 e Ponta Negra não diferiram
entre si, mas diferiram da testemunha suscetível BR009 (Tabela 6).
Nos dois locais avaliados, BR304 apresentou alta suscetibilidade à
antracnose, não diferindo de BR009 em Goiânia (Tabela 6). Este híbrido foi
lançado na década de 1980 e se manteve resistente até 2004, quando a quebra da
resistência determinou severas epidemias em todo o Brasil. O tipo de resistência
do híbrido, associada com o cultivo intensivo, sem um manejo adequado da
resistência, o levou ao ciclo boom and bust. Tal situação ocorreu porque, após
um período de intenso cultivo de tal híbrido, a seleção direcional em favor de
raças virulentas determinou a quebra da resistência. A popularidade de um
genótipo pode ser autodestrutivo quando é dependente da resistência vertical
(Vanderplank, 1968, 1982) que, uma vez quebrada e na ausência de manejo
adequado da doença, permite o aumento na frequência de raças virulentas.
45
TABELA 6 Severidade da antracnose do sorgo no plantio 2008/2009, em dois
locais no Brasil.
Goiânia, GO Sete Lagoas, MG
Tratamentos Severidade Tratamentos Severidade
Volumax 1
,
33 a
1
DAS740 1
,
00 a
DAS740 1
,
33 a 735005 1
,
67 a
735005 1
,
33 a Volumax 2
,
67 a
9920045 10
,
00 b 1G150 3
,
33 a
1G150 14
,
67 b SC283 5
,
00 a
BRS308 13
,
33 b 9920045 6
,
00 b
9920044 16
,
67 b BRS308 6
,
33 b
1F305 26
,
67 c 9920044 8
,
00 b
SC283 28
,
33 c 1F305 8
,
67 b
DKB599 42
,
33
d
DKB599 16
,
67 b
SHS500 56
,
00
d
BR310 41
,
67 c
P. Ne
g
ra 70
,
00 e SHS500 51
,
67 c
BR310 73
,
00 e P. Ne
g
ra 55
,
00 c
BR304 90
,
00 f BR304 88
,
33
d
BR009 95
,
00 f BR009 96
,
67 e
1
Médias seguidas de mesma letra não diferem estatisticamente, a 0,05% de
probabilidade, pelo teste Scott-Knott.
Resultados do plantio de inverno foram semelhantes ao plantio de verão
quanto aos agrupamentos dos híbridos, embora algumas variações tenham
ocorrido. Os híbridos Volumax, 1G150, 735005 e DAS740 foram altamente
resistentes nos três locais. Severidade acima de 50%, em pelo menos um dos três
locais, foi observada em BR009, SHS500, BR304, Ponta Negra e BR310. Os
demais híbridos variaram entre moderadamente resistentes e suscetíveis. Entre
os três locais avaliados, menor severidade foi obsevada em Jardinópolis, onde
todos os híbridos foram altamente resistentes, com exceção de BR304 (Tabela
7).
46
TABELA 7 Severidade da antracnose do sorgo no plantio 2009, em três locais
no Brasil.
Jardinópolis, SP Rio Verde, GO Sete Lagoas, MG
Tratamentos Severidade Tratamentos Severidade Tratamentos Severidade
9920045 0
,
00 a
1
DAS740 1
,
33 a 1G150 0
,
00 a
735005 0
,
00 a Volumax 1
,
67 a DAS740 1
,
00 a
9920044 0
,
42 a 735005 10
,
00 b Volumax 1
,
00 a
DAS740 0
,
42 a 1G150 11
,
67 b BRS308 1
,
67 a
Volumax 0
,
42 a 9920044 21
,
67 c 9920044 3
,
33 b
1G150 0
,
42 a BRS308 22
,
33 c 1F305 3
,
33 b
DKB599 0
,
83 a SC283 23
,
33 c 9920045 5
,
67 b
BRS308 1
,
25 a 1F305 25
,
00 c 735005 9
,
33 b
SC283 1
,
67 a DKB599 36
,
67
d
SC283 18
,
33 c
1F305 2
,
50 a 9920045 38
,
33
d
DKB599 23
,
33 c
BR310 2
,
92 a P. Ne
g
ra 71
,
67 e SHS500 28
,
33 c
SHS5005 7
,
50 b BR310 85
,
00 f P. Ne
g
ra 36
,
67 c
P. Ne
g
ra 10
,
00 b SHS500 90
,
00 f BR310 36
,
67 c
BR009 13
,
33 b BR304 96
,
67
g
BR009 91
,
67 d
16
,
25 b BR009 100
,
00
g
BR304 93
,
35 d
1
Médias seguidas de mesma letra não diferem estatisticamente, a 0,05% de
probabilidade, pelo teste Scott-Knott.
Em Sete Lagoas, valores mais baixos de AACPD foram observados no
palntio de inverno em relação ao plantio de verão, para a maioria dos híbridos
(Tabela 8). A maior ocorrência de chuva entre dezembro de 2008 e fevereiro de
2009, associada às temperaturas adequadas, favoreceu a severidade da doença no
plantio de verão (Anexo A - Figura 1A). Maior AACPD no plantio de verão
determinou a ocorrência de diferenças no agrupamento dos híbridos quando
comparado ao primeiro plantio. Os híbridos Volumax, 1G150, DAS740,
9920044, 9920045 e 1F305 mantiveram baixos níveis de AACPD no plantio de
inverno e não diferiram entre si. Neste plantio, o híbrido 735005 se diferenciou
dos mais resistentes. Apesar disso, a severidade deste híbrido não passou de 10%
em nenhuma avaliação sendo, portanto, considerado altamente resistente (Tabela
8).
47
TABELA 8 Área abaixo da curva de progresso da antracnose, em híbridos de
sorgo na safra de verão 2008/2009 e inverno 2009, em Sete
Lagoas, MG.
Safra de verão 2008/2009 Safra de invero 2009
Tratamento AACPD Tratamento AACPD
Volumax 0
,
00 a Volumax 0
,
00 a
DAS740 0
,
00 a 1G150 0
,
00 a
735005 1
,
67 a DAS740 0
,
00 a
BRS308 15
,
42 b 9920044 2
,
97 a
1F305 20
,
42 b 9920045 3
,
64 a
1G150 22
,
85 b 1F305 12
,
03 a
9920045 27
,
08 b SC283 18
,
91 b
9920044 37
,
50 b DKB599 21
,
35 b
SC283 49
,
58 b BR310 36
,
20 b
DKB599 52
,
92 b BRS308 40
,
57 b
BR310 235
,
83 c 735005 51
,
31 b
SHS500 263
,
54 c Ponta Ne
g
ra 108
,
18 c
Ponta Ne
g
ra 487
,
92 d SHS500 289
,
79 d
BR304 1322
,
13 e BR304 715
,
18 e
BR009
1639
,
26
f
BR009
1351
,
15
f
Médias seguidas de mesma letra não diferem estatisticamente, a 0,05% de
probabilidade, pelo teste Scott-Knott.
Maior severidade foi observada em alguns híbridos na avaliação geral
das parcelas e pode ser explicada pela forma como foram feitas as duas
avaliações. A avaliação para cálculo de AACPD foi feita marcando-se quatro
plantas ao longo de duas linhas de plantio, enquanto na avaliação das parcelas,
todas as plantas foram consideradas. Por se tratar de um patógeno capaz de
sobreviver em restos de cultura e ser disseminado principalmente por respingos
de água (Casela & Ferreira, 1998), uma desigualdade na dispersão pode originar
focos, devido a variações na quantidade de inóculo nos restos culturais e
transmissão das plantas infectadas para plantas próximas, por meio de respingos.
Na curva de progresso do plantio de verão em Sete Lagoas, observou-se
um atraso no início da antracnose nos híbridos em relação à testemunha
suscetível BR009. A epidemia teve início aos 61 dias após o plantio (DAP) e
48
chegou a 96% de severidade. Híbridos mais suscetíveis, como BR304, Ponta
Negra e SHS500, tiveram início da epidemia entre quatro e oito dias após
BR009. Os híbridos BR310, DKB599, SC283 e 9920044 iniciaram a epidemia
aos 88 DAP, enquanto 9920045, 1F305, 1G150 e BRS308, aos 96 DAP (Figura
6).
No plantio de inverno, o início da doença em BR009, BR304 e SHS500
foi observado aos 58 DAPs. No entanto, a doença não progrediu com a mesma
intensidade que em BR009, que chegou a 100% de severidade, enquanto em
BR304 e SHS500 chegou a 88,333% e 51,661%, de severidade máxima,
respectivamente (Figura 6).
Variações, no início da doença, ocorreram entre as duas safras, para a
maior parte dos híbridos, mas, semelhantemente ao que ocorreu com Volumax e
DAS740 no plantio de verão, nos híbridos 9920044, 9920045, 1G150 e 1F305
no início da doença não foi visível na curva de progresso no plantio de inverno
(Figura 6). O progresso da antracnose nos híbridos, em ambos os plantios, foi
menor quando comparado ao da testemunha suscetível BR009. Híbridos mais
resistentes tiveram o início da doença atrasado em relação aos mais suscetíveis,
o que pode ser devido ao efeito de resistência do tipo vertical sobre raças
virulentas ou, ainda, à associação de resistência vertical com alta resistência
horizontal. A combinação desses dois tipos de resistência, em um mesmo
genótipo, confere altos níveis de resistência, sendo, assim, mais desejadas
(Vanderplank, 1968).
Resultado semelhante quanto a diferentes níveis de resistência entre
híbridos e entre locais, foi observado por Guimarães et al. (1999), em Sete
Lagoas, MG e Cravinhos, SP, em que a avaliação de genótipos de sorgo
apresentou gradações em relação aos níveis de resistência e estes foram
divididos em grupos. Em Cravinhos, nenhum dos genótipos apresentou
resistência completa e o valor médio de severidade foi três vezes maior que em
49
Sete Lagoas, onde alguns genótipos mostraram-se resistentes. Isso levou os
autores à conclusão de que ocorreram raças diferentes de C. sublineolum e de
maior agressividade prevalecentes em Cravinhos. Este estudo evidenciou a
necessidade de monitoramento constante da reação de genótipos de sorgo às
populações de C. sublineolum de diferentes locais, principalmente quando o
objetivo final é a obtenção de material comercial com resistência durável.
Uma possível associação de resistência vertical e alta resistência
horizontal foi observada nos híbridos Volumax, DAS740, 735005 e 1G150, uma
vez que foram altamente resistentes em campo e variaram quanto à reação de
suscetibilidade/resistência aos isolados. Por exemplo, em Sete Lagoas, Volumax
foi suscetível ao isolado 71, que é avirulento a DAS740 e a 1G150. Por outro
lado, Volumax foi resistente aos isolados 53 e 69, e virulentos a 1G150
DAS740, respectivamente. O atraso no início da epidemia é uma característica
de ambos os tipos de resistência (Vanderplank, 1982) e reforça essa
possibilidade.
A expressão de resistência vertical incompleta pode estar ocorrendo nos
híbridos BRS308, 9920045, 9920044 e 1F305, que apresentaram resistência em
campo, mas variaram quanto à severidade entre os locais. Os valores de AACPD
sugerem que a resistência foi incompleta, dado às diferenças nos níveis de
antracnose em relação à BR009 (altamente suscetível) e os híbridos mais
resistentes, como Volumax. Além disso, houve variação na reação desses
híbridos aos diferentes isolados do patógeno. Segundo Vanderplank (1982),
essas são características que indicam a presença de resistência vertical
incompleta. O plantio de cultivares com resistência parcial pode ser plausível,
visto que cultivares com resistência do tipo vertical são mais instáveis sob
condições de campo (Resende et al., 2009).
50
FIGURA 6 Progresso da antracnose em híbridos de sorgo, A) na safra de verão
2008/2009 e B) na safra de inverno 2009, em Sete Lagoas, MG.
Nenhum híbrido foi resistente a todos os isolados avaliados, no entanto,
aqueles que apresentaram alta resistência nos ensaios de campo foram resistentes
à maior parte dos isolados, como pode ser observado pelos valores de frequência
Progresso da antracnose do sorgo no plantio de verão 2008/2009
0
100
200
300
400
500
600
700
61 69 78 88 96 104
Dias após o plantio
aacpd
Progresso da antracnose do sorgo, na plantio de inverno 2009, em Sete Lagoas, MG
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
58 67 75 83 92 99
Dias após o plantio
aacpd
BR009 SC283 Volumax IF305 SHS500
735005 Ponta Negra DKB599 BRS304 BRS31 0
BRS 30 8 9920044 9920045 IG150 DAS740
A
B
51
de virulência (FV). Os híbridos mais suscetíveis em campo apresentaram altos
valores de FV, com exceção de Ponta Negra, que foi resistente a 116 dos 158
isolados avaliados. Híbridos que variaram nos níveis de resistência em campo
apresentaram níveis intermediários de FV, como BR310, 9920044 e 9920045
(Tabela 9, Anexos 11A a 17A).
O híbrido BR304 foi suscetível a 135 entre os 158 isolados avaliados
(Tabela 9). Este resultado explica a alta suscetibilidade de BR304 em campo, já
que, independente da raça a que pertencem e da frequência na população do
patógeno, muitos isolados são virulentos a tal genótipo. Assim, logo que as
condições sejam favoráveis, uma severa epidemia pode ocorrer, como também
acontece com o padrão de suscetibilidade BR009.
TABELA 9 Frequência de virulência de 158 isolados de C. sublineolum a quinze
genótipos de sorgo.
Genótipos
N º de isolados
virulentos
Nº de isolados
avirulentos
F.V.
Volumax
3155
0
,
019
DAS740
10 148
0
,
063
SC283
22 136
0
,
139
Ponta Ne
g
ra
46 112
0
,
291
BRS308
51 107
0
,
323
1G150
53 105
0
,
335
1F305
54 104
0
,
342
735005
72 86
0
,
456
9920045
83 75
0
,
525
BR310
92 66
0
,
582
9920044
103 55
0
,
652
DKB599
122 36
0
,
772
BR304
126 32
0
,
797
SHS500
131 27
0
,
829
BR009
158 0
1
,
000
1
F.V.= nº isolados virulentos/total de isolados amostrados.
52
Embora SC283 tenha apresentado resistência à doença, situação
semelhante à de BR304 parece acontecer com tal linhagem. Em 1987, SC283
foi resistente contra todas as raças de C. sublineolum no Brasil (Casela &
Ferreira, 1987). Em 1990 e 1991, foram observadas frequências de virulência de
0,045 e 0,082, respectivamente (Casela & Ferreira, 1995). Neste trabalho, FV de
0,139 e severidade acima de 15% em alguns locais foram observadas. Esses
resultados demonstram que raças com virulência a SC283 estão sendo
selecionadas. Três linhagens, genitoras de BR310, 9920044 e 9920045, são
descendentes de SC283, o que pode resultar em genes em comum para tais
híbridos. A ocorrência de genes em comum entre híbridos pode favorecer a
quebra de resistência pelo surgimento de novas raças do patógeno, devido ao
estreitamento da base genética (Pink, 2002; Adugna, 2004).
As variações na severidade da antracnose e na frequência de virulência
observadas podem ser também efeito de adaptação do patógeno ao hospedeiro,
devido à seleção direcional que faz com a resistência genética possa funcionar
em um local e em outro não (Flor, 1971; Vanderplank, 1984; Cardwell &
Werhrly, 1997; Silva et al., 2008). Um exemplo disso é que 12 entre os 22
isolados virulentos a SC283 são de Sete Lagoas, local onde o genótipo é
plantado praticamente todo o ano.
Além dos fatores genéticos e da população do patógeno, as condições
ambientais em cada local podem interferir em produtos dos genes, como
enzimas e proteínas, que podem ser inativadas pelo calor, resultando em
suscetibilidade ou, ao contrário, a produção de maior quantidade de cera, que
promoverá resistência adicional (Cardwell & Werhrly, 1997). Trabalhos que
busquem esse tipo de informação podem ajudar melhoristas e fitopatologistas na
obtenção de cultivares mais resistentes e estáveis, sob condições diferentes de
clima.
53
É importante ressaltar que, em alguns experimentos em casa de
vegetação, ocorreu infecção por Peronosclerospora sorghi (Weston & Uppal) C.
G. Shaw, agente etiológico do míldio. Em um mesmo vaso, observou-se que
somente plantas infectadas por P. sorghi foram suscetíveis à antracnose. A
suscetibilidade à antracnose em DAS740 a sete, entre dez isolados virulentos, e
em Volumax, a um entre três isolados virulentos, ocorreu sob esta condição.
Embora uma baixa FV tenha sido observada para estes genótipos, a ocorrência
de míldio foi determinante para o seu aumento. A importância desse fato é que,
se esta situação ocorrer com frequência em condições de campo, haverá aumento
da severidade da antracnose com consequente perda em produção. É necessária a
busca de informações a respeito da interação entre infecção por P sorghi e
suscetibilidade a C. sublineolum, visto que a ocorrência de míldio pode ter
debilitado as plantas infectadas, favorecendo o aumento da antracnose e a
ocorrência das duas doenças ao mesmo tempo, podendo acarretar prejuízos
maiores que quando separadas.
O comportamento dos híbridos nos diferentes locais foi mantido, embora
diferenças nas condições de cada local possam ter levado a uma maior ou menor
incidência de doença. Assim, os híbridos Volumax, DAS740, 1G150 e 735005
podem ser considerados portadores de alta resistência a diferentes populações de
C. sublineolum. Embora algumas variações nos níveis de severidade tenham
ocorrido, os híbridos BRS308, 9920045, 9920044 e 1F305 foram resistentes à
doença, enquanto DKB599 e BR310 foram moderadamente suscetíveis. Alta
suscetibilidade foi apresentada pelos híbridos BR304, SHS500 e Ponta Negra.
A resistência a patógenos pode ser durável por diversas razões e não
somente em função das propriedades dos genes. Entre os fatores que podem
influenciar a resistência incluem-se o sistema de cultivo utilizado, a herança da
resistência, a variabilidade na população do patógeno, como já citado, o ciclo de
vida do hospedeiro e do patógeno, o tamanho da população do patógeno e a
54
forma de utilização de genes de resistência (Parlevliet, 1993; Adugna, 2004).
Associar a resistência genética com o manejo dos genes por meio de utilização
de estratégias, entre as quais a rotação de genótipos, pode contribuir para que a
durabilidade seja preservada por mais tempo, especialmente quando não houver
associação de virulência a dois ou mais híbridos, como se pode ver com mais
detalhes no capítulo que se segue.
55
4 CONCLUSÕES
Os híbridos Volumax, DAS740, 1G150 e 735005 apresentaram alta
resistência em todos os locais e resistência foi apresentada pelos híbridos
BRS308, 9920045, 9920044 e SC283. Resistência intermediaria foi observada
para DKB599 e BR310.
Os híbridos BR304, SHS500 e Ponta Negra apresentaram alta
suscetibilidade em todos os locais.
Baixa frequência de virulência dos isolados de C. sublineolum foi
observada para os híbridos Volumax, DAS740 e SC283.
56
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ADUGNA, A. Alternate approachesin deploying for disease resistance in crop
plants. Asian Journal of Plants Sciences, Pantacheru, v.3, n.5, p.618-623,
2004.
ANDRIVON, D.; VALLAVIEILLE-POPE, C.R. Race diversity and complexity
in selected populations of fungal biotrophic pathogens of cereals.
Phytopathology, Saint Paul, v.85, n.8, p.897-905, Aug. 1995.
CARDWEL, K.F.; HEPPERLY, P.R.; FREDERIKISEN, R.A. Pathotipes of
Colletotrichum graminicola and transmission of sorghum anthracnose. Plant
Disease, Quebec, v.73, n.3, p.255-257, Mar. 1989.
CARDWELL, K.F.; WERHRLY, T.E. A rank test for distinguishing
environmentally and genetically induced diseases resistance in plan varieties.
Biometrics, Washington, v.53, n.1, p.195-106, Mar. 1997.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Proposta de um sistema de classificação de
raças de Colletotrichum graminicola, agente causal da antracnose em sorgo
(Sorghum bicolor). Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.12, n.4, p.337-344, ago.
1987.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Associações de virulência em Colletotrichum
graminicola, agente causal da antracnose em sorgo. Fitopatologia Brasileira,
Brasília, v.20, n.1, p.33-38, fev. 1995.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Antracnose do sorgo (Colletotrichum
graminicola). Sete Lagoas: EMBRAPA-CNPMS, 1998. 19p. (Circular Técnica,
28).
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Associação de virulência de Colletotrichum
graminicola à resistência genética em sorgo. Fitopatologia Brasileira, Brasília,
v.23, n.2, p.143-146, abr. 1998.
CASELA, C.R.; FREDERIKSEN, R.A. Pathogenic variability in monoconidial
isolates of the sorghum antracnose fungus Colletotrichum graminicola from
single lesions and from monoconidial cultures. Fitopatologia Brasileira,
Brasília, v.19, n.2, p.149-153, abr. 1994.
57
CRUTE, I.R.; PINK, D.A. Genetics and utilization of pathogen resistance in
plants. The Plant Cell, Rockville, v.8, n.10, p.1747-1755, Oct. 1996.
FERREIRA, A.S.; CASELA, C.R. Raças patogênicas de C. graminicola, agente
causal da antracnose em sorgo (Sorghum bicolor). Fitopatologia Brasileira,
Brasília, v.11, n.1, p.83-87, mar. 1986.
FERREIRA, D.F. SISVAR. Versão 5.1. Lavras: UFLA, 2007. Software.
FLOR, H.H. Current status of gene concept. Annual Review of
Phytopathology, Palo Alto, v.9, p.275-296, Sept. 1971.
GUIMARÃES, F.B.; CASELA, C.R.; SANTOS, F.G.; PEREIRA, J.C.R.;
FERREIRA, A.S. Avaliação da resistência de genótipos de sorgo à antracnose.
Summa Phytopathologica, Jaguariúna, v.25, n.4, p.308-312, out./dez. 1999.
MATHUR, K.; THAKUR, R.P.; NEYA, A.; MARLEY, P.S.; CASELA, C.R.;
ROSEWICH, L.U. Sorghum anthracnose: problem and management strategies.
In: GLOBAL 2000: SORGHUM AND MILLET DISEASES, 3., 2000,
Guanajuato. Proceedings… Instomil: Sorghum and Millet International
Research, 2003. p.1-27.
PARLEVLIET, J.E. Whats is durable resistance, a general outline. In: JACOBS,
T.H.; PARLEVLIET, J.E. (Ed.). Durability of disease resistance. Netherlands:
Academic, 1993. p.23-39.
PINK, D.A.C. Strategies using genes for non-durable disease resistance.
Euphytica, Netherlands, v.124, n.2, p.227-236, Mar. 2002.
RESENDE, R.S.; RODRIGUES, F.Á.; SOARES, M.J.; CASELA, C.R.
Influences of silicon on some components of resistance to anthracnose in
susceptible and resistant sorghum lines. European Journal of Plant Pathology,
Cambridge, v.124, n.3, p.533-541, July 2009.
SHANER, G.; FINNEY, R.E. The effect of nitrogen fertlization on the expressin
of slow-mildewing resistance in knox wheat. Phytopathology, Saint Paul, v.67,
n.8, p.1051-1056, Aug. 1977.
SHARMA, H.L. A technique for identifying and rating resistance to foliaaar
diseases of sorghum under field conditions. Proceeding Indian Academy
Science, New Delhi, v.42, p.278-283, 1983.
58
SILVA, D.D.; CASELA, C.R.; CASTRO, H.A.; SANTOS, F.G.; FERREIRA,
A.S. Diversidade populacional de Colletotrichum sublineolum, em seis
localidades no Brasil. Summa Phytopathologica, Jaguariúna, v.34, n.2, p.149-
155, out./dez. 2008.
VANDERPLANK, J.E. Disease resistance in plants. London: Academic, 1968.
206p.
VANDERPLANK, J.E. Host-pathogen interaction in plant disease. New
York: Academic, 1982. 207p.
VANDERPLANK, J.E. Disease resistance in plants. New York: Academic,
1984. 194p.
59
CAPÍTULO 3: ESTRUTURA POPULACIONAL E ASSOCIAÇÃO DE
VIRULÊNCIA DE Colletotrichum sublineolum A HÍBRIDOS DE SORGO
EM DIFERENTES LOCAIS DO BRASIL
60
RESUMO
Este trabalho foi realizado com o objetivo de caracterizar a estrutura
populacional de Colletotrichum sublineolum Henn. por meio da avaliação da
virulência em híbridos de sorgo e identificar combinações de híbridos para as
quais não exista virulência associada, em diferentes localidades de cultivo. As
plantas foram inoculadas com 158 isolados monospóricos obtidos de Campo
Novo do Parecis, MT, Goiânia, GO, Jardinópolis, SP, Patos de Minas, MG,
Pelotas, RS, Primavera do Leste, MT, Rio Verde, GO e Sete Lagoas, MG. Cento
e vinte e uma raças do fungo foram designadas por meio de sistema binário. Em
seguida, a população foi caracterizada quanto à diversidade fenotípica por meio
de índices de Shannon, Gleason e Simpson, e de um índice de complexidade e
quanto à sua distribuição nas localidades. A associação de virulência foi
caracterizada por análise de coeficiente de associação de patogenicidade (CAP)
e coeficiente de virulência (CAV) e analisados estatisticamente por meio do
teste qui-quadrado. A raça mais complexa, 247.127, virulenta a quatorze dos
quinze genótipos de sorgo avaliados, foi detectada somente em Patos de Minas e
em baixa frequência. O padrão mais frequente foi encontrado em Pelotas e Sete
Lagoas e representou 3,80% do total de isolados amostrados. Prevaleceram raças
com virulência a sete genótipos de sorgo na população do fungo. Os maiores
índices de diversidade fenotípica e de complexidade ocorreram em Sete Lagoas.
Os híbridos com maior número de combinações com ausência de associação de
virulência foram Volumax, DAS740 e SC283, de acordo com CAP e CAV.
*Comitê orientador: Hilário Antônio de Castro – UFLA (orientador), Carlos
Roberto Casela – Embrapa/ Milho e Sorgo (coorientador).
61
ABSTRACT
The objective of this work was to characterize the Colletotrichum
sublineolum Henn population through virulence evaluation in sorghum hybrids
and identification of hybrids combinations that does not have virulence
association, in different locations. Plants were inoculated with 158 monosporic
isolates from Campo Novo do Parecis, MT, Goiânia, GO, Jardinópolis, SP,
Patos de Minas, MG, Pelotas, RS, Primavera do Leste, MT, Rio Verde, GO, a
Sete Lagoas, MG. One hundred twenty one races of the fungus were designated
through binary system. The population was characterized as phenotypic diversity
through Shannon, Simpson and Gleason index, and one complexity index, and
their distribution in the locations. The virulence association was characterized
for pathogenicity (PAC) and virulence (VAC) coefficients and analyzed
statistically through χ
2
test. The more complex race 247.127, virulent to fourteen
sorghum genotypes, was detected only in Patos de Minas in a lower frequency.
The more frequent race was found in Pelotas and Sete Lagoas and represented
3.80% of the total sampled isolates. Races prevailed with virulence to seven
sorghum genotypes in the fungal population. Higher diversity and complexity
index occurred in Sete Lagoas. The hybrids with greatest number of
combinations without virulence association were Volumax, DAS740 and SC283,
according to CAP and CAV.
*Guidance comitee: Hilário Antônio de Castro – UFLA (Advisor), Carlos
Roberto Casela – EMBRAPA/ CNPMS (Co - advisor).
62
1 INTRODUÇÃO
A antracnose é a principal e mais devastadora doença que ameaça a
produção da cultura do sorgo no Brasil. A doença reduz a produção no campo e
é favorecida por condições de umidade e temperaturas altas, podendo provocar
perdas severas, mesmo em regiões com breves períodos de chuva, seguida de
seca prolongada. A antracnose tem como agente etiológico Colletotrichum
sublineolum Henn. Este fungo infecta todas as partes da planta, porém, a fase
foliar da doença é a mais importante, por reduzir a produção de grãos e de
forragem em 50% ou mais, dependendo da severidade da epidemia (Pande et al.,
1994; Casela et al., 1998, 2004; Mathur et al., 2003).
Variabilidade em C. sublineolum foi inicialmente demonstrada por
Harris & Johnson (1967), quando observaram variações no grau de resistência
entre as cultivares de sorgo que foram atribuídas à existência de raças na
população do patógeno. No Brasil, a ocorrência de raças fisiológicas de C.
sublineolum foi demonstrada pela primeira vez por Nakamura (1982), quando
cinco raças foram identificadas com base na reação diferencial de cinco
cultivares de sorgo a isolados do patógeno obtidos de plantas infectadas de
diferentes regiões do país. Sete raças foram posteriormente identificadas, tendo
por base a reação diferencial de doze cultivares de sorgo (Ferreira & Casela,
1986). Mais recentemente, Casela et al. (2004) e Silva et al. (2008) observaram
grande número de raças do patógeno no Brasil e, muitas das quais, apresentando
alta complexidade e ocorrendo com frequência relativamente alta em populações
do patógeno. A alta frequência de raças complexas pode implicar na ocorrência
de associações de virulência a híbridos comerciais e determinar o aumento na
severidade da doença. Segundo Casela et al. (1998), essa situação é observada
com frequência na população de C. sublineolum e é consequência da capacidade
63
adaptativa do fungo, o que tem limitado o uso da resistência vertical para o
controle do patógeno.
Apesar de existirem várias estratégias que visam ao manejo da
resistência genética a doenças causadas por patógenos de alta variabilidade, de
modo a aumentar a sua durabilidade e a sua estabilidade, informações a esse
respeito ainda são escassas para o sorgo no Brasil. Bom exemplo disso foi a
recente quebra da resistência à antracnose, verificada no híbrido granífero
BR304, associada, provavelmente, à expansão da área de plantio com a cultura e
ao grande número de anos de permanência deste material no mercado.
Provavelmente, isso não teria ocorrido se estratégias de manejo fossem
implementadas, como, por exemplo, um sistema de rotação entre esse e outros
híbridos. Conhecendo-se a estrutura de populações de C. sublineolum quanto à
virulência, é possível estabelecer estratégias que limitem a capacidade adaptativa
do patógeno e, com isso, diminuir as perdas causadas pela doença. Diante desses
fatos, avaliar a reação de híbridos comerciais e pré-comerciais e caracterizar a
estrutura de diferentes populações do patógeno constituem uma etapa
imprescindível não só para os trabalhos de melhoramento mas também para o
estabelecimento de estratégias de manejo que permitam diminuir a severidade da
doença e preservar genes de resistência nos híbridos.
Este trabalho foi realizado com os objetivos de caracterizar populações
de Colletotrichum sublineolum por meio da avaliação da estrutura de virulência
e identificar combinações de híbridos para os quais a virulência encontra-se
dissociada nessas populações e que possam ser utilizados na validação de
estratégias de manejo da resistência.
64
2 MATERIAL E MÉTODOS
Os experimentos foram conduzidos nas dependências da Empresa
Brasileira de Pesquisa Agropecuária – Embrapa Milho e Sorgo, localizada em
Sete Lagoas, MG, no período de janeiro de 2008 a agosto de 2009. Utilizaram-se
a infraestrutura do Laboratório de Resistência de Plantas a Doenças e casas de
vegetação.
Para a caracterização da diversidade populacional de C. sublineolum,
foram utilizados os quinze híbridos de sorgo dos ensaios de campo do capítulo
anterior. Foram testados 158 isolados monospóricos do patógeno obtidos em
Campo Novo do Parecis, MT, Goiânia, GO, Jardinópolis, SP, Mineiros, GO,
Patos de Minas, MG, Pelotas, RS, Primavera do Leste, MT, Rio Verde, GO e
Sete Lagoas, MG. A produção e o preparo de inóculo seguiram a metodologia
desenvolvida por Ferreira & Casela (1986), como descrito no capítulo 1, página
36.
2.1 Avaliação
As plantas foram avaliadas para o tipo de infecção aos 12 dias após a
inoculação, utilizando-se uma chave descritiva com valores de 1 a 5, conforme
Cardwel et al. (1989), em que: 1 - presença de pequenas pontuações necróticas;
2 - presença de pequenas manchas avermelhadas; 3 - lesões necróticas, algumas
vezes alongadas, mas, sem a presença de esporulação; 4 - lesões necróticas com
a presença de acérvulos no centro e 5 - lesões necróticas, algumas vezes
coalescidas, com a presença de abundante esporulação.
Duas classes de reação foram consideradas: R = reação de resistência,
incluindo as notas 1, 2 e 3 e S = reação de suscetibilidade, incluindo as notas 4 e
5.
65
2.4 Análise e interpretação dos resultados
As notas transformadas em reação (suscetível ou resistente) designaram
raças do fungo por modificação do sistema binário de Habgood (1970). Cada
híbrido componente da série diferencial recebeu um número binomial, iniciado
por 1. Os oito primeiros híbridos, incluindo o padrão de suscetibilidade BR009 e
o de resistência, SC283, receberam números que variaram de 1 a 128. Os outros
sete híbridos receberam, da mesma forma, um número binomial, que variou de 1
a 64. Reações de suscetibilidade dos híbridos para um mesmo isolado foram
então somadas, identificando-se, assim, o padrão de virulência de cada isolado
(Tabela 1). Neste trabalho, os padrões de virulência foram chamados de raças,
embora a série diferencial usada tenha sido os genótipos de sorgo citados acima
e não uma série diferencial padrão, em que os genes de resistência de cada
genótipo é conhecido.
TABELA 1 Sistema de designação de raças de C. sublineolum.
Série diferencial Valor binário Valor decanário
1
Rea
ç
ão
BR009
2
0
1S
SC283
2
1
2
R
Volumax
2
2
4S
1F305
2
3
8
R
SHS500
2
4
16
R
735005
2
5
32
R
Ponta Ne
g
ra
2
6
64
R
DKB599
2
7
128
R
BR304
2
0
1S
BR310
2
1
2
R
BRS308
2
2
4
R
9920044
2
3
8
R
9920045
2
4
16
R
1G150
2
5
32
R
DAS740
2
6
64
R
1
A reação dos genótipos nesta tabela é ilustrativa. O nome da raça, nesse caso,
seria 05.01.
66
Foi realizada uma análise da estrutura de virulência da população e a
identificação de associações de patogenicidade e de virulência nas populações
do patógeno (Browder & Eversmeyer, 1977; Lebeda, 1981).
A diversidade fenotípica de cada subpopulação foi calculada por meio
dos índices de Shannon, Simpson e Gleason, conforme Groth & Roelfs (1987) e
a complexidade segundo Andrivon & Vallavieille-Pope (1995). As fórmulas de
cada índice seguem descritas abaixo:
Shannon: Sh = - Σ pi ln (pi)
em que pi é a frequência da raça i na população;
Simpson: Si = Σ [ni (ni -1)/ N (N-1)]
em que ni é o número de isolados pertencentes à raça i
N é o tamanho da amostra e
Gleason: Gl = (r-1)/ ln (N)
em que r é o número de fenótipos distintos na amostra;
N é o número de indivíduos na amostra.
O índice de complexidade é baseado na frequência relativa do fenótipo
na amostra e o seu número de virulências e é calculado pela fórmula:
Ci = Σ (pi . vi)
em que pi é a frequência da raça na amostra e vi é o número de virulências da
raça.
Índices de diversidade são utilizados para descrever a diversidade
intraespecífica de raças em populações de diversos patógenos. Os índices de
Shannon e Simpson são baseados na frequência relativa dos diferentes fenótipos
do patógeno e medem o número de fenótipos distintos na amostra e a
uniformidade da sua distribuição. Para comparar duas populações de tamanho
67
variável, e que aparentemente não diferem entre si quanto ao grau de
dominância dos fenótipos ou quanto ao número de fenótipos, o índice de
Shannon pode ser a melhor escolha. Porém, se o interesse é verificar
primeiramente o grau de dominância de determinadas raças na população,
recomenda-se usar o índice de Simpson, que é mais sensível que o índice de
Shannon, embora ambos sejam aceitáveis. Já o índice de Gleason se baseia
apenas no número de fenótipos diferentes obtidos em relação a um determinado
número de isolados (Groth & Roelfs, 1987; Kolmer, 1991a).
O índice de complexidade, que se baseia na frequência relativa e no
número de virulência de determinada amostra, possibilita analisar a população
quanto à adaptação aos genótipos da cultura em diferentes regiões de plantio.
As raças foram analisadas também quanto à sua virulência e distribuição
em cada local amostrado. A frequência de virulência a cada genótipo foi
calculada dividindo-se o número de isolados virulentos pelo total de isolados
amostrados em cada local.
Para detectar a ocorrência de virulência associada ou dissociada a dois
híbridos a
e b, componentes da série diferencial, os isolados inoculados foram
classificados em uma das quatro possíveis categorias de avirulência ou
virulência: VaVb, isolado virulento ao híbrido a
e b; VaAb, isolado virulento ao
híbrido a
e avirulento ao híbrido b; AaAb, isolado avirulento a ambos os
híbridos e AaVb, isolado avirulento ao híbrido a
e virulento ao híbrido b.
Baseando-se nestes dados, foram calculadas as frequências, esperada e
observada, de cada uma das quatro categorias de virulência e avirulência
descritas acima. As frequências esperada e observada, em cada categoria, foram
comparadas por meio do teste χ
2
(Lebeda, 1981).
Uma associação positiva de
virulência ocorre quando os valores observados significativamente excedem os
esperados nas categorias VaVb e AaAb e uma associação negativa ocorre
68
quando os valores observados são significativamente inferiores aos esperados
nas mesmas categorias (Alexander et al., 1984; Casela et al., 1998).
As associações de patogenicidade e de virulência foram calculadas para
cada combinação de híbridos a
e b da série diferencial, por meio de coeficiente
de associação de patogenicidade (CAP) e um coeficiente de associação de
virulência (CAV), conforme as seguintes expressões (Browder & Eversmeyer,
1977):
CAP = número de isolados AaAb + número de isolados VaVb/número total de
isolados e
CAV = número de isolados VaVb/número total de isolados.
Valores de CAP e CAV muito próximos entre si indicam alta proporção
de isolados com virulência associada aos híbridos, enquanto altos valores de
CAP e baixos valores de CAV indicam que a maioria dos isolados na população
não possui virulência associada aos dois híbridos a e b. O cruzamento entre tais
linhagens pode resultar em híbridos com resistência de alta durabilidade (Casela
et al., 1998).
Segundo Browder & Eversmeyer (1987), dados de coeficientes de
associação de patogenicidade (CAP) e de virulência (CAV) fornecem
informação completa a respeito da relação de um par de genótipos e a população
do patógeno. A diferença entre CAP e CAV de um dado par indica a frequência
da população que tem avirulência a ambas as linhagens. A diferença entre 1,00 e
o valor de CAP (1 - CAP) indica a porção da população que ataca um dos dois
híbridos.
69
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.1 Estrutura populacional de C. sublineolum em diferentes locais no Brasil
Foram detectadas 121 raças de C. sublineolum, entre 158 isolados
monospóricos testados nos 15 genótipos de sorgo, em casa de vegetação, tendo
sido identificadas 18 em Campo Novo do Parecis, 21 em Goiânia, 33 em
Jardinópolis, 7 em Patos de Minas, 16 em Pelotas e 39 em Sete Lagoas. Entre os
158 isolados, 2 de Mineiros, 1 de Primavera do Leste e 2 obtidos de SC283, em
2009 (um em Rio Verde e outro em Sete Lagoas), constituíram 3 raças. Os
isolados obtidos de SC283 foram identificados como uma única raça (Tabela 2).
As reações dos genótipos de sorgo avaliados estão descritas nas Tabelas 12A a
17A (Anexo A).
Do total de 121 raças, 107 foram encontradas somente em uma
localidade, 10 em duas localidades, 4 em três localidades e nenhuma esteve
presente em todas as localidades (Tabela 2). O grande número de raças
identificadas neste trabalho reforça relatos anteriores de alta variabilidade em C.
sublineolum (Harris & Sowel, 1970; Frederiksen & Rosenow, 1971; Pastor-
Corrales & Frederiksen, 1978; Rosewich et al., 1998; Casela et al., 2004; Silva
et al., 2008).
Baixa frequência das raças foi observada em todos os locais, tendo a raça
177.27, que correspondeu a 3,80% do total de isolados testados, sido a mais
frequente. Esta raça foi observada em Pelotas, onde representou 21,7% dos
isolados e em Sete Lagoas, onde foi identificada apenas uma vez. A segunda
raça com maior frequência, 145.11, foi observada em Campo Novo do Parecis,
Pelotas e Sete Lagoas e representou 2,53% do total de isolados amostrados
(Tabela 2). A baixa frequência das raças pode ser reflexo do número de isolados
amostrados em cada local, visto que maior amostragem possibilitaria uma
70
identificação mais adequada. Maior número de isolados avaliados possibilitou a
identificação de 75 raças, entre 314 isolados amostrados por Casela et al. (2004)
e 70 raças, entre 289 isolados amostrados por Silva et al. (2008). Em ambos os
trabalhos, algumas raças prevaleceram sobre outras, nas populações avaliadas.
No primeiro caso, seis raças corresponderam a 68% do total de isolados e, no
segundo caso, seis raças corresponderam a 46,71% dos isolados. Outro fator que
pode ter influenciado o resultado do presente trabalho é a série diferencial
composta por híbridos de várias empresas e, portanto, com base genética
diversificada e que pode ter determinado, por consequência, o grande número de
raças observadas.
Pela distribuição e virulência das raças observa-se que aquelas com
virulência intermediária prevaleceram em relação às de menor e de maior
virulência, em todos os locais, com exceção de Sete Lagoas. Entre as raças
identificadas, foi observada maior porcentagem daquelas com número de
virulência igual a 6, 7 e 8, com valores de 27,85% e 12,66%, e 10% e 76%,
respectivamente (Tabela 2, Figura 1). Embora tenha usado linhagens
restauradoras e macho-estéreis de sorgo como diferenciadoras de virulência, este
resultado está de acordo com o obtido por Silva et al. (2008) quanto à
predominância de raças com número intermediário de virulência. Muitos
genótipos avaliados pertencem ao programa de melhoramento da Embrapa-
CNPMS, entre eles os híbridos 9920044 e 9920045, descendentes de um mesmo
par de linhagens avaliadas no trabalho acima citado. Estes dois híbridos,
provavelmente, possuem genes em comum, o que pode explicar, em parte, tais
resultados.
Nenhum isolado foi virulento a todos os genótipos de sorgo avaliados. O
número máximo de virulências foi observado na raça 247.127, virulenta a
quatorze genótipos e presente apenas em Patos de Minas. Embora apenas sete
isolados tenham sido testados em Patos de Minas, a presença de um isolado com
71
virulência a quatorze genótipos (somente 1F305 foi resistente) indica que pelo
menos uma raça de ampla virulência ocorre neste local. Este isolado foi
amostrado no híbrido BR310 que, dessa forma, constitui fonte de inóculo e pode
favorecer o aumento de sua frequência, se cultivado sucessivamente, com
consequente aumento na severidade da doença em híbridos suscetíveis (Tabela
2).
TABELA 2 Distribuição e frequência de 121 raças de C. sublineolum em seis
locais no Brasil.
Raças
C. N.
do Parecis
Goiânia
Jardinópolis
Patos
de Minas
Pelotas
Sete
Lagoas
Nº de
isolados
Frequência
%
Nº de
virulências
01.00
1
1
1
3
1,899
1
01.24 1 1 0
,
633 3
01.35 1 1 0
,
633 3
03.00 1 1 0
,
633 2
09.40 1 1 0
,
633 3
09.76 1 1 0
,
633 4
17.00 1 1 0
,
633 2
17.01 1 1 0
,
633 3
17.08 1 1 0
,
633 3
17.09 1 1 0
,
633 4
17.11 1 1 0
,
633 5
17.27 1 1 0
,
633 6
17.40 1 1 0
,
633 4
17.59 1 1 0
,
633 7
17.97 1 1 0
,
633 4
19.01 1 1 0
,
633 4
19.27 1 1 0
,
633 7
25.04 1 1 0
,
633 4
49.11 1 1 0
,
633 6
49.27 1 1 0
,
633 7
57.21 1 1 0
,
633 8
57.63 1 1 0
,
633 10
65.00 2 2 1
,
266 2
81.00 1 1 0
,
633 3
81.01 1 1 0
,
633 4
81.25 1 1 0
,
633 6
81.27 1 1 0
,
633 7
89.24 1 1 0
,
633 6
89.63 1 1 0
,
633 10
113.09 1 1 0
,
633 6
113.19 1 1 0
,
633 7
121.25 1 1 0
,
633 8
121.43 1 1 0
,
633 9
129.00 1 1 0
,
633 2
“...continua...”
72
“TABELA 2, Cont.”
Raças
C. N.
do Parecis
Goiânia
Jardinópolis
Patos
de Minas
Pelotas
Sete
Lagoas
Nº de
isolados
Frequência
%.
Nº de
virulências
129.01
1
1
0,633
3
129.03 1 1 2 1
,
266 4
129.17 1 1 0
,
633 5
129.40 1 1 0
,
633 4
131.27 1 1 0
,
633 7
137.03 1 1 0
,
633 5
137.04 1 1 0
,
633 4
137.37 1 1 0
,
633 5
137.43 1 1 0
,
633 7
137.60 1 1 0
,
633 7
145.01 1 1 2 1
,
266 4
145.03 1 1 0
,
633 5
145.09 1 1 0
,
633 5
145.11 1 2 1 4 2
,
532 6
145.27 1 1 1 3 1
,
899 7
145.31 1 1 0
,
633 8
145.43 1 1 2 1
,
266 7
145.49 1 1 0
,
633 7
145.51 110
,
633 7
145.59 1 1 1 3 1
,
899 7
147.25 1 1 0
,
633 7
153.04 1 1 0
,
633 5
153.07 2 1 3 1
,
899 7
153.24 1 1 0
,
633 8
153.29 1 1 0
,
633 8
153.31
1
10
,
633 4
153.63 3 3 1
,
899 10
155.05
1
10
,
633 7
161.00 1 1 0
,
633 3
161.09 1 1 0
,
633 5
161.19 1 1 0
,
633 6
161.34 1 1 0
,
633 5
169.05 1 1 0
,
633 6
169.06 1 1 0
,
633 6
177.05 1 1 0
,
633 6
177.11 1 2 3 1
,
899 7
177.19 1 1 2 1
,
266 7
177.24
2
231
,
899 7
177.27 5 1 6 3
,
797 8
177.56 1 1 0
,
633 7
177.59 1 1 2 1
,
266 9
177.63 2 2 1
,
266 10
177.105 1 1 0
,
633 7
179.11 1 1 0
,
633 8
179.27 2 2 1
,
266 9
185.15 1 1 0
,
633 9
185.37 1 1 0
,
633 8
185.41 1 1 0
,
633 8
185.59 1 1 0
,
633 10
1
Isolados amostrados em Mineiros, GO. “...continua...”
73
“TABELA 2, Cont.”
Raças
C. N.
do Parecis
Goiânia
Jardinópol
is
Patos
de Minas
Pelotas
Sete
Lagoas
Nº de
isolados
Frequênci
a %
Nº de
virulências
185.61
2
2
1,266
10
185.63
3
3
1,899
11
185.79
2
2
1,266
10
187.63 1 1 0
,
633 12
187.127 1 1 0
,
633 13
195.00
3
21
,
266 4
195.01 1 1 0
,
633 5
209.01 1 0
,
63 5
209.03 1 1 0
,
633 6
209.11 1 1 0
,
633 7
209.25 1 1 0
,
633 7
209.33 1 1 0
,
633 6
209.48 1 1 0
,
633 6
209.56 1 1 0
,
633 7
209.59 1 1 0
,
633 9
209.91 1 1 0
,
633 9
211.49 1 1 0
,
633 7
217.04 1 1 0
,
633 6
219.63 2 2 1
,
266 13
241.19 1 1 0
,
633 8
241.41 1 1 0
,
633 8
241.51 1 1 0
,
633 9
241.56 1 1 0
,
633 8
241.57 1 1 0
,
633 9
241.63 1 1 0
,
633 11
243.127 1 1 0
,
633 13
247.127 1 1 0
,
633 14
249.07 1 1 0
,
633 9
249.12 1 1 0
,
633 9
249.27 1 1 0
,
633 10
249.31 1 1 0
,
633 10
249.45 1 1 0
,
633 10
249.46 1 1 0
,
633 10
249.59 1 1 0
,
633 11
249.127 1 1 0
,
633 13
251.63 1 1 0
,
633 13
251.123 1 1 0
,
633 13
251.127 1 1 0
,
633 13
255.31 1 1 0
,
633 13
Total
amostrado
20 22 39 7 23 42 158 100
2
Um isolado foi amostrado em Primavera do Leste, GO.
3
Isolados amostrados
na linhagem SC283, em 2009, em Sete Lagoas e Rio Verde.
74
Somente em Sete Lagoas, raças com 12 e 13 virulências foram
observadas e, entre 42 isolados amostrados, 34 tiveram número de virulência
acima de sete, o que explica o maior índice de complexidade em comparação aos
demais locais (Tabelas 2 e 3, Figura 1). Maior complexidade neste local foi
também observada quando linhagens restauradoras e macho-estéreis foram
utilizadas como diferenciadoras de virulência (Silva et al., 2008). Segundo os
autores, isso pode ser consequência de uma resposta do patógeno a uma maior
diversidade genética do hospedeiro, dado o grande número de genótipos de
sorgo presentes a cada ano na área experimental da Embrapa Milho e Sorgo,
onde ambos os ensaios foram realizados. Provavelmente, essa alta diversidade
genética no hospedeiro fez com que esses genes para avirulência se tornassem
necessários na população do patógeno e a seleção direcional estaria atuando de
maneira a mantê-los.
Apesar de raças de maior complexidade terem prevalecido em Sete
Lagoas, raças de baixa complexidade também foram observadas. Tal fato sugere
que a seleção estabilizadora esteja atuando, embora em menor intensidade que a
seleção direcional, contribuindo para a manutenção de um equilíbrio na
população do patógeno, contra uma possível extinção dos fenótipo menos
virulentos (Kolmer, 1991b). Maior predominância de raças mais simples em
relação às mais complexas foi verificada por Casela et al. (2001), em estudo
sobre a capacidade competitiva entre raças deste patógeno, indicando a
possibilidade de influência da virulência na habilidade adaptativa de C.
sublineolum. Considerando-se que o acúmulo de virulência desnecessária resulta
em custo adaptativo para o patógeno, indivíduos com menor número de genes de
virulência, equivalentes aos genes de resistência do hospedeiro, estariam mais
aptos a predominar na população do patógeno (Vanderplank, 1984). De acordo
com Costa et al. (2003), em misturas de genótipos de sorgo, também se observa
a predominância de raças com grau intermediário de complexidade, enquanto,
75
em populações hospedeiras uniformes e suscetíveis, raças mais simples tendem a
predominar.
TABELA 3 Índices de diversidade fenotípica e complexidade de 121 raças de C.
sublineolum, obtidas em cinco localidades no Brasil.
Ti
p
o de índice
Localidade
Índice de
diversidade de
Gleason
Índice de
diversidade de
Shannon
Índice de
diversidade de
Simpson
Índice de
complexidade
Raças
C. N. do Parecis
5
,
675 3
,
007 1
,
900 7
,
100 18
Goiânia
6,470 3,028 0,955 6,091 21
Jardinópolis
8,735 3,423 5,846 6,359 33
Pelotas
4,784 2,529 5,739 6,217 16
Sete Lagoas
10,167 3,550 2,929 8,690 39
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
30,00
1 2 3 4 5 6 7 8 9 101112131415
Número de virulências
%
FIGURA 1 Número de virulências de 158 isolados de C. sublineolum a quinze
genótipos de sorgo.
76
Campo Novo do Parecis foi o segundo local com predominância de raças
mais complexas, conforme expresso pelo índice de complexidade, seguido por
Jardinópolis, Pelotas e Goiânia (Tabela 3). Esses resultados diferem daqueles
observados anteriormente por Silva et al. (2008), em que o índice de
complexidade em Goiânia foi igual ao de Sete Lagoas e, em Jardinópolis, foi o
menor entre esses três locais. Porém, as metodologias usadas foram diferentes.
A maior diversidade, de acordo com os índices de Gleason e Shannon,
foi encontrada em Sete Lagoas, seguida por Jardinópolis, Goiânia, Campo Novo
do Parecis e Pelotas, respectivamente. Houve variação na diversidade medida
pelo índice de Simpson, para o qual o maior valor foi apresentado em
Jardinópolis, seguido por Pelotas, Sete Lagoas, Campo Novo do Parecis e
Goiânia, respectivamente (Tabela 3). Alta diversidade em Sete Lagoas já havia
sido observada quando a população do patógeno foi avaliada pelo índice de
Shannon (Casela et al., 1998, 2000b, 2001; Silva et al., 2008).
Pelotas possui um menor número de fenótipos distintos e algumas raças
dominantes na população em relação às outras, como foi observado pela
frequência de 177.27, que predominou sobre as outras raças. A população de
Jardinópolis possui maior número de fenótipos distintos, mas com maior
dominância de algumas raças sobre as outras. Resultados anteriores mostram o
observado em Jardinópolis quanto à diversidade e à ocorrência de fenótipos
distintos com prevalescência de alguns sobre os outros (Silva et al., 2008). Nos
outros locais, há maior número de fenótipos distintos na amostra e que estão
mais uniformes quanto à frequência na população (Tabela 3).
Algumas considerações devem ser feitas quanto aos índices de
diversidade e seu uso. O índice de Gleason informa sobre o número de fenótipos
distintos na amostra, mas não possibilita definir se essa população tem uma
distribuição mais uniforme quanto à frequência das raças, como podem informar
os índices de Shannon e Simpson. Ainda, o fato de o índice de Shannon sofrer
77
menor influência da variação no tamanho da amostra que os outros dois faz com
este seja recomendado em trabalhos nos quais esta variação ocorre, enquanto o
índice de Simpson pode informar mais claramente sobre a dominância na
frequência de algumas raças na população ou se as raças estão bem distribuídas.
Se o valor estiver próximo de 0, a maioria das raças está em baixa frequência na
população e, quanto mais próximo de 1, significa que algumas raças aparecem
em maior frequência na população em relação à maioria identificada. A
utilização de mais de um índice de diversidade para a caracterização da
população do patógeno é, portanto, recomendável, visto que cada um responde
mais sensivelmente a determinada característica da população, como visto
anteriormente.
3.2 Associação de virulência em C. sublineolum a quinze genótipos de sorgo
Baixa frequência de virulência (FV) foi observada para os híbridos
Volumax e DAS740 e para a linhagem SC283, em todos os locais avaliados.
Alta FV foi observada para os híbridos SHS500, DKB599 e BR304, em todos os
locais avaliados. Apenas BR009 foi suscetível a todos os isolados em todos os
locais, o que determinou FV = 1. A frequência de virulência para os outros
híbridos variou entre locais (Tabela 4). As maiores FVs em relação aos híbridos
1F305, 735005, 9920044 e 9920045 e à linhagem SC283 foram observadas nos
locais de origem, ou seja, Jardinópolis (1F305) e Sete Lagoas. Tal fato pode
indicar que adaptação de C. sublineolum está sendo favorecida nos locais de
origem dos híbridos, provavelmente devido a cultivos subsequentes desses
materiais, levando à seleção direcional para o aumento de raças com virulência a
tais genótipos.
78
TABELA 4 Frequência de virulência de C. sublineolum de seis populações
no Brasil, a quinze genótipos de sorgo.
C. N. do
Parecis
Goiânia Jardinópolis
Patos de
Minas
Pelotas
Sete
Lagoas
1
N=20 N=22 N=39 N=7 N=23 N=42
Genótipos de
sorgo
2
FV FV FV FV FV FV
BR00
9
1,000
1,000
1,000
1,000
1,000
1,000
SC283
0,150
0,091
0,051
0,143
0,043
0,262
Volumax
0,000
0,000
0,000
0,143
0,000
0,048
1F305
0,000
0,182
0,564
0,286
0,000
0,381
SHS500
1,000
0,818
0,641
0,857
0,739
0,952
735005
0,400
0,318
0,436
1,000
0,478
0,619
P. Negra
0,150
0,682
0,231
0,429
0,000
0,405
DKB599
0,900
0,591
0,718
1,000
0,957
0,714
BR304
0,900
0,773
0,462
1,000
0,913
0,976
BR310
0,650
0,318
0,282
1,000
0,826
0,810
BRS308
0,400
0,136
0,513
0,286
0,043
0,357
9920044
0,700
0,409
0,564
0,714
0,
696
0,881
9920045
0,350
0,455
0,462
0,429
0,478
0,786
1G150
0,150
0,318
0,436
0,286
0,174
0,476
DAS740
0,100
0,000
0,000
0,143
0,000
0,167
1
N= Número de isolados avaliados,
2
FV= frequência de virulência ao híbrido.
A avaliação dos valores dos coeficientes de associação de
patogenicidade (CAP) e de virulência (CAV) permitiu identificar um total de
253 combinações entre genótipos de sorgo que podem ser viáveis, quando
usadas para o manejo da resistência à antracnose. Entre elas, 48 em Campo
Novo do Parecis e Jardinópolis, 58 em Goiânia, 36 em Patos de Minas e Pelotas
e 27 em Sete Lagoas (Tabela 5). No entanto, muitas combinações não puderam
ser analisadas pelo teste χ
2
, devido à ocorrência de frequência esperada (FE)
abaixo de cinco (Ott, 1988). De um total de 108 combinações que apresentaram
altos valores de CAP e de CAV, pelo menos 68 foram significativamente
positivas para virulência, ou seja, ocorrem raças com virulência associada aos
dois híbridos simultaneamente. O plantio consecutivo dos híbridos com
virulência associada pode favorecer o aumento da severidade da doença para
ambos os híbridos, visto que o inóculo inicial será mantido nos restos culturais e
79
a frequência de raças virulentas poderá ser aumentada a cada plantio. Entre os
locais avaliados, apenas em Patos de Minas nenhuma associação positiva de
virulência foi observada, enquanto 5 foram verificadas em Campo Novo do
Parecis, 12 em Goiânia, 24 em Jardinópolis, 7 em Pelotas e 20 em Sete Lagoas
(Anexos 1B a 6B). As combinações entre os híbridos forrageiros SHS500 x
Ponta Negra, em Campo Novo do Parecis, Goiânia e Patos de Minas, e entre os
híbridos graníferos BR304 x 9920044, em todos os locais, são exemplos de
combinações inviáveis para o manejo da resistência.
O coeficiente de associação de virulência (CAV) igual a zero,
independente dos valores do coeficiente de patogenicidade (CAP), ocorreu nas
combinações com o híbrido Volumax, em Campo Novo do Parecis, Jardinópolis,
Goiânia e Pelotas. Em Patos de Minas e Sete Lagoas, baixo valor de ambos os
coeficientes foi observado nas combinações com este híbrido. No entanto,
dissociação de virulência foi identificada em Patos de Minas, entre Volumax e
1F305, e Volumax x BRS308 (Tabela 5, Anexos 1B a 6B).
Da mesma forma, combinações com DAS740 apresentaram CAV igual a
zero, em Goiânia, Jardinópolis, Pelotas e algumas combinações em Campo
Novo do Parecis e, nas combinações com 1F305 e BRS308, em Patos de Minas.
Em Campo Novo do Parecis, altos valores de CAP e baixos valores de CAV
ocorreram nas combinações de DAS740 com 1F305, 735003 e BRS308 e
valores baixos de CAP e CAV, nas combinações com SHS500, DKB599,
BR304, BR310 e 9920044. Em Patos de Minas, altos valores de CAP e baixos
valores de CAV foram observados nas combinações de DAS740 com SC283,
Volumax e 735005. Em Sete Lagoas, altos valores de CAP e baixos valores de
CAV ocorreram nas combinações com SC283, Volumax 735005, Ponta Negra,
BRS308 e 1G150. As demais combinações de DAS740 em Sete Lagoas
apresentaram CAP e CAV baixos (Tabela 5). As combinações DAS740 x
SC283, em Campo Novo do Parecis; DAS740 x 9920045 e DAS740 x 1G150,
80
em Patos de Minas e DAS740 x SC283, em Sete Lagoas, foram identificadas
como dissociação de virulência. As combinações entre DAS740 x Ponta Negra e
DAS740 x SHS500 foram identificadas como associações positivas em Sete
Lagoas (Anexo 1B a 6B). Deve-se lembrar que a suscetibilidade deste híbrido
em casa de vegetação ocorreu, em sua maioria, em plantas infectadas por
Peronosclerospora sorghi e teve como consequência a ocorrência de pelo menos
duas associações positivas.
A alta resistência dos híbridos Volumax e DAS740, observada em
campo, refletiu na baixa frequência de virulência apresentada pelos isolados a
estes híbridos e na ausência de associações positivas de virulência da maior parte
de suas combinações. A utilização desses híbridos em um sistema de rotação de
cultivares pode favorecer o controle da antracnose, por impor limites à
adaptação C. sublineolum, por meio da diminuição na frequência de raças na
população do patógeno.
Em Campo Novo do Parecis, altos valores de CAP e baixos valores de
CAV, ou ambos os coeficientes baixos, foram observados para a maior parte das
combinações. A linhagem SC283 apresentou CAV igual a zero na maioria das
combinações, tendo dissociação de virulência desta linhagem sido observada
com 1F305, 735005, DKB599, BR310, BRS308, 9920045, 1G150 e DAS740.
Todas as combinações de Ponta Negra também apresentaram CAV igual a zero,
exceto com SHS500, que foi identificada como associação positiva. Dissociação
de virulencia foi também observada entre 1F305 com BR304, BR310, 9920044,
9920045 e 1G150, e entre SHS500 com DKB599 e BR304. Associações
positivas ocorreram nas combinações entre BR310 x 9920044, 735005 x
9920045, 735005 x BRS308 e 1F305 x BRS308 (Tabela 5, Anexo 1B).
Em Goiânia, alto CAP e baixo CAV foram observados entre as
combinações de BR310 com BRS308, 1G150, 9920044, 9920045 e 9920044,
9920044 x 9920045 e 9920044 x 1G150 (Tabela 5). Dissociação de virulência
81
foi identificada entre SC283 com SHS500, 735005, BR310, BRS308, 9920044 e
1G150 e entre Ponta Negra, com 9920045 e 1G150, respectivamente. Doze
associações positivas foram observadas entre as seguintes combinações: 1F305 x
BRS308, todas as combinações de 735005, exceto com Ponta Negra e DAS740
(Anexo 2B). O baixo número de associações positivas em Goiânia pode ser
explicado pela menor diversidade e complexidade observadas neste local.
Em Jardinópolis, altos valores de CAP e CAV foram observados nas
combinações de BR009 com 1F305, SHS500, DKB599, BRS308, 9920044 e
9920044, SHS500 x BR304 e 735005 x DKB599. Neste local, SC283
apresentou CAV igual a zero e dissociação de virulência em todas as
combinações, exceto com BR009 (Tabela 5). Vinte e três associações positivas,
o maior número entre os locais, foram observadas. São elas: 1F305 x BRS308,
SHS500 x 9920045, SHS500 x 1G150, 735005 x P. Negra, 735005 x 9920045,
735005 x 1G150, P. Negra x BR304, P. Negra x BR310, P. Negra x BRS308, P.
Negra x 9920044, P. Negra x 9920045, P. Negra x 1G150, BR304 x BR310,
BR304 x BRS308, BR304 x 9920044, BR304 x 9920045, BR304 x 1G150,
BR310 x BRS308, BR310 x 9920044, BR310 x 9920045, BR310 x 1G150,
9920044 x 9920045 e 9920044 x 1G150 (Anexo 3B). Entre as quatro raças mais
frequentes em Jardinópolis, três possuíam virulência a pelo menos dez genótipos
de sorgo e uma FV acima de 0,4 ocorreu para a maior parte dos híbridos, o que
pode ter determinado o maior número de associações positivas.
Altos valores de CAP e CAV ocorreram entre BR009 com SHS500,
DKB599, BR304, BR310 e 9920044, em Patos de Minas. A maior parte das
combinações teve alto CAP e baixo CAV, ou ambos os coeficientes com valor
baixo (Tabela 5). Nenhuma associação positiva foi identificada entre as
combinações neste local (Anexo 4B). Como dito antes, os isolados deste local
foram amostrados de BR310, portanto, suscetível aos sete isolados, o que
82
significa que a ocorrência de baixos valores de CAV em algumas combinações
com este híbrido deve-se à reação de resistência do outro híbrido.
O melhor resultado para 1F305 foi observado em Pelotas, onde CAVs
igual a zero ocorreram. O mesmo resultado foi observado nas combinações entre
os híbridos BRS308 x 1G150 e entre a linhagem SC283 com 1F305, 735005,
Ponta Negra, 735005, BRS308 e 1G150 (Tabela 5). Dissociação de virulência
ocorreu entre SC283 com SHS500, Ponta Negra, BRS308 e 1G150, e entre
1G150 com BRS308 e 9920045. Foram observadas sete associações positivas,
das quais SHS500 x BR304, 735005 x 9920045, 735005 x 1G150, Ponta Negra
x BRS308, DKB599 x BR304, BR304 x BR310 e entre BR310 x 9920044
(Anexo 5B).
O maior número de combinações com altos CAP e CAV foi observado
em Sete Lagoas, onde nenhuma combinação apresentou CAV igual a zero.
Somente os híbridos SC283, Volumax, 1F305 e DAS740 tiveram maior número
de combinações com altos valores de CAP e baixos valores de CAV (Tabela 5).
Vinte associações positivas foram encontradas, sendo elas entre SC283 x
BRS308, 1F305 x BRS308 , 1F305 x 1G150, SHS500 x BR304, SHS500 x
DAS740, Ponta Negra x DKB599, Ponta Negra x BRS308, Ponta Negra x
1G150 e Ponta Negra x DAS740, BR310 x 9920044, BR310 x 9920045 e
BR310 x 1G150 e BRS308 x 1G150 e entre o híbrido 735005 com todos os
outros, exceto com BR304 e DAS740 (Anexo 6B). Esses resultados são
consequência da complexidade e da alta diversidade na população de C.
sublineolum observada em Sete Lagoas, como demonstrado pelos índices de
diversidade e de complexidade. Associação de virulência em populações de C.
sublineolum em Sete Lagoas já havia sido observada anteriormente (Casela &
Ferreira, 1995; Casela et al., 2000b; Silva, 2006).
Combinações com baixos valores de ambos os coeficientes ocorreram
com frequência nas populações avaliadas, indicando que a maior parte da
83
população está dissociada para virulência, como em combinações entre BRS308
com 1G150, 99200444 e 9920045 e DAS740 x BR310.
84
TABELA 5 Coeficientes de associação de patogenicidade (CAP) e virulência (CAV) a C. sublineolum em 105
combinações entre híbridos de sorgo, estimados em seis localidades.
C. N. do Parecis
Jardinópolis Goiânia Patos de Minas Pelotas Sete Lagoas
Combinações
CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV
BR009 x SC283
0
,
150 0
,
150 0
,
026 0
,
026 0
,
091 0
,
091 0
,
143 0
,
143 0
,
087 0
,
087 0
,
262 0
,
262
BR009 x Volumax
0
,
000 0
,
000 0
,
000 0
,
000 0
,
000 0
,
000 0
,
143 0
,
143 0
,
000 0
,
000 0
,
048 0
,
048
BR009 x 1F305
0
,
350 0
,
350 0
,
564 0
,
564 0
,
227 0
,
227 0
,
143 0
,
143 0
,
000 0
,
000 0
,
357 0
,
357
BR009 x SHS500
0
,
950 0
,
950 0
,
641 0
,
641 0
,
818 0
,
818 1
,
000 1
,
000 0
,
826 0
,
826 0
,
952 0
,
952
BR009 x 735005
0
,
350 0
,
350 0
,
436 0
,
436 0
,
364 0
,
364 0
,
286 0
,
286 0
,
435 0
,
435 0
,
619 0
,
619
BR009 x P. Ne
g
ra
0
,
000 0
,
000 0
,
231 0
,
231 0
,
636 0
,
636 0
,
429 0
,
429 0
,
043 0
,
043 0
,
405 0
,
405
BR009 x DKB599
0
,
850 0
,
850 0
,
718 0
,
718 0
,
591 0
,
591 0
,
714 0
,
714 0
,
957 0
,
957 0
,
714 0
,
714
BR009 x BR304
0
,
850 0
,
850 0
,
462 0
,
462 0
,
773 0
,
773 1
,
000 1
,
000 0
,
913 0
,
913 0
,
976 0
,
976
BR009 x BR310
0
,
600 0
,
600 0
,
282 0
,
282 0
,
364 0
,
364 1
,
000 1
,
000 0
,
870 0
,
870 0
,
786 0
,
786
BR009 x BRS308
0
,
350 0
,
350 0
,
513 0
,
513 0
,
182 0
,
182 0
,
143 0
,
143 0
,
043 0
,
043 0
,
357 0
,
357
BR009 x 9920044
0
,
600 0
,
600 0
,
564 0
,
564 0
,
455 0
,
455 0
,
571 0
,
571 0
,
696 0
,
696 0
,
881 0
,
881
BR009 x 9920045
0
,
350 0
,
350 0
,
462 0
,
462 0
,
455 0
,
455 0
,
429 0
,
429 0
,
522 0
,
522 0
,
786 0
,
786
BR009 x 1G150
0
,
150 0
,
150 0
,
436 0
,
436 0
,
318 0
,
318 0
,
143 0
,
143 0
,
217 0
,
217 0
,
452 0
,
452
BR009 x DAS740
0
,
050 0
,
050 0
,
000 0
,
000 0
,
000 0
,
000 0
,
143 0
,
143 0
,
000 0
,
000 0
,
167 0
,
167
SC283 x Volumax
0
,
850 0
,
000 0
,
974 0
,
000 0
,
909 0
,
000 1
,
000 0
,
143 0
,
913 0
,
000 0
,
738 0
,
024
SC283 x 1F305
0
,
500 0
,
000 0
,
410 0
,
000 0
,
682 0
,
000 0
,
571 0
,
000 0
,
913 0
,
000 0
,
714 0
,
167
SC283 x SHS500
0
,
200 0
,
150 0
,
333 0
,
000 0
,
182 0
,
045 0
,
286 0
,
143 0
,
174 0
,
043 0
,
310 0
,
262
SC283 x 735005
0
,
600 0
,
050 0
,
538 0
,
000 0
,
545 0
,
000 0
,
714 0
,
143 0
,
478 0
,
000 0
,
500 0
,
190
SC283 x P. Ne
g
ra
0
,
850 0
,
000 0
,
744 0
,
000 0
,
455 0
,
091 0
,
714 0
,
143 0
,
870 0
,
000 0
,
619 0
,
143
SC283 x DKB599
0
,
200 0
,
100 0
,
256 0
,
000 0
,
500 0
,
091 0
,
143 0
,
143 0
,
130 0
,
087 0
,
500 0
,
238
SC283 x BR304
0
,
300 0
,
150 0
,
513 0
,
000 0
,
318 0
,
091 0
,
143 0
,
143 0
,
174 0
,
087 0
,
286 0
,
262
SC283 x BR310
0
,
350 0
,
050 0
,
692 0
,
000 0
,
545 0
,
000 0
,
143 0
,
143 0
,
217 0
,
087 0
,
476 0
,
262
SC283 x BRS308
0
,
500 0
,
000 0
,
462 0
,
000 0
,
727 0
,
000 0
,
571 0
,
000 0
,
870 0
,
000 0
,
762 0
,
190
SC283 x 9920044
0
,
450 0
,
100 0
,
410 0
,
000 0
,
455 0
,
000 0
,
429 0
,
143 0
,
391 0
,
087 0
,
381 0
,
262
SC283 x 9920045
0
,
600 0
,
050 0
,
513 0
,
000 0
,
545 0
,
045 0
,
714 0
,
143 0
,
565 0
,
087 0
,
476 0
,
262
SC283 x 1G150
0
,
700 0
,
000 0
,
538 0
,
000 0
,
682 0
,
045 0
,
857 0
,
143 0
,
696 0
,
000 0
,
619 0
,
167
SC283 x DAS740
0
,
800 0
,
000 0
,
974 0
,
000 0
,
909 0
,
000 1
,
000 0
,
143 0
,
913 0
,
000 0
,
714 0
,
071
Volumax x 1F305
0
,
650 0
,
000 0
,
436 0
,
000 0
,
773 0
,
000 0
,
571 0
,
000 1
,
000 0
,
000 0
,
690 0
,
048
Volumax x SHS500
0
,
050 0
,
000 0
,
359 0
,
000 0
,
182 0
,
000 0
,
286 0
,
143 0
,
174 0
,
000 0
,
095 0
,
048
Volumax x 735005
0
,
650 0
,
000 0
,
564 0
,
000 0
,
636 0
,
000 0
,
714 0
,
143 0
,
565 0
,
000 0
,
429 0
,
048
Volumax x P. Ne
g
ra
1
,
000 0
,
000 0
,
769 0
,
000 0
,
364 0
,
000 0
,
714 0
,
143 0
,
957 0
,
000 0
,
643 0
,
048
“...continua...”
84
85
“TABELA 5, Cont.”
C. N.do Parecis Jardinópolis Goiânia Patos de Minas Pelotas Sete Lagoas
Combinações
CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV
Volumax x DKB599
0,150
0,000
0,282
0,000
0,409
0,000
0,143
0,143
0,043
0,000
0,333
0,048
Volumax x BR304
0,150
0,000
0,538
0,000
0,227
0,000
0,143
0,143
0,087
0,000
0,071
0,048
Volumax x BR310 0
,
400 0
,
000 0
,
718 0
,
000 0
,
636 0
,
000 0
,
143 0
,
143 0
,
130 0
,
000 0
,
262 0
,
048
Volumax x BRS308 0
,
650 0
,
000 0
,
487 0
,
000 0
,
818 0
,
000 0
,
571 0
,
000 0
,
957 0
,
000 0
,
643 0
,
024
Volumax x 9920044 0
,
400 0
,
000 0
,
436 0
,
000 0
,
545 0
,
000 0
,
429 0
,
143 0
,
304 0
,
000 0
,
167 0
,
048
Volumax x 9920045 0
,
650 0
,
000 0
,
538 0
,
000 0
,
545 0
,
000 0
,
714 0
,
143 0
,
478 0
,
000 0
,
262 0
,
048
Volumax x 1G150 0
,
850 0
,
000 0
,
564 0
,
000 0
,
682 0
,
000 0
,
857 0
,
143 0
,
783 0
,
000 0
,
548 0
,
024
Volumax x DAS740 0
,
950 0
,
000 1
,
000 0
,
000 1
,
000 0
,
000 1
,
000 0
,
143 1
,
000 0
,
000 0
,
833 0
,
024
1F305 x SHS500 0
,
400 0
,
350 0
,
564 0
,
385 0
,
409 0
,
227 0
,
429 0
,
286 0
,
174 0
,
000 0
,
357 0
,
333
1F305 x 735005 0
,
400 0
,
050 0
,
564 0
,
282 0
,
773 0
,
182 0
,
857 0
,
286 0
,
565 0
,
000 0
,
595 0
,
286
1F305 x P. Ne
g
ra 0
,
650 0
,
000 0
,
513 0
,
154 0
,
318 0
,
091 0
,
857 0
,
286 0
,
957 0
,
000 0
,
619 0
,
190
1F305 x DKB599 0
,
400 0
,
300 0
,
658 0
,
474 0
,
545 0
,
182 0
,
286 0
,
286 0
,
043 0
,
000 0
,
500 0
,
286
1F305 x BR304 0
,
300 0
,
250 0
,
692 0
,
359 0
,
455 0
,
227 0
,
286 0
,
286 0
,
087 0
,
000 0
,
333 0
,
333
1F305 x BR310 0
,
450 0
,
200 0
,
667 0
,
256 0
,
773 0
,
182 0
,
286 0
,
286 0
,
130 0
,
000 0
,
429 0
,
286
1F305 x BRS308 1
,
000 0
,
350 0
,
897 0
,
487 0
,
955 0
,
182 1
,
000 0
,
286 0
,
957 0
,
000 0
,
810 0
,
262
1F305 x 9920044 0
,
250 0
,
100 0
,
641 0
,
385 0
,
591 0
,
136 0
,
571 0
,
286 0
,
304 0
,
000 0
,
476 0
,
357
1F305 x 9920045 0
,
500 0
,
100 0
,
538 0
,
282 0
,
500 0
,
091 0
,
857 0
,
286 0
,
478 0
,
000 0
,
476 0
,
310
1F305 x 1G150 0
,
500 0
,
000 0
,
615 0
,
308 0
,
455 0
,
000 0
,
429 0
,
000 0
,
783 0
,
000 0
,
810 0
,
310
1F305 x DAS740 0
,
700 0
,
050 0
,
436 0
,
000 0
,
773 0
,
000 0
,
571 0
,
000 1
,
000 0
,
000 0
,
667 0
,
095
SHS500 x 735005 0
,
400 0
,
350 0
,
795 0
,
436 0
,
545 0
,
364 0
,
571 0
,
429 0
,
609 0
,
435 0
,
619 0
,
595
SHS500 x P. Ne
g
ra 1
,
000 0
,
950 0
,
590 0
,
231 0
,
727 0
,
591 0
,
571 0
,
429 0
,
217 0
,
043 0
,
405 0
,
381
SHS500 x DKB599 0
,
800 0
,
800 0
,
667 0
,
513 0
,
682 0
,
545 0
,
857 0
,
857 0
,
870 0
,
826 0
,
667 0
,
667
SHS500 x BR304 0
,
800 0
,
800 0
,
615 0
,
359 0
,
864 0
,
727 0
,
857 0
,
857 0
,
913 0
,
826 0
,
976 0
,
952
SHS500 x BR310 0
,
650 0
,
600 0
,
487 0
,
205 0
,
545 0
,
364 0
,
857 0
,
857 0
,
783 0
,
739 0
,
786 0
,
762
SHS500 x BRS308 0
,
400 0
,
350 0
,
615 0
,
385 0
,
364 0
,
182 0
,
429 0
,
286 0
,
217 0
,
043 0
,
357 0
,
333
SHS500 x 9920044 0
,
650 0
,
600 0
,
718 0
,
462 0
,
636 0
,
455 0
,
571 0
,
571 0
,
783 0
,
652 0
,
881 0
,
857
SHS500 x 9920045 0
,
400 0
,
350 0
,
769 0
,
436 0
,
636 0
,
455 0
,
571 0
,
429 0
,
609 0
,
478 0
,
738 0
,
738
SHS500 x 1G150 0
,
200 0
,
150 0
,
744 0
,
410 0
,
500 0
,
318 0
,
429 0
,
286 0
,
304 0
,
174 0
,
452 0
,
429
SHS500 x DAS740 0
,
100 0
,
050 0
,
359 0
,
000 0
,
182 0
,
000 0
,
286 0
,
143 0
,
174 0
,
000 0
,
048 0
,
000
735005 x P. Ne
g
ra 0
,
650 0
,
000 0
,
795 0
,
231 0
,
727 0
,
364 0
,
714 0
,
286 0
,
609 0
,
043 0
,
786 0
,
405
735005 x DKB599 0
,
500 0
,
350 0
,
667 0
,
513 0
,
773 0
,
364 0
,
429 0
,
429 0
,
478 0
,
435 0
,
905 0
,
619
735005 x BR304 0
,
500 0
,
350 0
,
615 0
,
359 1
,
000 0
,
364 0
,
429 0
,
429 0
,
522 0
,
435 0
,
643 0
,
619
735005 x BR310 0
,
750 0
,
350 0
,
487 0
,
205 0
,
818 0
,
182 0
,
429 0
,
429 0
,
565 0
,
435 0
,
833 0
,
619
735005 x BRS308 1
,
000 0
,
350 0
,
615 0
,
385 0
,
909 0
,
364 0
,
857 0
,
286 0
,
609 0
,
043 0
,
738 0
,
357
735005 x 9920044 0
,
750 0
,
350 0
,
718 0
,
462 0
,
909 0
,
364 0
,
714 0
,
429 0
,
739 0
,
435 0
,
738 0
,
619
...”continua...”
85
86
“TABELA 5, Cont.”
C. N. Parecis Jardinó
p
olis Goiânia Patos de Minas Pelotas Sete La
g
oas
Combinações
CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV CAP CAV
735005 x 9920045
1,000
0,350
0,769
0,436
0,909
0,364
1,000
0,429
0,9
13
0,435
0,833
0,619
735005 x 1G150 0
,
800 0
,
150 0
,
744 0
,
410 0
,
955 0
,
318 0
,
571 0
,
143 0
,
783 0
,
217 0
,
833 0
,
452
735005 x DAS740
0,700
0,050
0,359
0,000
0,636
0,000
0,857
0,286
0,565
0,000
0,548
0,167
P. Ne
g
ra x DKB599 0
,
150 0
,
000 0
,
513 0
,
231 0
,
955 0
,
591 0
,
429 0
,
429 0
,
087 0
,
043 0
,
690 0
,
405
P. Ne
g
ra x BR304 0
,
150 0
,
000 0
,
769 0
,
231 0
,
864 0
,
636 0
,
429 0
,
429 0
,
130 0
,
043 0
,
429 0
,
405
P. Ne
g
ra x BR310 0
,
400 0
,
000 0
,
949 0
,
231 0
,
727 0
,
364 0
,
429 0
,
429 0
,
174 0
,
043 0
,
524 0
,
357
P. Ne
g
ra x BRS308 0
,
650 0
,
000 0
,
718 0
,
231 0
,
545 0
,
182 0
,
571 0
,
143 1
,
000 0
,
043 0
,
952 0
,
357
P. Ne
g
ra x 9920044 0
,
400 0
,
000 0
,
667 0
,
231 0
,
818 0
,
455 0
,
714 0
,
429 0
,
348 0
,
043 0
,
524 0
,
405
P. Ne
g
ra x 9920045 0
,
650 0
,
000 0
,
769 0
,
231 0
,
818 0
,
455 0
,
714 0
,
286 0
,
522 0
,
043 0
,
619 0
,
405
P. Ne
g
ra x 1G150 0
,
850 0
,
000 0
,
795 0
,
231 0
,
682 0
,
318 0
,
571 0
,
143 0
,
826 0
,
043 0
,
952 0
,
405
P. Ne
g
ra x DAS740 0
,
950 0
,
000 0
,
769 0
,
000 0
,
364 0
,
000 0
,
714 0
,
143 0
,
957 0
,
000 0
,
762 0
,
167
DKB599 x BR304 0
,
800 0
,
750 0
,
641 0
,
410 0
,
727 0
,
545 1
,
000 1
,
000 0
,
957 0
,
913 0
,
690 0
,
690
DKB599 x BR310 0
,
650 0
,
550 0
,
462 0
,
231 0
,
682 0
,
318 1
,
000 1
,
000 0
,
913 0
,
870 0
,
690 0
,
595
DKB599 x BRS308 0
,
400 0
,
300 0
,
692 0
,
462 0
,
591 0
,
182 0
,
286 0
,
286 0
,
087 0
,
043 0
,
548 0
,
310
DKB599 x 9920044 0
,
650 0
,
550 0
,
538 0
,
410 0
,
520 0
,
280 0
,
714 0
,
714 0
,
739 0
,
696 0
,
643 0
,
619
DKB599 x 9920045 0
,
375 0
,
188 0
,
590 0
,
385 0
,
520 0
,
280 0
,
429 0
,
429 0
,
565 0
,
522 0
,
738 0
,
619
DKB599 x 1G150 0
,
300 0
,
150 0
,
173 0
,
108 0
,
640 0
,
280 0
,
286 0
,
286 0
,
261 0
,
217 0
,
595 0
,
381
DKB599 x DAS740 0
,
200 0
,
050 0
,
282 0
,
000 0
,
409 0
,
000 0
,
143 0
,
143 0
,
043 0
,
000 0
,
405 0
,
143
BR304 x BR310 0
,
750 0
,
600 0
,
821 0
,
282 0
,
591 0
,
364 1
,
000 1
,
000 0
,
957 0
,
870 0
,
452 0
,
429
BR304 x BRS308 0
,
500 0
,
350 0
,
949 0
,
462 0
,
381 0
,
143 0
,
286 0
,
286 0
,
130 0
,
043 0
,
381 0
,
357
BR304 x 9920044 0
,
750 0
,
600 0
,
897 0
,
462 0
,
682 0
,
455 0
,
714 0
,
714 0
,
783 0
,
696 0
,
905 0
,
881
BR304 x 9920045 0
,
500 0
,
350 1
,
000 0
,
462 0
,
682 0
,
455 0
,
429 0
,
429 0
,
609 0
,
522 0
,
810 0
,
786
BR304 x 1G150 0
,
300 0
,
150 0
,
974 0
,
436 0
,
545 0
,
318 0
,
286 0
,
286 0
,
304 0
,
217 0
,
476 0
,
452
BR304 x DAS740 0
,
200 0
,
050 0
,
538 0
,
000 0
,
227 0
,
000 0
,
143 0
,
143 0
,
087 0
,
000 0
,
190 0
,
167
BR310 x BRS308 0
,
750 0
,
350 0
,
769 0
,
282 0
,
818 0
,
182 0
,
286 0
,
286 0
,
174 0
,
043 0
,
571 0
,
357
BR310 x 9920044 1
,
000 0
,
600 0
,
718 0
,
282 0
,
769 0
,
308 0
,
714 0
,
714 0
,
826 0
,
696 0
,
905 0
,
786
BR310 x 9920045 0
,
750 0
,
350 0
,
821 0
,
282 0
,
769 0
,
308 0
,
429 0
,
429 0
,
652 0
,
522 1
,
000 0
,
786
BR310 x 1G150 0
,
550 0
,
150 0
,
846 0
,
282 0
,
955 0
,
318 0
,
286 0
,
286 0
,
348 0
,
217 0
,
667 0
,
452
BR310 x DAS740 0
,
450 0
,
050 0
,
718 0
,
000 0
,
636 0
,
000 0
,
143 0
,
143 0
,
130 0
,
000 0
,
381 0
,
167
BRS308 x 9920044 0
,
250 0
,
100 0
,
590 0
,
333 0
,
545 0
,
091 0
,
571 0
,
286 0
,
348 0
,
043 0
,
476 0
,
357
BRS308 x 9920045 0
,
500 0
,
100 0
,
538 0
,
256 0
,
455 0
,
045 0
,
857 0
,
286 0
,
522 0
,
043 0
,
571 0
,
357
BRS308 x 1G150 0
,
500 0
,
000 0
,
667 0
,
308 0
,
500 0
,
000 0
,
429 0
,
000 0
,
739 0
,
000 0
,
810 0
,
310
BRS308 x DAS740 0
,
700 0
,
050 0
,
487 0
,
000 0
,
818 0
,
000 0
,
571 0
,
000 0
,
957 0
,
000 0
,
667 0
,
095
9920044 x 9920045 0
,
550 0
,
250 0
,
795 0
,
410 0
,
727 0
,
318 0
,
714 0
,
429 0
,
769 0
,
423 0
,
714 0
,
690
9920044 x 1G150 0
,
550 0
,
150 0
,
769 0
,
385 0
,
682 0
,
227 0
,
571 0
,
286 0
,
348 0
,
130 0
,
524 0
,
429
9920044 x DAS740 0
,
450 0
,
050 0
,
436 0
,
000 0
,
545 0
,
000 0
,
429 0
,
143 0
,
304 0
,
000 0
,
238 0
,
143
9920045 x 1G150 0
,
600 0
,
050 0
,
718 0
,
308 0
,
773 0
,
273 0
,
571 0
,
143 0
,
409 0
,
091 0
,
571 0
,
405
9920045 x DAS740 0
,
600 0
,
000 0
,
538 0
,
000 0
,
545 0
,
000 0
,
714 0
,
143 0
,
478 0
,
000 0
,
333 0
,
143
1G150 x DAS740 0
,
800 0
,
000 0
,
564 0
,
000 0
,
682 0
,
000 0
,
857 0
,
143 0
,
783 0
,
000 0
,
619 0
,
119
86
87
O baixo valor de CAV indica que uma pequena parte da população de C.
sublineolum tem virulência associada aos híbridos. Cultivos consecutivos dos
híbridos com esse comportamento podem favorecer a seleção de raças
virulentas, aumentando-as na população do patógeno e, consequentemente,
elevando a incidência da antracnose. O manejo da resistência por meio da
rotação de cultivares pode atuar de forma a diminuir a frequência de raças
virulentas, se um par de híbridos com associação negativa for usado. Exemplo
disso foi observado em combinações de SC283, Volumax, 1G150 e DAS740.
Em muitos casos, os baixos valores de CAV observados foram determinados
pela resistência de um dos genótipos, como em combinações entre BR009, que
foi suscetível a todas as raças e entre BR304, que apresentou alta frequência de
virulência dos isolados testados, em todos os locais.
A presença de associações positivas de virulência em C. sublineolum
pode também ter resultado da presença de genes de resistência em comum entre
os genótipos avaliados (Casela & Ferreira, 1995). Como dito anteriormente, uma
estreita base genética nos programas de melhoramento pode determinar tal
situação. Associações podem ocorrer também porque os genes controlando a
patogenicidade estão ligados ou são alélicos ou, ainda, porque os genes que
determinam patogenicidade a uma determinada cultivar têm efeito pleiotrópico
ou epistáticos que alteram a resposta de uma outra cultivar (Casela & Ferreira,
1995).
Até recentemente, as associações positivas na ausência de recombinação
sexual em C. sublineolum, pelo menos em parte, eram explicadas considerando-
se que, em organismos de reprodução predominantemente assexuada, uma
determinada combinação de genes de virulência pode ser mantida na população,
mesmo sem estar efetivamente ligados (Wolfe & Knott, 1982; Casela &
Ferreira, 1995; Casela et al., 2000a). No entanto, a ocorrência de ciclo
parassexual foi observada por Souza-Paccola et al. (2003). Por meio de teste de
88
patogenicidade, observou-se que recombinação entre isolados que haviam
apresentado baixa virulência gerou descendentes mais virulentos. Os autores
sugerem que o ciclo parassexual também é um mecanismo responsável pela alta
variabilidade de C. sublineolum. Dessa forma, pelo menos dois fatores
conhecidos podem favorecer a ocorrência de raças com virulência na população
e desencadear associações positivas de virulência.
Estes resultados evidenciaram a existência de diferenças na estrutura
populacional do patógeno em cada localidade. Melhor caracterização da
população poderia ser alcançada se a amostragem fosse realizada em épocas
diferentes durante o ciclo da cultura, e se a variação no tamanho das amostras
fosse a menor possível. Esta medida deve ser tomada para que a diversidade não
sofra influência da variação no tamanho da população entre localidades.
Híbridos que apresentaram maior suscetibilidade em campo e para os
quais alta frequência de virulência foi observada, como BR304 e SHS500,
tiveram muitas combinações com altos valores de CAP e CAV. Outros híbridos,
como DKB599, que em campo apresentou resistência intermediária e alta
frequência de virulência, ou 735005, que foi altamente resistente em campo e
apresentou frequência de virulência intermediária, variaram quanto aos valores
de CAP e CAV. Por outro lado, híbridos como Volumax, DAS740 e 1G150 e a
linhagem SC283, altamente resistentes em campo e para os quais baixa
frequência de virulência foi observada, tiveram muitas combinações em que
altos valores de CAP e CAV igual a zero ocorreram. Esses resultados mostram
que a existência de associações de virulência depende da resistência dos
genótipos componentes de uma combinação e também da estrutura da população
de C. sublineolum em cada local. Dessa forma, estratégias de manejo da doença
que visam impor limites à adaptação do patógeno ao hospedeiro podem ser
viabilizadas com base nas melhores combinações encontradas em cada local,
como, por exemplo, da combinação entre os híbridos forrageiros Volumax e
89
1F305, em um sistema rotação de genes. Esta combinação poderia ser manejada
em todos os locais, dado que a dissociação de virulência ocorreu.
90
4 CONCLUSÕES
1. A maior diversidade e a maior complexidade ocorreram em Sete
Lagoas e raças com fatores de virulência acima de sete prevaleceram.
2. Raças com número de virulência intermediário prevaleceram nas
populações avaliadas.
3. Baixa frequência de virulência foi apresentada aos híbridos Volumax,
DAS740 e SC283 e alta frequência de virulência observada para SHS500,
BR304 e DKB599, em todos os locais.
4. Associações positivas de virulência foram identificadas, em sua
maioria, nas combinações entre híbridos que apresentaram suscetibilidade em
campo e alta frequência de virulência das raças.
5. Os híbridos Volumax e DAS740 apresentaram o maior número de
combinações com potencial para serem usadas no manejo da resistência a
doença.
6. A existência de diferenças na estrutura de populações de C.
sublineolum determina a ocorrência de associação ou dissociação de virulência
em combinações entre os genótipos de sorgo.
91
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALEXANDER, H.M.; ROELFS, A.P.; GROTH, J.P. Pathogenicity associations
in Puccinia graminis f. sp tritici in the United States. Phytopathology, Saint
Paul, v.74, n.10, p.1161-1168, Oct. 1984.
ANDRIVON, D.; VALLAVIEILLE-POPE, C.R. Race diversity and complexity
in selected populations of fungal biotrophic pathogens of cereals.
Phytopathology, Saint Paul, v.85, n.8, p.897-905, Aug. 1995.
BROWDER, L.E.; EVERSMEYER, M.G. Pathogenicity associations in
Puccinia recondita tritici. Phytopathology, Saint Paul, v.67, n.6, p.766-771,
June 1977.
CARDWEL, K.F.; HEPPERLY, P.R.; FREDERIKISEN, R.A. Pathotipes of
Colletotrichum graminicola and transmission of sorghum anthracnose. Plant
Disease, Quebec, v.73, n.3, p.255-257, Mar. 1989.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Associações de virulência em Colletotrichum
graminicola, agente causal da antracnose do sorgo. Fitopatologia Brasileira,
Brasília, v.20, n.1, p.33-38, fev. 1995.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S. Antracnose do sorgo (Colletotrichum
graminicola). Sete Lagoas: EMBRAPA-CNPMS, 1998. 19p. (Circular Técnica,
28).
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S.; SANTOS, F.G. Associação de virulência de
Colletotrichum graminicola à resistencia genética em sorgo. Fitopatologia
Brasileira, Brasília, v.23, n.2, p.143-146, jun. 1998.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S.; SANTOS, F.G. Differences in competitive
ability among races of Colletotrichum graminicola in mixtures. Fitopatologia
Brasileira, Brasília, v.26, n.2, p.217-219, abr. 2001.
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S.; SANTOS, F.G. Diversidade fenotípica de
Colletotrichum graminicola, agente causal da antracnose em sorgo.
Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.25, n.1, p.95-97, jan. 2000a.
92
CASELA, C.R.; SANTOS, F.G.; FERREIRA, A.S. Associações de
patogencidade e diversidade fenotípica de Colletotrichum graminicola, agente
causal da antracnose em sorgo. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.25, n.3,
p.517-521, jun. 2000b.
CASELA, R.C.; SANTOS, F.G.; FERREIRA, A.S. Race diversity and
complexity in populations of the sorghum anthracnose fungus Colletotrichum
graminicola. Revista Brasileira de Milho e Sorgo, Sete Lagoars, v.3, n.1, p.30-
37, fev. 2004.
COSTA, R.V.; CASELA, C.R.; ZAMBOLIM, L.; FERREIRA, A.S. A
antracnose do sorgo. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.28, n.4, p.345-354,
ago. 2003.
FERREIRA, A.S.; CASELA, C.R. Raças patogênicas de C. graminicola, agente
causal da antracnose em sorgo (Sorghum bicolor). Fitopatologia Brasileira,
Brasília, v.11, n.1, p.83-87, mar. 1986.
FREDERIKSEN, R.A.; ROSENOW, D.T. Disease resistance in sorghum. In:
ANUAL CORN ANDA SORGHUM RESEACH CONFERENCE, 26.;
HYBRID CORN INDUSTRY RESEARCH CONFERENCE, 11., 1971,
Chicago. Proceedings... Washington: American Seed Trade Association, 1971.
p.71-82.
GROTH, J.V.; ROELFS, P.A. The concept and measurement of phenotypic
diversity in Puccinia graminis on Wheat. Phytopathology, Saint Paul, v.77,
n.10, p.395-1399, Oct. 1987.
HABGOOD, R.M. Designation of physiologic races of plant pathogens. Nature,
London, v.227, n.5264, p.1268-1269, Sept. 1970.
HARRIS, H.B.; JONHSON, R. Sorghum anthracnose symptons, importance and
resistance. In: BIEN GRAIN SORGHUM RESEARCH AND UTILITY
CONFERENCE, 5., 1967, Lubbock. Proceedings... Lubobock: Grain Sorghum
Producers Association, 1967. p.48-52.
HARRIS, H.B.; SOWELL, G.J. Incidence of Colletotrichum graminicola on
Sorghum bicolor introductions. Plant Disease Reporter, Washington, v.54, n.1,
p.60-62, Jan. 1970.
93
KOLMER, J.A. Phenotypic diversity in two populations of Puccinia recondita f.
sp. tritici in Canada during 1931-1987. Phytopathology, Saint Paul, v.1, n.3,
p.311-315, Mar. 1991a.
KOLMER, J.A. Evolution of distinct populations of Puccinia recondita f. sp.
tritici in Canada. Phytopathology, Saint Paul, v.81, n.3, p.316-322, Mar. 1991b.
LEBEDA, A. Population genetics of lettuce downy mildew (Bremia lactucae).
Phytopathology, Saint Paul, v.71, n.2, p.228-239, Feb. 1981.
MATHUR, K.; THAKUR, R.P.; NEYA, A.; MARLEY, P.S.; CASELA, C.R.;
ROSEWICH, L.U. Sorghum anthracnose: problem and management strategies.
In: GLOBAL 2000: SORGHUM AND MILLET DISEASES, 3., 2000,
Guanajuato. Proceedings… Instomil: Sorghum and Millet International
Research, 2003. p.1-27.
NAKAMURA, K. Especialização fisiológica em Colletotrichum graminicola
(CES). (Wils) senso (Arx.). 1982. 147f. Tese (Livre Docência em
Fitopatologia)-Universidade Estadual Paulista, Jaboticabal.
OTT, L. An introduction to statistical methods and data analysis. Boston:
Plus Kent, 1988. 885p.
PANDE, S.; THAKUR, R.P.; KARUNAKAR, R.I.; BANDYOPADHYAY, R.;
REDDY, B.V.S. Development of screening methods and identification of stable
resistance to anthracnose in sorghum. Field Crops Research, Saint Paul, v.38,
n.3, p.157-166, Sept. 1994.
PASTOR-CORRALES, C.; FREDERIKSEN, R.A. Sorghum anthracnose. In:
INTERNATIONAL WORKSHOP OF SORGHUM DISEASES, 1., 1978,
Hyderabad. Proceedings... Andhra Pradesh: ICRISAT, 1978. p.289-294.
ROSEWICH, L.U.; PETTWAY, R.E.; MCDONALD, B.A.; DUNCAN, R.R.;
FREDERIKSEN, R.A. Genetic structure and temporal dynamics of a
Colletotrichum graminicola population in a sorghum disease nursery.
Phytopathology, Saint Paul, v.88, n.10, p.1087-1093, Oct. 1998.
SILVA, D.D. Resistência de híbridos de sorgo a Colletotrichum sublineolum:
previsibilidade por meio da reação de linhagens progenitoras. 2006. 124f.
Dissertação (Mestrado em Fitopatologia)-Universidade Federal de Lavras,
Lavras.
94
SILVA, D.D.; CASELA, C.R.; CASTRO, H.A.; SANTOS, F.G.; FERREIRA,
A.S. Diversidade populacional de Colletotrichum sublineolum, em seis
localidades no Brasil. Summa Phytopathologica, Jaguariúna, v.34, n.2, p.149-
155, abr./jun. 2008.
SOUZA-PACCOLA, E.A.; FÁVARO, L.C.L.; CASELA, C.R.; PACCOLA-
MEIRELLES, C. Genetic recombination in Colletotrichum sublineolum.
Phytopathology, Saint Paul, v.151, n.6, p.329-334, June 2003.
WOLFE, P.S.; KNOT, D.R. Populations of plant pathogens: some constraints on
analysis of variation in pathogenicity. Plant Pathology, Washington, v.31, n.1,
p.79-90, Mar. 1982.
VANDERPLANK, J.E. Disease resistance in plants. New York: Academic,
1984. 194p.
95
CAPÍTULO 4: DIVERSIDADE GENÉTICA DE Colletotrichum
sublineolum PROVENIENTE DE DIFERENTES LOCAIS DO BRASIL
96
RESUMO
Foi objetivo deste trabalho avaliar a diversidade genética em
Colletotrichum sublineolum de diferentes origens geográficas no Brasil. Cento e
quarenta e sete isolados de C. sublineolum amostrados em nove regiões
geográficas do Brasil foram avaliados por meio de marcadores
intermicrossatélites (ISSR). Entre dezoito primers analisados, os ISSR (AAC) e
(ACA) apresentaram o maior polimorfismo. Dezenove bandas foram reveladas e
discriminaram 54 genótipos diferentes. Uma tendência de agrupamento em
função da região geográfica foi observada em todos os locais, embora a
dissimilaridade genética entre isolados tenha sido baixa. A população de Pelotas,
RS, foi a mais homogênea, pois, de um total de 19 isolados, 16 pertenciam a um
único genótipo. Uma maior heterogeneidade foi apresentada em Sete Lagoas,
MG, Mineiros, GO e no Distrito Federal. Maior diversidade foi apresentada por
meio da análise de virulência em relação aos marcadores. Nenhuma associação
entre raças e marcadores ISSR foi observada. Muitos isolados amostrados no
mesmo híbrido apresentaram alta similaridade genética, indicando a ocorrência
de adaptação ao hospedeiro.
*Comitê orientador: Hilário Antônio de Castro – UFLA (orientador), Carlos
Roberto Casela – Embrapa/ Milho e Sorgo (coorientador).
97
ABSTRACT
The objective of this work was to evaluate the genetic diversity in
Colletotrichum sublineolum from different geographic origins in Brazil. Four
hundred and forty seven isolates of C. sublineolum sampled in nine geographic
areas in Brazil were evaluated through molecular marker inter simple sequence
repeat marker (ISSR) and the REP and ERIC primers. From eighteen evaluated
primers, the ISSR – (AAC) and (ACA) ones showed the highest polymorphism.
Nineteen bands were revealed and discriminated fifty four different genotypes.
Despite the low dissimilarity among isolates, one trend of clustering according
to the geographical origin was observed in all areas. The Pelotas - RS population
was the most homogeneous and approximately nineteen isolates, sixteen
belonged to the single genotype. The highest heterogeneity were observed in
Sete Lagoas - MG, Mineiros - GO and Distrito Federal. Higher diversity was
showed by virulence analysis than ISSR marker. No association between races
and molecular marker was observed. Many isolates sampled in the same hybrid
showed higher genetic similarity indicating the occurrence of adaptation to the
host.
*Guidance comitee: Hilário Antônio de Castro – UFLA (Advisor), Carlos
Roberto Casela – EMBRAPA/ CNPMS (Co - advisor).
98
1 INTRODUÇÃO
Marcadores moleculares têm sido amplamente utilizados, em
fitopatologia, visando à caracterização da diversidade genética e a detecção de
patógenos, além de mapeamento e identificação de genes ou sequências de
interesse presentes em plantas e patógenos (Santana et al., 2006). Na cultura do
sorgo, trabalhos com marcadores moleculares identificaram genes e ou
mecanismos de resistência a patógenos e visam maior eficiência no
melhoramento genético (Hipskind et al., 1996; Boora et al., 1998; Mehta et al.,
2005; Singh et al., 2006; Wang et al., 2006; Reddy et al., 2008; Perumal et al.,
2009). O conhecimento da estrutura genética na população do C. sublineolum,
agente etiológico da antracnose do sorgo, torna-se necessário, dada a grande
variabilidade apresentada pelo patógeno e pode ajudar a direcionar os programas
de melhoramento e fornecer informações que viabilizem estratégias de manejo
da doença em função da estrutura populacional de diferentes regiões de cultivo
do sorgo.
Até o momento, trabalhos com marcadores moleculares em populações
de C. sublineolum foram, em sua maioria, por meio de marcadores RAPD (DNA
polimórfico amplificado ao acaso) e RFLP (polimorfismo no comprimento de
fragmento de restrição) (Casela, 1992; Guthrie et al., 1992; Rosewich et al.,
1998; Mathur et al., 2001; Valério et al., 2005). Dentre as limitações no uso
desses marcadores, estão a baixa reprodutibilidade do RAPD e o fato de o
desenvolvimento de marcadores RFLP ser um processo caro e laborioso
(Caixeta et al., 2009).
Uma alternativa a esses marcadores é a utilização de marcadores
intermicrossatélite, ou ISSR (do inglês inter sequence simple repeat). Nessa
metodologia, repetições di ou trinucleotídeos, ancoradas com dois a quatro
99
nucleotídeos em uma das extremidades, são utilizadas como primers para PCR.
ISSRs são marcadores baseados nas repetições microssatélites, codominantes e
altamente reproduzíveis (Zietkiewicz et al., 1994; Caixeta et al., 2009).
Trabalhos em diferentes patógenos utilizando esses marcadores possibilitaram
analisar a variabilidade genética entre isolados e espécies, a origem geográfica e
a especificidade ao hospedeiro (Lu et al., 2004; Wang et al., 2005; Takatsuka,
2007; Bayraktar et al., 2008), o que demonstra que marcadores ISSR são
altamente informativos.
Um grande número de informações sobre populações de patógenos é
obtido por meio de marcadores moleculares e podem ajudar a esclarecer fatores
que influenciam a variabilidade entre isolados e entre regiões. Esse tipo de
conhecimento pode ser uma ferramenta útil para a definição de estratégias que
aumentem a durabilidade da resistência.
Foi objetivo deste trabalho caracterizar a diversidade genética de
populações de C. sublineolum por meio de marcadores moleculares, obtidas em
diferentes localidades no Brasil.
100
2 MATERIAL E MÉTODOS
Os experimentos foram conduzidos utilizando se a infraestrutura do
Laboratório de Manejo de Plantas Daninhas e do Laboratório de Biologia
Molecular da Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária - Embrapa Milho e
Sorgo, em Sete Lagoas, MG.
2.1 Obtenção de massa micelal de C. sublineolum
Para a obtenção de massa micelial de C. sublineolum, 153 isolados
monospóricos de C. sublineolum obtidos em Campo Novo Parecis, MT, Distrito
Federal, DF, Goiânia, GO, Jardinópolis, SP, Mineiros, GO, Patos de Minas, MG,
Pelotas, RS, Primavera do Leste, MT e Sete Lagoas, MG, foram transferidos
para placas de Petri contendo meio de ágar-farinha de aveia (FAA) e mantidos a
25ºC, por 7 dias. Fragmentos de micélio foram, então, transferidos para
erlenmeyers contendo 100 mL de meio líquido YES (10 g/L de sacarose, 6g/L
de extrato de levedura e 6g/L de caseína) adicionados de 1 mL dos antibióticos
streptomicina e tetraciclina (0,300 mg/mL). Os frascos foram mantidos em
agitador com velocidade de 105 rpm, a 28ºC, por 72 horas. A massa micelial foi
filtrada em duas camadas de gaze esterilizada e, em seguida, armazenada em
papel de filtro esterilizado identificado. As amostras foram liofilizadas por 18
horas, protegidas por papel alumínio e armazenadas em freezer, a -20ºC, até o
momento da extração do DNA.
2.2 Extração de DNA genômico
Utilizou-se a metodologia de extração de DNA descrita por Saghai-
Maroof et al. (1984), modificada. As amostras foram moídas em nitrogênio
101
líquido, até a obtenção de um pó fino e adicionaram-se 350 µL de tampão CTAB
[2% (m/v) CTAB; 0,2 M Tris- HCl (pH 7,5); 1,4 M NaCl; 0,02 M EDTA (pH
8,0); 2% (v/v) 2β- mercaptoetanol]. A mistura foi mantida em banho-maria, a
65°C, durante uma hora. Após resfriamento por 5 minutos em condição
ambiente, promoveu-se a lavagem com igual volume de solução de clorofórmio-
octanol (24:1 v/v), com homogeneização constante por 20 minutos. O material
foi centrifugado a 14.000 rpm, por 10 minutos e o sobrenadante transferido para
novo microtubo, ao qual adicionaram-se 300 µL de isopropanol, sendo mantido
a -20°C por, no mínino, uma hora. Os microtubos foram centrifugados a 14.000
rpm por 10 minutos, o sobrenadante descartado e o precipitado lavado com 140
µL de etanol 70% (v/v) gelado. Os tubos foram novamente centrifugados por 10
minutos, a 14.000 rpm. O sobrenadante foi descartado e o precipitado foi seco
em estufa, a 65°C, por cinco minutos. Os DNAs precipitados foram
ressuspendidos em 50 µL de tampão TE contendo de RNase A (10 mM Tris-
HCl; 1 mM EDTA, pH 8,0; 0,1 µg/µL RNase A). A concentração das amostras
foi quantificada em espectrofotômetro Nanodrop e ajustada para 10 ng/µL,
diluindo-se o DNA estoque em água ultrapura. O DNA foi, então, armazenado a
-20°C, até o momento da amplificação.
2.3 Amplificação do DNA
As condições de amplificação e os primers com maior polimorfismo
foram previamente determinados analisando-se o polimorfismo gerado nos
isolados 01, 03, 05, 50, 51, 53, 61, 137 e 244, por dezesseis primers ISSR
(Tabela 1). As reações de amplificação por PCR foram preparadas em um
volume final de 20µL, consistindo de 3µL de DNA (10ng/µL), 20 mM Tris-HCl
(pH 8,4), 50 mM KCl, 2 mM MgCl
2
, 1 U Taq DNA polimerase (Invitrogen,
Carslbad, CA), 0,125 mM dNTPs e 0,5 uM de cada primer.
102
O DNA foi inicialmente desnaturado a 94°C, por 2 minutos, seguido de
35 ciclos de amplificação, sendo cada um apresentado por: 94°C, por 1 minuto;
45°C, por um minuto e 72°C, por dois minutos. A reação foi finalizada por um
ciclo de 72°C, por 10 minutos, mantendo-se as reações a 10°C até a retirada da
amostra. Todas as amplificações foram realizadas em termociclador Applied
Biossystems - PCR System 9700. Às reações, foram adicionados 4 µL de
corante, sendo submetidas a eletroforese em gel de agarose a 1,5% (m/v), a 100
V, durante uma hora e trinta minutos, em tampão 40 mM Tris-acetato (1 mM
EDTA, pH 8,0). Em seguida, o gel foi incubado em solução de brometo de etídio
(1µg/mL) por 20 minutos e o excesso foi eliminado em água, por 5 minutos,
visualizado sob luz ultravioleta e fotografado no equipamento Kodak - Gel logic
200.
TABELA 1 Descrição dos primers utilizados.
Primer Sequência (5’ para 3’)
Temperatura
de
anelamento
(ºC)
CCA
(
AGT
)
(
AGT
)
C CAC CAC CAC CAC CA 49
,
20
ACA (CGT (AGT) (CGT) ACA ACA ACA ACA ACA 48,40
CGA (AGT) (ACT) (CGT) CGA CGA CGA CGA CGA 59,00
GACA GAC AGA CAG ACA GAC A 49,20
AAC (CGT) (CGT) (AGT) AAC AAC AAC AAC AAC 48,40
GT (CT) (ACT) (CT) GTG TGT GTG TG 42,70
ACTG ACT GAC TGA CTG ACT G 49,20
CAC CAC CAC CAC CAC CAC 50,00
(GTG)6 GTG GTG GTG GTG GTG GTG 64,45
(GCGT)4 GTGT GTGT GTGT GTGT 64,40
(CTC) 4GC CTC CTC CTC CTC GC 56,47
(AG)8TC AG AG AG AG AG AG AG AG TC 57,62
(GA)6GG GA GA GA GA GA GA GG 52,61
(GA)8AT GA GA GA GA GA GA GA GA AT 54,78
(
AAG
)
6 AAG AAG AAG AAG AAG AAG 50
,
79
(
TG
)
8GT TG TG TG TG TG TG TG TG GT 57
,
62
103
2.4 Avaliação
Os fragmentos de DNA gerados pelas análises de ISSR foram avaliados
mediante inspeção visual dos géis. Bandas de mesmo peso molecular, em
indivíduos diferentes, foram consideradas idênticas e designadas em função da
ausência (0) e presença (1) no gel.
2.5 Análise e interpretação dos resultados
Os dados foram analisados empregando-se o programa Genes. A matriz
de similaridade foi calculada com base no coeficiente de Jaccard, dado pela
fórmula Si
J
= a/(a+b+c), em que a é o número de bandas polimórficas
compartilhadas por i e j, b é o número de bandas presentes em i e ausentes em j e
c é número de bandas presentes em j e ausentes em i.
A matriz gerada pelo coeficiente de Jaccard foi utilizada para produzir
um dendrograma (UPGA), por meio do programa Statistica. Os subgrupos do
dendrograma foram identificados com números romanos que variaram de um a
seis, agrupados entre quatro grupos principais, à dissimilaridade de 13,7%.
À medida que a dissimilaridade de Jaccard se aproximou de zero (0%),
os indivíduos foram considerados similares. Uma tabela com os dados constando
o agrupamento genético dos indivíduos, a origem geográfica, o hospedeiro em
que as amostras foram obtidas e a raça correspondente dos isolados foi
confeccionada, para facilitar a compreensão dos agrupamentos.
104
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Entre os dezesseis primers ISSR, os trinucleotídeos, AAC e ACA foram
identificados como capazes de gerar maior informação sobre a diversidade em
C. sublineolum. Dezenove bandas foram geradas por esses dois primers com
tamanho entre 500 e 5.090 pares de bases. Os primers AAC e ACA também
foram selecionados como mais polimórficos na avaliação de isolados endofíticos
de Colletotrichum sp. de diferentes espécies florestais (Lu et al., 2004).
Entre os 153 isolados, 6 apresentaram problemas na amplificação e
foram eliminados, de tal forma que 147 foram avaliados, sendo 8 de Campo
Novo do Parecis, 18 do Distrito Federal, 35 de Goiânia, 19 de Jardinópolis, 17
de Mineiros, 2 de Patos de Minas, 19 de Pelotas, 2 de Primavera do Leste e 27
de Sete Lagoas (Tabela 2). Um grupo principal, à disssimilaridade de 25%,
gerou outros três grupos, numerados de II a VI, correspondentes a 54 genótipos
de C. sublineolum, à distância de 6% (Figura 1). Baixa dissimilaridade genética
entre os isolados foi observada, mas muitos subgrupos se formaram, havendo
tendência de agrupamento por região. Apesar dessa tendência, isolados de
regiões diferentes também pertenceram ao mesmo genótipo. Diferenciação
geográfica em populações de C. sublineolum foi observada, na Índia, por
Guthrie et al. (1992) e Valério et al. (2005), no Brasil. De acordo com os últimos
autores, podem existir barreiras físicas ou biológicas que evitam o fluxo gênico
entre as populações. Resultado diferente foi obtido por Casela (1992) que não
observou diferenciação geográfica por meio de virulência e marcadores RAPD
em populações amostradas em 1989 e 1990, em diferentes locais do Brasil e dos
Estados Unidos.
Em Pelotas, predominou o genótipo IV45, que correspondeu a 84,21%
dos genótipos identificados neste local. Esta homogeneidade da população de
105
Pelotas pode ser devido ao isolamento geográfico dessse local em relação aos
outros. A cidade de Pelotas se encontra no extremo sul do Brasil e seu clima
tendem mais para o frio, enquanto os outros locais pertencem às regiões centro-
oeste (Campo Novo do Parecis, Distrito Federal, Goiânia, Mineiros e Primavera
do Leste) e sudeste (Jardinópolis, Patos de Minas e Sete Lagoas), em que o
clima é mais quente e o acesso mais fácil, favorecendo a ocorrência de fluxo
gênico entre estas regiões. Apesar do isolamento geográfico de Pelotas, três
isolados de Campo Novo do Parecis e Goiânia e quatro de Jardinópolis também
são do grupo IV45, indicando que fluxo gênico ocorre entre as populações,
mesmo que isso aconteça em baixa intensidade.
Outro fator que pode ter contribuído para uma menor diversidade
genética em Pelotas é a adaptação ao hospedeiro, dado que todos os isolados
deste local foram obtidos do híbrido DBK599. Os isolados 159, 167, 169 e 175,
identificados no segundo capítulo deste trabalho como raça 177.27, foram
similares. No entanto, associação entre raças e marcador molecular foi
descartada, uma vez que muitos isolados, classificados como raças diferentes,
foram iguais geneticamente (Tabela 2). Este resultado foi semelhante ao
observado por Rosewich et al. (1998), em que apenas nove genótipos de C.
sublineolum foram identificados entre 411 isolados amostrados. De acordo com
tais autores, a baixa diversidade genotípica resultou da predominância de um
genótipo com frequência de 80%, em três anos de avaliação.
Maior heterogeneidade foi observada na população de Sete Lagoas, que
apresentou isolados distribuídos em vários agrupamentos, embora
predominassem genótipos do subgrupo IV. Do total de 27 isolados, os genótipos
24 e 39 corresponderam a 18,5% e 14,8 %, respectivamente (Tabela 2, Figura 1).
Essa heterogeneidade condiz com a maior diversidade fenotípica observada
anteriormente neste trabalho por índices de Shannon e Gleason. Diferente de
Pelotas, um número maior de híbridos foi utilizado na amostragem dos isolados,
106
mas, uma tendência de agrupamento em função do hospedeiro também foi
observada. Por exemplo, todos os isolados amostrados em BR304 são do
subgrupo IV e os isolados 61, 62, 64 e 66, amostrados no híbrido BRS610, ao
subgrupo III.
Em Goiânia, com exceção dos isolados 134 e 137, classificados no
subgrupo III13, e o isolado 142, no subgrupo II10, prevaleceram genótipos do
subgrupo IV. Do total de 35 isolados avaliados, e dentro do subgrupo IV, três
genótipos (35, 37 e 41) corresponderam a 60% dos genótipos identificados neste
local (Tabela 2, Figura 1). Embora as amostragens tenham sido realizadas em
diferentes híbridos de sorgo, houve similaridade entre os isolados.
O isolado 41 (grupo I), amostrado em Jardinópolis, não se agrupou com
qualquer outro isolado, à distância de 25%. Apesar de uma heterogeneidade nos
agrupamentos ter sido observada, seis isolados foram classificados no subgrupo
VI, formado apenas por isolados deste local (Tabela 2, Figura 1).
Resultado semelhante ao de Sete Lagoas, quanto à heterogeneidade, foi
observado em Mineiros e no Distrito Federal. Em ambos os locais, muitos
isolados também foram classificados como um único genótipo. Em Campo
Novo do Parecis, prevaleceram os isolados do subgrupo IV, sendo o genótipo 45
o mais frequente, amostrado no híbrido AG1018 (Tabela 2).
A dispersão de C. sublineolum se dá, principalmente, por respingos de
água de chuva ou irrigação (Nicholson & Moraes, 1980), limitando a
disseminação a longas distâncias e pode ter favorecido a regionalização nas
populações avaliadas. No caso de isolados geograficamente distantes mas
geneticamente iguais, pode ter ocorrido dispersão por sementes, já que esta é
uma forma de disseminação a longas distâncias (Cardwel et al., 1989). A
dispersão de conídios pelo vento, por meio da matriz de esporos, que serve de
proteção contra o ressecamento, também pode ocorrer na forma de massa seca
(Nicholson & Moraes, 1980).
107
TABELA 2 Agrupamento genético, região geográfica, cultivar, parte da planta e
raça correspondente de isolados de C. sublineolum.
1
Agrupamento
Isolado Origem geográfica Híbrido/Parte da Planta Raça
VI 54 01 Jardinó
p
olis
,
SP Desconhecida Limbo
2
N.D
II 10 02 Jardinópolis, SP Desconhecida Nervura ND
VI 52 03 Jardinó
p
olis, SP Desconhecida Limbo 129.01
V 51 04 Jardinópolis, SP Desconhecida Nervura 129.40
VI 53 05 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 129.17
IV 45 06 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 01.00
VI 54 07 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 153.63
VI 54 09 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 03.00
V 50 10 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 01.24
IV 26 11 Jardinópolis, SP Desconhecida Nervura ND
VI 52 23 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 137.37
V 51 25 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 209.48
IV 45 26 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 01.35
IV 45 40 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 153.63
I 1 41 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 177.24
IV 45 42 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 185.61
V 50 43 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo ND
IV 24 45 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 185.63
III 18 46 Jardinópolis, SP Desconhecida Limbo 249.45
V 49 50 Sete La
g
oas, MG 1F305 Limbo ND
II 4 51 Sete La
g
oas, MG 1F306 Nervura ND
II 9 54 Sete La
g
oas, MG 1F305 Nervura ND
III 15 55 Sete La
g
oas, MG 1F305 Limbo 57.21
III 15 57 Sete La
g
oas, MG 1F305 Limbo ND
II 4 58 Sete La
g
oas, MG 1F305 Nervura ND
III 15 59 Sete La
g
oas, MG 1F305 Limbo 137.60
IV 20 60 Sete La
g
oas, MG 1F305 Limbo 185.41
III 17 61 Sete La
g
oas, MG BRS610 Limbo 161.19
III 18 62 Sete La
g
oas, MG BRS610 Limbo 177.63
III 18 64 Sete La
g
oas, MG BRS610 Limbo 179.27
III 14 66 Sete La
g
oas, MG BRS610 Limbo 177.19
IV 25 67 Sete La
g
oas, MG BRS610 Limbo 219.63
V 47 68 Sete La
g
oas, MG BRS610 Limbo 241.19
IV 25 69 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 17.97
IV 35 71 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 255.31
IV 39 72 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 251.63
IV 35 73 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 121.43
IV 24 74 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 57.63
“...continua...”
108
“TABELA 2, Cont.”
1
A
g
ru
p
amento Isolado Ori
g
em
g
eo
g
ráfica Híbrido/Parte da Planta Ra
ç
a
IV 24 75 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 219.63
IV 39 76 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 243.12
IV 24 77 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 179.27
IV 24 78 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 187.63
IV 39 79 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 209.25
IV 24 80 Sete La
g
oas, MG BR304 Limbo 251.12
IV 39 91 Sete La
g
oas, MG BR009 Limbo 17.09
IV 41 92 Sete La
g
oas, MG BR009 Limbo 113.09
IV 39 101 Patos de Minas, MG BR310 Colmo ND
V 46 108 Patos de Minas, MG BR310 Limbo 249.27
IV 35 111 Goiânia, GO BRS610 Limbo ND
IV 39 112 Goiânia, GO SHS500 Limbo ND
IV 39 113 Goiânia, GO 1F305 Limbo ND
IV 41 114 Goiânia, GO BR700 Limbo ND
IV 37 115 Goiânia, GO BR501 Limbo ND
IV 35 117 Goiânia, GO Ponta Ne
g
ra Nervura 113.19
IV 37 118 Goiânia, GO BR601 Limbo ND
IV 37 119 Goiânia, GO SHS500 Limbo ND
IV 37 120 Goiânia, GO 735005 Nervura 65.00
IV 43 121 Goiânia, GO 735040 Nervura ND
IV 40 122 Goiânia, GO BR009 Limbo ND
IV 41 123 Goiânia, GO 735042 Nervura 81.25
IV 37 124 Goiânia, GO BR501 Limbo 17.08
IV 37 130 Goiânia, GO BR009 Limbo ND
IV 35 131 Goiânia, GO BR506 Limbo 241.41
IV 30 132 Goiânia, GO 735040 Nervura 249.31
IV 29 133 Goiânia, GO BR601 Limbo ND
III 13 134 Goiânia, GO BR700 Limbo ND
IV 41 135 Goiânia, GO BR009 Limbo ND
IV 41 136 Goiânia, GO SHS500 Limbo 211.49
III 13 137 Goiânia, GO Ponta Ne
g
ra Limbo 195.01
IV 41 138 Goiânia, GO BR009 Limbo ND
IV 41 139 Goiânia, GO BR501 Limbo 81.01
IV 45 140 Goiânia, GO 736123 Limbo ND
IV 35 141 Goiânia, GO BR009 Limbo ND
II 10 142 Goiânia, GO BR700 Limbo 65.00
IV 37 144 Goiânia, GO BR601 Limbo 153.07
IV 41 145 Goiânia, GO BR009 Limbo ND
IV 41 146 Goiânia, GO BR009 Limbo 241.57
IV 35 147 Goiânia, GO Ponta Ne
g
ra Limbo 241.51
IV 35 148 Goiânia, GO BR610 Limbo 209.59
IV 24 149 Goiânia, GO BR009 Limbo ND
“...continua...”
109
“TABELA 2, Cont.”
Agrupamento
Isolado Origem geográfica Híbrido/Parte da Planta Raça
IV 45 150 Goiânia
,
GO BR506 Limbo 145.59
IV 45 151 Goiânia, GO BR501 Limbo 145.01
IV 27 152 Goiânia, GO BR009 Limbo 209.56
IV 42 154 Pelotas, RS DKB599 Limbo ND
IV 45 155 Pelotas, RS DKB599 Limbo ND
IV 45 156 Pelotas, RS DKB599 Limbo 145.01
IV 36 157 Pelotas, RS DKB599 Limbo 145.27
IV 42 158 Pelotas, RS DKB599 Limbo 145.31
IV 45 159 Pelotas, RS DKB599 Limbo 177.27
IV 45 162 Pelotas, RS DKB599 Limbo 145.11
IV 45 163 Pelotas, RS DKB599 Limbo 177.59
IV 45 164 Pelotas, RS DKB599 Limbo 145.59
IV 45 165 Pelotas, RS DKB599 Limbo 177.19
IV 45 167 Pelotas, RS DKB599 Limbo 177.27
IV 45 168 Pelotas, RS DKB599 Limbo 177.11
IV 45 169 Pelotas, RS DKB599 Limbo 177.27
IV 45 170 Pelotas, RS DKB599 Limbo 145.43
IV 45 171 Pelotas, RS DKB599 Limbo ND
IV 45 172 Pelotas, RS DKB599 Limbo ND
IV 45 173 Pelotas, RS DKB599 Limbo 145.03
IV 45 175 Pelotas, RS DKB599 Limbo 177.27
IV 22 177 Pelotas, RS DKB599 Limbo 161.34
IV 23 201 Campo N. do Parecis, 822 Limbo ND
IV 34 202 Campo N. do Parecis, 822 Limbo ND
IV 19 204 Campo N. do Parecis, 822 Limbo 179.11
II 2 213 Primavera do Leste, 822 Li
m
b
o 177.24
IV 38 216 Campo N. do Parecis, AG1018 Limbo ND
IV 38 217 Campo N. do Parecis, AG1018 Limbo 153.07
IV 45 219 Campo N. do Parecis, AG1018 Limbo ND
IV 45 220 Campo N. do Parecis, AG1018 Limbo ND
IV 45 221 Campo N. do Parecis, AG1018 Limbo ND
IV 21 222 Primavera do Leste, 822 Limbo ND
IV 33 239 Distrito Federal DAS740 Limbo ND
II 8 240 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 33 241 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 44 245 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 32 246 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 28 247 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 28 248 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
II 3 249 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 30 250 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
“...continua...”
110
“TABELA 2, Cont.”
Agrupamento
Isolado Origem geográfica Híbrido/Parte da Planta Raça
IV 44 251 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 44 252 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 32 254 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
II 3 256 Distrito Federal DKB599 Nervura ND
IV 35 257 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
III 16 258 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 45 259 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 28 261 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
IV 44 263 Distrito Federal DKB599 Limbo ND
II 6 281 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
III 12 282 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
III 11 283 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
II 7 286 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
III 11 287 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
IV 43 288 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
II 9 289 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
II 9 290 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
II 9 291 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
II 5 292 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
V 48 294 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
V 51 295 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
V 51 296 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
V 51 297 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
V 51 298 Mineiros, GO BR310 Limbo 155.05
V 51 299 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
IV 31 300 Mineiros, GO BR310 Limbo ND
1
O número romano representa o grupo ou subgrupo e o número cardinal
representa o genótipo do isolado, no dendrograma de dissimilaridade genética.
2
ND= não determinada.
111
0
0.01
0.02
0.03
0.04
0.05
0.06
0.07
0.08
0.09
0.1
0.11
0.12
0.13
0.14
0.15
0.16
0.17
0.18
0.19
0.2
0.21
0.22
0.23
0.24
0.25
1
2
3
4
5
7
9
10
11
12
13
14
15
16
18
19
21
22
23
24
25
26
28
29
31
32
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
54
FIGURA 1 Dendograma de dissimilaridade entre isolados de Colletotrichum sublineolum, baseado em polimorfismo
molecular gerado por marcadores ISSR e na matriz de similaridade de Jaccard.
II III IV V
VI
I
111
112
A ausência de reprodução sexuada em C. sublineolum implica na rápida
dispersão de clones dentro de uma mesma população e ajuda a explicar o grande
número de isolados geneticamente iguais. A ocorrência de parassexualidade em
C. sublineolum foi evidenciada por Souza-Paccola et al. (2003) e genes ligados à
característica mating type foram identificados por Zannett et al. (2009) e talvez
expliquem a existência de isolados geneticamente diferentes, como o isolado 41,
de Jardinópolis. De acordo com Brown (1995), a adaptação do patógeno à
resistência do hospedeiro pode resultar da rápida multiplicação de um único
indivíduo com os fatores de virulência correspondentes ou de uma série de
indivíduos geneticamente distintos, tendo em comum os referidos genes de
virulência. Casela (1992) verificou alta variabilidade apresentada por C.
sublineolum em avaliação de isolados monospóricos por marcadores
moleculares RAPD e sugere que a segunda hipótese de Brown talvez explique a
adaptabilidade do patógeno, nas condições brasileiras.
Não houve correlação entre a parte da planta na qual os isolados foram
amostrados e as raças, porém, isolados amostrados na nervura central das folhas
pertencem a um mesmo subgrupo genético. Os isolados 117, 120, 121, 123 e
132, amostrados em Goiânia, nos híbridos Ponta Negra, 735005, 735040,
735042 e 735040, respectivamente, pertencem ao subgrupo IV. Situação
semelhante foi observada em Sete Lagoas, nos isolados 51, 54 e 58, que
pertencem ao grupo II, sendo o primeiro amostrado no híbrido IF306 e os outros
dois em 1F305.
Os dois isolados de Patos de Minas, um amostrado no colmo e outro no
limbo do híbrido BR310, pertencem aos subgrupos IV e V, respectivamente. Em
Jardinópolis, isolados da nervura pertencem ao grupo II e aos subgrupos IV e V,
porém, não se conhecem os híbridos nos quais as amostragens foram realizadas
(Tabela 2, Figura 1). Esses resultados indicam a ocorrência de similaridade entre
isolados obtidos na nervura central em cada local. A avaliação de um número
113
maior de isolados obtidos de diferentes partes da planta é necessária para que
essa possibilidade seja confirmada.
Não houve associação entre a diversidade analisada por meio de
virulência em plantas com os marcadores moleculares. No total, 121 raças, entre
158 isolados, foram identificadas por meio de análise de virulência no capítulo
anterior, enquanto 54 genótipos, entre 147 isolados analisados, foram detectados
por meio de marcadores ISSR. Ausência de relação entre virulência em plantas e
marcadores também foi observada por Mathur et al. (2001) e Valério et al.
(2005), em avaliação da diversidade em C. sublineolum por meio de marcadores
RAPD. De acordo com os últimos autores, o polimorfismo do DNA de C.
sublineolum parece ser independente da virulência. Uma explicação para este
fato é que a região amplificada do patógeno pode não estar relacionada com
alelos de avirulência, dado que os primers amplificam regiões ao acaso no
genoma (Alzate-Marin et al., 1997). Devido à baixa associação entre virulência e
marcadores moleculares, gerada, muitas vezes, pela existência de isolados
diferentes que são identificados como uma mesma raça, e que podem apresentar
seu genoma bastante distinto, a caracterização de genes de
virulência/avirulência, usando linhagens ou cultivares diferenciadoras, pode ser
útil (Wit, 1992; Mathur et al., 2001). Isso significa que a classificação de raças
ainda é dependente da série diferencial utilizada e o número de diferenciadoras é
que determina o nome e o número de raças identificadas.
Associação entre marcadores moleculares e virulência tem sido relatada
em poucos patógenos, como C. lindemuthianum (Mesquita et al., 1998),
Laptosphaeria maculans (Godwin & Annis, 1991; Koch et al., 1991),
Magnaporthe grisea (Levy et al., 1991) e Fusarium solani f.sp. cucurbitae
(Crowhurst et al., 1991). A busca por marcadores moleculares que relacionem
genes de avirulência do patógeno a genes de resistência no hospedeiro é
114
necessária, à medida que a alta variabilidade do patógeno ainda não foi
esclarecida por meio de marcadores moleculares.
A variabilidade genética é uma condição presente em patossistemas
silvestres preservados e é aumentada em agroecossistemas. A alteração dos
cultivos por meio do melhoramento, a ampliação de fronteiras agrícolas e o uso
desmedido de defensivos sistêmicos são fatores que aumentam a força da
seleção exercida sobre as populações de patógenos. Todos esses fatores
favorecem novos genes de virulência e o polimorfismo na estrutura dessas
populações (Araya, 2003). Além desses fatores, devem-se considerar também os
plantios sucessivos com a mesma cultivar e o estreitamento da base genética
como geradores de variabilidade. Exemplos mostram a importância do manejo
influenciando a diversidade do patógeno.
A influência da rotação de culturas na diversidade de Macrophomina
phaseolina, patógeno de várias culturas, entre as quais soja, milho e sorgo,
permitiu identificar sistemas de rotação com grande efeito na diversidade
genética do patógeno. As populações obtidas em cultivos nos quais a soja foi
rotacionada com trigo apresentaram menor variabilidade genética (Almeida et
al., 2008). Casela et al. (2004) avaliaram três genótipos de sorgo com diferentes
níveis de resistência a C. sublineolum por meio da rotação de genes, tendo
observado a predominância de raças simples em cada plantio, indicando que essa
estratégia pode aumentar a estabilidade da resistência a esse patógeno. Estes
trabalhos mostram que a utilização de estratégias de manejo da resistência que
imponham limites à adaptação do patógeno e preservem os genes de resistência
deve ser avaliada e implementada.
115
4 CONCLUSÕES
Marcadores ISSR são ferramentas úteis na caracterização da diversidade
em C. sublineolum.
Especialização geográfica e adaptação ao hospedeiro de origem foi
observada.
Não houve associação entre a diversidade analisada por virulência e os
marcadores utilizados.
116
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALMEIDA, A.M.R.; SOSA-GOMEZ, D.R.; BINNECK, E.; MARIN, S.R.R.;
ZUCCHI, M.I.; ABDELNOOR, R.V.; SOUTO, E.R. Effect of crop rotation on
specialization and genetic diversity of Macrophomina phaseolina. Tropical
Plant Pathology, Cambridge, v.33, n.4, p.257-264, Apr. 2008.
ALZATE-MARIN, A.L.; MAIA, G.; FALEIRO, F.G.; CARVALHO, G.A.;
MOREIRA, M.; BARROS, E.G. Análise da diversidade genética de raças de
Colletotrichum lindemuthianum que ocorrem em algumas regiões do Brasil por
marcadores RAPD. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.22, n.2, p.85-88, mar.
1997.
ARAYA, C.M. Coevolución de interacciones hospedante-patógeno en frijol
común. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.28, n.3, p.221-228, jun. 2003.
BAYAKATAR, H.; DOLAR, F.S.; MADEN, S. Use of RAPD and ISSR
markers in detection of genetic variation and population structure among
Fusarium oxysporum f. sp. ciceris isolates on Chickpea in Turkey. Journal
Phytopathology, Saint Paul, v.156, n.3, p.146-154, Mar. 2008.
BOORA, K.S.; FREDERIKSEN, R.; MAGILL, C. DNA-based markers for a
recessive gene conferring anthracnose resistance in sorghum. Crop Science,
Madison, v.38, n.6, p.1708-1709, Nov. 1998.
BROWN, J.K.M. Recombination and selection in population pathogens. Plant
Pathology, Honolulu, v.44, n.2, p.279-293, Apr. 1995.
CAIXETA, E.T.; OLIVEIRA, A.C.B.; BRITO, G.G.; SAKIYAMA, N.S. Tipos
de marcadores moleculares. In: BORÉM, A.; CAIXETA, E.T. (Ed.).
Marcadores moleculares. 2.ed. Viçosa, MG: UFV, 2009. p.11-94, 532p.
CARDWEL, K.F.; HEPPERLY, P.R.; FREDERIKISEN, R.A. Pathotipes of
Colletotrichum graminicola and transmission of sorghum anthracnose. Plant
Disease, Quebec, v.73, n.3, p.255-257, Mar. 1989.
CASELA, C.R. Investigations on the variability of the sorghum anthracnose
fungus Colletotrichum graminicola. 1992. 166p. Thesis (Ph.D. in
Phytopathology)-University of Texas, Austin.
117
CASELA, C.R.; FERREIRA, A.S.; SANTOS, F.G. Rotação de genes no manejo
da resistência genética a Colletotrichum graminicola, agente causal da
antracnose do sorgo. Fitopatologia Brasileira, Brasília, v.29, p.S36, 2004.
Suplemento.
CROWHURST, R.N.; HAWTHORNE, B.T.; RIKKERINK, E.H.A.;
TEMPLETON, M.D. Differentiation of Fusarium solani f.sp. cucurbitae race 1
and 2 by random ampliction of polymorphic DNA. Current Genetics, Oxford,
v.20, n.5, p.391-396, Nov. 1991.
CRUZ, C.D. Programa genes: versão Windows: aplicativo computacional em
genética e estatística. Viçosa, MG: UFV, 2009. Software.
GOODWIN, P.H.; ANNIS, S.L. RAPD identification of genetic variation and
pathotypes of Leptospaheria maculans by random amplified polymorphic DNA
assay. Applied Environmental Microbiology, Washington, v.57, n.9, p.2482-
2486, Sept. 1991.
GUTHRIE, P.A.I.; MAGILL, C.W.; FREDERIKSEN, R.A.; ODVODY, G.N.
Random amplified polymorphic DNA markers: a system for identifying and
differentiating isolates of Colletotrichum graminicola. Phytopathology, Saint
Paul, v.82, n.8, p.832-835, Aug. 1992.
HIPSKIND, J.D.; NICHOLSON, R.L.; GOLDSBROUGH, P.B. Isolation of a
cDNA encoding a novel leucine-rich repet motif from Sorghum bicolor
inoculated with fungi. Molecular Plant-Microbe Interactions, Saint Paul, v.9,
n.9, p.819-825, Sept. 1996.
KOCH, E.; SONG, H.; OSBORN, T.C.; WILLIAMS, P.H. Relationship
between pathogenicity and phylogen based on restriction fragment length
polymorphism in Leptospaheria maculans. Molecular Plant-Microbe
Interacts, Saint Paul, v.4, n.1, p.341-349, Jan. 1991.
LEVY, M.; ROMAO, J.; MARCHETTI, M.A.; HAMER, J.E. DNA
fingerprinting with a dispersed repeated sequence resolves pathotype diversity in
the rice blast fungus. Plant Cell, Rockville, v.3, n.1, p.95-102, Jan. 1991.
LU, G.; CANNON, P.F.; REID, A.; SIMMONS, C.M. Diversity and molecular
relationships of endophytic Colletotrichum isolates from the Iwokrama Forest
Reserve, Guyana. Mycological Research, Cambridge, v.108, n.1, p.53-63, Jan.
2004.
118
MATHUR, K.; RAO, V.P.; THAKUR, R.P.; SIVARAMAKRISHNAN, S.
RAPDs and virulence analysis for characterizing pathogenic variability in
Colletotrichum graminicola isolates infecting sorghum. In: FRONTIERS IN
FUNGAL BIOTECHNOLOGY AND PLANT PATHOGEN RELATIONS, 1.,
2001, Manoharachary. Proceedings... Manoharachary: FAO, 2001. p.12-21.
MEHTA, P.J.; WILTSE, C.C.; ROONEY, W.L.; COLLINS, S.D.;
FREDERIKSEN, R.A.; HESS, D.E.; CHISSID, M.; TEBEESTP, D.O.
Classification and inheritance of genetic resistance to anthracnose in sorghum.
Field Crops Research, Amsterdam, v.93, n.1, p.1-9, July 2005.
MESQUITA, A.G.G.; PAULA JUNIOR, T.J.; MOREIRA, M.A.; BARROS,
E.G. Identification of races of Colletotrichum lindemuthianum with the aid of
PCR-based molecular markers. Plant Disease, Quebec, v.82, n.10, p.1084-1087,
Oct. 1998.
NICHOLSON, R.L.; MORAES, W.B.C. Survival of Colletotrichum
graminicola: importance of the matrix. Phytopathology, Saint Paul, v.70, n.3,
p.255-261, Mar. 1980.
PERUMAL, R.; MENZ, M.A.; MEHTA, P.J.; KATILÉ, L.A.; GUTIERREZ-
ROJAS, R.R.; KLEIN, P.E.; PROM, L.K.; SCHLUETER, J.A.; ROONEY,
W.L.; MAGILL, C.W. Molecular mapping of Cg1, a gene for resistance to
anthracnose (Colletotrichum sublineolum) in sorghum. Euphytica, Wageningen,
v.165, n.3, p.597-606, Feb. 2009.
REDDY, P.S.; FAKRUDIN, B.; RAJKUMAR, S.M.; PUNNURI, S.S.; ARUN,
M.S.; KURUVINASHETTI, M.S.; DAS, I.K.; SEETHARAMA, N. Molecular
mapping of genomic regions harboring QTLs for stalk rot resistance in sorghum.
Euphytica, Wageningen, v.159, n.1/2, p.191-198, Jan. 2008.
ROSEWICH, L.U.; PETTWAY, R.E.; MCDONALD, B.A.; DUNCAN, R.R.;
FREDERIKSEN, R.A. Genetic structure and temporal dynamics of a
Colletotrichum graminicola population in a sorghum disease nursery.
Phytopathology, Saint Paul, v.88, n.10, p.1087-1093, Oct. 1998.
SAGHAI-MAROOF, M.A.; SOLIMAN, K.M.; JORGENSEN, R.A.; ALLARD,
R.W. Ribosomal DNA spacer-length polymorphisms in barley: mendelian
inheritance, chromosomal location, and population dynamics. Proceedings of
the National Academy of Sciences of the United States of America,
Washington, v.81, n.24, p.8014-8018, Dec. 1984.
119
SANTANA, F.M.; BIANCH, V.J.; ROMBALDI, C.V.; GOMES, C.B.;
ROSSETO, E.A. Marcadores moleculares na interação, diagnose e
caracterização de fungos fitopatogênicos. Revisão Anual de Patologia de
Plantas, Passo Fundo, v.14, n.1, p.383-403, maio 2006.
SINGH, M.; CHAUDHARY, K.; SINGAL, H.R.; MAGILL, C.W.; BOORA,
K.S. Identification and characterization of RAPD and SCAR markers linked to
anthracnose resistance gene in sorghum [Sorghum bicolor (L.) Moench].
Euphytica, Wageningen, v.149, n.1/2, p.149-187, May 2006.
SOUZA-PACCOLA, E.A.; FÁVARO, L.C.L.; CASELA, C.R.; PACCOLA-
MEIRELLES, D. Genetic recombination in Colletotrichum sublineolum.
Journal of Phytopathology, Saint Paul, v.151, n.6, p.329-334, June 2003.
TAKATSUKA, J. Characterization of Beauveria bassiana isolates from Japan
using inter-single-sequence-repeat-anchored polymerase chain reation (ISSR-
PCR) amplification. Applied Entomology Zoology, Tokyo, v.42, n.4, p.563-
571, 2007.
VALÉRIO, H.M.; RESENDE, M.A.; WEIKERT-OLIVEIRA, R.C.B.;
CASELA, C.R. Virulence and molecular diversity in Colletotrichum
graminicola from Brazil. Mycopathologia, Netherlands, v.159, n.3, p.449-459,
Apr. 2005.
WANG, M.L.; DEAN, R.; ERPELDING, J.; PEDERSON, G. Molecular genetic
evaluation of sorghum germplasm differing in response to fungal diseases: rust
(Puccinia purpurea) and anthracnose (Collectotrichum graminicola).
Euphytica, Wageningen, v.148, n.1/2, p.319-330, Mar. 2006.
WANG, S.; MIAO, X.; ZHAO, W.; HUANG, B.; FAN, M.; LI, Z.; HUANG, Y.
Genetic diversity and population structure among strains of the
entomopathogenic fungus, Beauveria bassiana, as revealed by inter-simple
sequence repeats (ISSR). Mycological Research, Cambridge, v.109, n.12,
p.1364-1372, Dec. 2005.
WIT, P.J.G.M. de. Molecular characterization of gene-gene-gene systems in
plant-fungus interactions and the applications of the avirulence genes in control
of plant pathogens. Annual Review Phytopathology, Palo Alto, v.30, p.391-
418, Sept. 1992.
120
ZANNETT, G.F.; NÓBREGA, G.A.; PACCOLA-MEIRELLES, L.D.
Morphogenetic characterization of Colletotrichum sublineolum strains, causal
agente of anthracnose of sorghum. Tropical Plant Pathology, Brasília, v.34,
n.3, p.146-151, Sept. 2009.
ZIETKIEWICZ, E.; RAFALSKI, A.; LABUDA, D. Genome fingerprinting by
simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction
amplification. Genomics, San Diego, v.20, n.2, p.176-183, Mar. 1994.
121
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Os resultados deste trabalho possibilitaram observar que a identificação
de híbridos com diferentes níveis de resistência a populações C. sublineolum,
aliada ao conhecimento da estrutura de virulência e genética dessas populações,
pode direcionar os programas de melhoramento para cada local, embora não se
tenha observado relação entre a diversidade analisada por meio de virulência e
os marcadores moleculares utilizados. Se a ligação entre genes de resistência e
genes de avirulência for identificada e, havendo alta similaridade na população
de determinado local, como a verificada em Pelotas, a introdução de genes de
resistência correspondente ao de avirulência pode promover alta resistência a
híbridos comerciais. Além disso, novas estratégias de manejo da resistência, que
imponham limites à adaptação do patógeno, devem ser avaliadas, quando esse
tipo de informação é disponibilizada.
Híbridos como Volumax, DAS740, 1G150 e 735005, por exemplo,
podem ser avaliados em um sistema de rotação de genes com híbridos mais
suscetíveis e que apresentem características agronômicas desejáveis. As
empresas públicas e privadas devem atentar para o fato de que, além do
lançamento de novos híbridos com uma base genética diversificada, é também
necessário avaliar estratégias que aumentem a durabilidade dos genes de
resistência. Essa é também uma forma de garantir que produtores tenham lucro
com seu investimento, limitando o uso de defensivos. Todos podem ser
beneficiados: as empresas por não perderem sua base genética e aumentar a
credibilidade entre os produtores, os produtores por terem produtividade
garantida e, finalmente, o consumidor, por comprar um produto ecologicamente
mais recomendado.
122
ANEXOS
ANEXO A
TABELA 1A Resumo da análise de variância da AACPD de híbridos
graníferos de sorgo, no ano 2008, em Sete Lagoas, MG.... .......124
TABELA 2A Resumo da análise de variância da severidade da
antracnose em híbridos forrageiros de sorgo, na
safra 2007/2008, em Goiânia, GO...............................................124
TABELA 3A Resumo da análise de variância da AACPD de híbridos
forrageiros de sorgo, na safra de 2008, em Sete Lagoas,
MG..............................................................................................124
TABELA 4A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose
em quinze híbridos de sorgo, na safra de 2008/2009, em
Goiânia, GO................................................................................125
TABELA 5A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose
em quinze genótipos de sorgo, na safra 2008/2009, em
Sete Lagoas, MG........................................................................126
TABELA 6A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose
em quinze genótipos de sorgo na safra de inverno 2009 em
Jardinópolis, SP..........................................................................125
TABELA 7A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose
em quinze genótipos de sorgo na safra de inverno de 2009 em
Rio Verde, GO............................................................................126
TABELA 8A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose
em quinze genótipos de sorgo na safra de inverno de 2009 em
Sete Lagoas, MG........................................................................126
TABELA 9A Resumo da análise de variância da AACPD em quinze
genótipos de sorgo na safra de verão 2008/2009, em Sete
Lagoas, MG................................................................................126
123
TABELA 10A Resumo da análise de variância da AACPD em quinze
genótipos de sorgo na safra de inverno em 2009, em
Sete Lagoas, MG......................................................................127
TABELA 11A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em
Campo Novo do Parecis..........................................................128
TABELA 12A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em
Goiânia, GO.............................................................................129
TABELA 13A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em
Jardinópolis, SP.......................................................................131
TABELA 14A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em
Patos de Minas, MG................................................................133
.
TABELA 15A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em
Pelotas, RS...............................................................................134
TABELA 16A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em
Sete Lagoas, MG.....................................................................136
TABELA 17A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum de
diferentes locais.......................................................................138
FIGURA 1A Precipitação e temperaturas máximas, médias e mínimas
diárias de dezembro de 2008 a maio de 2009 em Sete
Lagoas, MG................................................................................139
.
124
TABELA 2A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose em
híbridos forrageiros de sorgo na safra 2007/2008, em Goiânia,
GO.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 19 0
,
318 24
,
785 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
061 4
,
804 * 0
,
014
Erro 38 0
,
013
Total corri
g
ido 59
Média
g
eral 0
,
392
CV
(
%
)
28
,
85
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste
Scott-Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
TABELA 3A Resumo da análise de variância da AACPD de híbridos
forrageiros de sorgo na safra de 2008, em Sete Lagoas, MG.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 19 0
,
062 14
,
535 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
014 3
,
347 * 0
,
046
Erro 38 0
,
004
Total corri
g
ido 59
Média
g
eral 0
,
081
CV
(
%
)
80
,
05
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste
Scott-Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
TABELA 1A Resumo da análise de variância da AACPD de híbridos graníferos
de sorgo no ano de 2008, em Sete Lagoas, MG.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 5 0
,
088 14
,
910* 0
,
000
Bloco 2 0
,
004 0
,
678 n.s 0
,
530
Erro 10 0
,
006
Total corri
g
ido 17
Média
g
eral 0
,
172
CV
(
%
)
44
,
68
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste
Scott-Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
125
TABELA 4A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose em
quinze híbridos de sorgo na safra 2008/2009, em Goiânia, GO.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 14 0
,
507 51
,
640 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
0136 1
,
386 n.s 0
,
267
Erro 28 0
,
010
Total corri
g
ido 44
Média
g
eral 0
,
602
CV
(
%
)
16
,
45
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste
Scott-Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
TABELA 5A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose em
quinze genótipos de sorgo na safra 2008/2009, em Sete Lagoas,
MG.
FV GL
Q
MFc Pr>Fc
Genóti
p
o 14 0
,
525 73
,
997 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
008 1
,
139 n.s 0.335
Erro 28 0
,
007
Total corri
g
ido 44
Média
g
eral 0
,
482
CV
(
%
)
17
,
48
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste Scott-
Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
TABELA 6A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose em
quinze genótipos de sorgo na safra de inverno 2009, em
Jardinópolis, SP.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 14 0
,
047 3
,
581 * 0
,
002
Bloco 2 0
,
025 1
,
892 n.s 0
,
170
Erro 28 0
,
013
Total corri
g
ido 44
Média
g
eral 0
,
130
CV
(
%
)
88
,
24
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste Scott-
Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
126
TABELA 7A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose em
quinze genótipos de sorgo na safra de inverno de 2009, em Rio
Verde, GO.
FV GL
Q
MFcPr>Fc
Genóti
p
o 14 0
,
650 55
,
707 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
001 0
,
069 n.s 0
,
934
Erro 28 0
,
012
Total corri
g
ido 44
Média
g
eral 0
,
707
CV
(
%
)
15
,
28
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste Scott-
Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
TABELA 8A Resumo da análise de variância da severidade da antracnose em
quinze genótipos de sorgo na safra de inverno de 2009, em Sete
Lagoas, MG.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 14 0
,
539 47
,
470 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
030 2
,
601 n.s 0
,
092
Erro 28 0
,
011
Total corri
g
ido 44 0
,
539
Média
g
eral 0
,
432
CV
(
%
)
24
,
65
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste Scott-
Knott. Dados transformados em arcoseno (√severidade/100).
TABELA 9A Resumo da análise de variância da AACPD em quinze genótipos
de sorgo na safra de verão 2008/2009, em Sete Lagoas, MG.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 14 0
,
042 55
,
877 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
001 1
,
184 n.s 0
,
321
Erro 28 0
,
001
To
t
al corri
g
ido 44
Média
g
eral 0
,
105
CV
(
%
)
26
,
12
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste Scott-
Knott. Dados transformados em arcoseno (√AACPD/100).
127
TABELA 10A Resumo da análise de variância da AACPD em quinze genótipos
de sorgo na safra de inverno em 2009, em Sete Lagoas, MG.
FV GL
Q
M Fc Pr>Fc
Genóti
p
o 14 0
,
036 51
,
303 * 0
,
000
Bloco 2 0
,
000 0
,
271 n.s 0
,
765
Erro 28 0
,
001
Total 44
Média
g
eral 0
,
082
CV
(
%
)
32
,
09
* = significativo e ns = não significativo, a 5% de probabilidade, pelo teste
Scott-Knott. Dados transformados em arcoseno (√AACPD/100).
128
TABELA 11A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em Campo Novo do Parecis, MT.
Isolados/Reação dos híbridos
Genótipos
185 186 188 189 191 199 200 204 206 209 210 211 212 214 215 217 225 234
BR009
1
S S S S S S S S S S S S S S S S S S
SC283 R R R R R R R S S R R R R R R R R R
Volumax R R R R R R R R R R R R R R R R R R
1F305 R R R R R R R R R R S S S S S S S R
SHS500 S S S S S S S S S S S S S S S S S S
735005 S R S S S R R S R R R S R R R R R R
P. Negra R R R R R R R R R R R R R R R R R R
DKB599 S S S S S S S S R R S S S S R S S S
BR304 S S S S S S S S S S S S S S R S R S
BR310 R S S S S S S S R S S S R S R S R R
BRS308 R R R R R R R R R R S S S S S S S R
9920044 S S R S S S S S R S R S S R R R R R
9920045 R R S R S R S R R R S R R R R R R R
1G150 R R R R S R R R R R R R R R R R R R
DAS740 R R R R R R R R R R R S R R R R R R
1
R = Resistente e S = Suscetível.
128
129
TABELA 12A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, Goiânia, GO.
Isolados/Reação dos híbridos
Genótipos
117 120 123 124 126 127 128 129 131 132 136
BR009
1
SSSSSSSSSSS
SC283
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
S
Volumax
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
1F305
R
R
R
R
S
R
S
R
R
S
R
SHS500 S
R
SSSSS
R
SSS
735005 S
R
R
R
S
R
S
R
SS
R
P. Ne
g
ra SSS
R
S
R
S
R
S
R
S
DKB599
R
R
R
R
S
R
R
R
SSS
BR304 S
R
S
R
SSS
R
SSS
BR310 S
R
R
R
S
R
R
R
R
S
R
BRS308
R
R
R
R
S
R
R
R
R
S
R
9920044
R
R
SS
R
R
S
R
SS
R
9920045 S
R
S
R
R
R
S
R
R
SS
1G150
R
R
R
R
R
R
R
R
S
R
S
DAS740
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
1
R = Resistente e S = Suscetível.
129
130
TABELA 12A, Cont.”
Isolados/Reação dos híbridos
Genótipos
137 139 142 144 146 147 148 150 151 152 153
BR009
1
SSSSSSSSSSS
SC283
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
Volumax
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
1F305
R
R
R
S
R
R
R
R
R
R
R
SHS500
R
S
R
SSSSSSSS
735005
R
R
R
R
SS
R
R
R
R
R
P. Ne
g
ra SSS
R
SSS
R
R
SS
DKB599 S
R
R
SSSSSSSS
BR304 S S
R
SSSSSS
R
S
BR310
R
R
R
S
R
SSS
R
R
R
BRS308
R
R
R
S
R
R
R
R
R
R
R
9920044
R
R
R
R
S
R
SS
R
S
R
9920045
R
R
R
R
SSSS
R
S
R
1G150
R
R
R
R
SSSS
R
SS
DAS740
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
1
R = Resistente e S = Suscetível.
130
131
TABELA 13A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, Jardinópolis, SP.
Isolados/Reação dos híbridos
Genótipos
3 45678910131415 1617192021222325
BR009
S SSSSSS SSSS SSSSSSSS
SC283
R RRRRRSRRRR RRRRRRRR
Volumax
R RRRRRRRRRR RRRRRRRR
1F305
R RRRSRRRRRS SRRSRSSR
SHS500
R RSRSSR R R S R R R S S S R R S
735005
R RRRRRRRSRR RRSSSSRR
P. Ne
g
ra
R RRRRRRRRSR RRRRRRRS
DKB599
S SSRSRRRSRR RRSSSSSS
BR304
R RSRSRRRRRR RRRSSSSR
BR310
R RRRSRRRRRR RRRRRRRR
BRS308
R RRRSRRRRRR SRRSRSSR
9920044
R SRRSSRSRRS SRSRSRRR
9920045
R RSRSRRSRRR RRSRSRRR
1G150
R SRRSSR R R R S R R S S R R S R
DAS740
R RRRRRRRRRR SRRRRRRR
1
R = Resistente e S = Suscetível. “...continua...”
131
132
“TABELA 13A, Cont.”
Isolados/Reação dos híbridos
Genótipos
27 29 30 31 32 33 34 36 38 39 40 41 42 44 45 46 47 48 49
BR009
1
S SSSSSSSSSS SSSSSSSS
SC283
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
Volumax
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
1F305
R
SSSSS
R
SSSS
R
SSSSSSS
SHS500 S S S
R
R
SSSS
R
R
SSSSSSSS
735005 S S S
R
SSS
R
S
R
R
SS
R
SS
R
S
R
P. Ne
g
ra S S
R
R
R
R
R
S
R
R
R
R
R
S
R
SSS
R
DKB599 S SSSSSS
R
SSS SSSSS
R
SS
BR304
R
R
SS
R
SS
R
S
R
S
R
S
R
SSS
R
S
BR310
R
R
SSSS
R
R
R
R
S
R
R
R
S
R
SSS
BRS308
R
SS
R
SSS
R
SSS
R
SSSSSSS
9920044 S S S
R
R
S
R
SS
R
R
SS
R
SSSSS
9920045 S S S
R
R
S
R
SS
R
S S S
R
S
R
S
R
S
1G150 S S S S
R
S
R
R
SSS
R
S
R
SSSSS
DAS740
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
R
1
R = Resistente e S = Suscetível.
132
133
TABELA 14A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em Patos de Minas, MG.
Isolados/Reação dos híbridos Genótipo
s
102 103 104 106 107 108 109
BR009 S S S S S S S
SC283
R
R
R
R
S
R
R
Volumax
R
R
R
R
S
R
R
1F305
R
R
R
R
R
S S
SHS500 S S
R
S S S S
735005
R
R
R
R
S S S
P. Ne
g
ra
R
R
R
S S S
R
DKB599 S S S S S S S
BR304 S S S S S S S
BR310 S S S S S S S
BRS308
R
R
R
R
S
R
S
9920044 S S
R
R
S S S
9920045 S
R
R
R
S S
R
1G150
R
S
R
R
S
R
R
DAS740
R
R
R
R
S
R
R
1
R = Resistente e S = Suscetível.
133
134
TABELA 15A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em Pelotas, RS.
Isolados/Rea
ç
ão dos híbridos
Genótipos
156 157 158 159 160 161 162 163 164 165 166 167
BR009
1
SSSSSSS SSSSS
SC283
RRRRRRR RRRRR
Volumax
RRRRRRR RRRRR
1F305
RRRRRRR RRRRR
SHS500
SSSSSRS SSSSS
735005
RRRS SRR SRSS S
P. Ne
g
ra
RRRRRRR RRRRR
DKB599
SSSSSRS SSSSS
BR304
SSSSSRS SSSSS
BR310
RSSSSRS SSSSS
BRS308
RRSRRRR RRRRR
9920044
RSSSSRS SSRSS
9920045
RSSSRRR SSSSS
1G150
RRRRRRR SSRRR
DAS740
RRRRRRR RRRRR
1
R = Resistente e S = Suscetível. “...continua...”
134
135
TABELA 15A, Cont.”
Isolados/Rea
ç
ão dos híbridos
Genótipos
168 169 170 171 173 174 175 177 179 181 182 183
BR009
1
SSSSSSS SSSSS
SC283
RRRRRRR RRRRR
Volumax
RRRRRRR RRRRR
1F305
RRRRRRR RRRRR
SHS500
SSSSSSS RRRRR
735005
SSRRRSR SSRRR
P. Ne
g
ra
RRRRRRR RRRRR
DKB599
SSSSSSS SSSSS
BR304
SSSSSSS RSSSS
BR310
SSSSSSS SRRSR
BRS308
RRRRRRR RRRRR
9920044
SSSRSSR RSRRR
9920045
RSRRRSR RRRRR
1G150
RRSRRRR SRRRR
DAS740
RRRRRRR RRRRR
1
R = Resistente e S = Suscetível. .
135
136
TABELA 16A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum, em Sete Lagoas, MG.
Isolados/Rea
ç
ão dos híbridos
Genótipos
53 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 73 74 75 76
BR009
S S SSSSSSSSSSS S SSSSSSSSS
SC283
R R RRRRRRRRSRR S RRRSSRRSS
Volumax
R R RRRRRRRRRRR R RRRSRRRRR
1F305
R S SSSSSRRSRRR S RRRSSSSSR
SHS500
S S RRRRSRSSSSS S SSSSSSSSS
735005
R S RRRRSSSSSRS R SRSSSSSRS
P. Ne
g
ra
R R RRRRRRRRRRR S SRRSSSRSS
DKB599
S R RSRSSSSSSRS S SRRSSRRSS
BR304
S S RRRRSSSSSSS S SSSSSSSSS
BR310
R R RRRRRSSSSSS S SRSSSSSSS
BRS308
R S SRRSRRSRRRR S RRRSSRSSS
9920044
S S RSRSSRSSSSR S RRSSSSSSS
9920045
R S RRRSRSSSSSS S SRRSSRSSS
1G150
S S RRRSSRSSRSR S RSRRSSSSS
DAS740
R R RRRRRRRRRRR R RSRRRRRRS
1
R = Resistente e S = Suscetível.
“...continua...”
136
137
“TABELA 16A, Cont.”
Isolados/Reação dos híbridos
Genótipos
77 78 79 80 81 82 83 84 85 86 87 88 89 90 91 92 93 94 95 96 98 99
BR009
S SSSSSSSSSSSS SSSSSSSSS
SC283
S SRRRSSRRRSRR RRRRRRRRR
Volumax
R RRSRRRRRRRRR RRRRRRRRR
1F305
R SRSRSSRRRRRS RRRRRRRRS
SHS500
S SSSSSSSSSSSS SSSSSSSSS
735005
S SRSSSSRRRRRS SRSRRSRSS
P. Ne
g
ra
R RSSRRSSRRRRS RRSSRRSSS
DKB599
S SSSSSSSRSRSS RRRSSSRSS
BR304
S SSSSSSSSSSSS SSSSSSSSS
BR310
S SRSSSSSSSSSS SRRSSSSSS
BRS308
R SRRSSSRRRRRS RRRRRRRSR
9920044
S SSSSSSSSRSSS SSSSSSSSS
9920045
S SSSSSSSSSSSS SRRRRSSSS
1G150
R SRSSSSRRSRRS RRRRRRRS S
DAS740
R RRSRSS SRRRRS RRRRRRRRR
1
R = Resistente e S = Suscetível.
137
138
TABELA 17A Reação de 15 genótipos de sorgo a C. sublineolum de diferentes locais.
Isolados/ /Locais /Reação dos híbridos
Mineiros
,
GO Primavera Rio Verde
,
GO Sete La
g
oas
,
MG
Genótipos
285 288 213
2
SC283 SC283
BR009
1
SS S S S
SC283
R
S
R
SS
Volumax
R
R
R
R
R
1F305 S S
R
R
R
SHS500 S S S
R
R
735005
R
R
S
R
R
P. Ne
g
ra
R
R
R
SS
DKB599 S S S S S
BR304 S S
R
R
R
BR310 S
R
R
R
R
BRS308 S S
R
R
R
9920044 S
R
S
R
R
9920045 S
R
R
R
R
1G150
R
R
R
R
R
DAS740
R
R
R
R
R
2
Ra
ç
as 153.00 209.00 177.24 195.00 195.00
1
R = Resistente e S = Suscetível.
2
SC283 são isolados amostrados do padrão de resistência com o mesmo nome, em
Sete Lagoas, MG e Rio Verde, GO, em 2009
138
139
Precipitação diária de dezembro de 2008 a maio de 2009 em Sete Lagoas, MG
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
1
/1
2/2
0
08
15/12/
2
0
0
8
2
9
/12
/2
0
0
8
12/1/2009
2
6
/1/2
0
09
9/
2
/20
0
9
2
3/2
/
200
9
9/
3
/20
0
9
2
3/3
/
200
9
6/
4
/20
0
9
2
0/4
/2
00
9
4/
5
/20
0
9
1
8
/
5
/2
00
9
Precipitação mm3
0
5
10
15
20
25
30
35
40
1
/1
2
/
2
0
0
8
1
5
/
1
2
/
2
0
0
8
2
9
/
1
2
/2
0
0
8
1
2/
1
/
2
0
0
9
2
6/
1
/
2
0
0
9
9
/
2
/
2
00
9
2
3
/
2
/
2
0
0
9
9
/
3
/2
0
0
9
2
3
/
3
/
2
0
0
9
6
/
4
/2
0
0
9
2
0
/
4
/
2
0
0
9
4
/
5
/2
0
0
9
1
8/
5
/
2
0
0
9
Temperatura °C
Tmax Tmin Tmed
T. máxima 35.1 °C
T. mínima 12
,
8 °
C
Temperaturas diárias média, máxima e mínima de dezembro de 2008 a maio de 2009 em Sete Lagoas , MG
FIGURA 1A Precipitação e temperaturas máximas, médias e mínimas diárias de
dezembro de 2008 a maio de 2009, em Sete Lagoas, MG.
140
ANEXO B
TABELA 1B Número observado (FO) e esperado (FE) de 20 isolados
de C. sublineolum com virulência a 105 combinações
entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de
associação negativa de virulência, por meio do teste
estatístico qui-quadrado (χ
2
)......................................................141
..
TABELA 2B Número observado (FO) e esperado (FE) de 22 isolados
de C. sublineolum com virulência a 105 combinações
entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de
associação negativa de virulência, por meio do teste
estatístico qui-quadrado (χ
2
).......................................................145
TABELA 3B Número observado (FO) e esperado (FE) de 39 isolados
de C. sublineolum com virulência a 105 combinações
entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de
associação negativa de virulência, por meio do teste
estatístico qui-quadrado (χ
2
).......................................................148
TABELA 4B Número observado (FO) e esperado (FE) de 7 isolados
de C. sublineolum com virulência a 105 combinações
entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de
associação negativa de virulência, por meio do teste
estatístico qui-quadrado (χ
2
).......................................................152
TABELA 5B Número observado (FO) e esperado (FE) de 23 isolados
de C. sublineolum com virulência a 105 combinações
entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de
associação negativa de virulência, por meio do teste
estatístico qui-quadrado (χ
2
).......................................................156
TABELA 6B Número observado (FO) e esperado (FE) de 42 isolados
de C. sublineolum com virulência a 105 combinações
entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de
associação negativa de virulência, por meio do teste
estatístico qui-quadrado (χ
2
).......................................................160
141
TABELA 1B Número observado (FO) e esperado (FE) de 20 isolados de C. sublineolum com virulência a 105
combinações entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de associação negativa de virulência,
por meio do teste estatístico qui-quadrado (χ
2
).
Cam
p
o Novo do Parecis
,
MT
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO FE FO FE FO FE FO FE
χ
2
calculado
BR009 x SC283
0
0,000
17
17,000
0
0,000
3
3,000
0,0
00
BR009 x Volumax 0 0
,
000 20 20
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BR009 x 1F305 0 0
,
000 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR009 x SHS500 0 0
,
000 1 1
,
000 0 0
,
000 19 19
,
000 0
,
000
BR009 x 735005 0 0
,
000 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR009 x P. Ne
g
ra 0 0
,
000 20 20
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BR009 x DKB599 0 0
,
000 3 3
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0
,
000
BR009 x BR304 0 0
,
000 3 3
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0
,
000
BR009 x BR310 0 0
,
000 8 8
,
000 0 0
,
000 12 12
,
000 0
,
000
BR009 x BRS308 0 0
,
000 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR009 x 9920044 0 0
,
000 8 8
,
000 0 0
,
000 12 12
,
000 0
,
000
BR009 x 9920045 0 0
,
000 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR009 x 1G150 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0
,
000
BR009 x DAS740 0 0
,
000 19 19
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
SC283 x Volumax 17 17
,
000 3 3
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
SC283 x 1F305 10 11
,
050 3 1
,
950 7 5
,
950 0 1
,
050 1
,
900
SC283 x SHS500 1 0
,
850 0 0
,
150 16 16
,
150 3 2
,
850 0
,
186
SC283 x 735005 11 11
,
050 2 1
,
950 6 5
,
950 1 1
,
050 0
,
004
SC283 x P. Ne
g
ra 17 17
,
000 3 3
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
SC283 x DKB599 2 2
,
550 1 0
,
450 15 14
,
450 2 2
,
550 0
,
930
SC283 x BR304 3 2
,
550 0 0
,
450 14 14
,
450 3 2
,
550 0
,
623
SC283 x BR310 6 6
,
800 2 1
,
200 11 10
,
200 1 1
,
800 1
,
046
SC283 x BRS308 10 11
,
050 3 1
,
950 7 5
,
950 0 1
,
050 1
,
900
SC283 x 9920044 7 6
,
800 1 1
,
200 10 10
,
200 2 1
,
800 0
,
065
SC283 x 9920045 11 11
,
050 2 1
,
950 6 5
,
950 1 1
,
050 0
,
004
SC283 x 1G150 14 14
,
450 3 2
,
550 3 2
,
550 0 0
,
450 0
,
623
SC283 x DAS740 16 16
,
150 3 2
,
850 1 0
,
850 0 0
,
150 0
,
186
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
141
142
“TABELA 1B, Cont.”
Campo Novo do Parecis, MT
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
Volumaxx1F305
13
13,000
0
0,000
7
7,000
0
0,000
0,000
Volumax x SHS500 1 1
,
000 0 0
,
000 19 19
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 735005 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x P. Ne
g
ra 20 20
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x DKB599 3 3
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR304 3 3
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR310 8 8
,
000 0 0
,
000 12 12
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BRS308 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920044 8 8
,
000 0 0
,
000 12 12
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920045 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 1G150 17 17
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x DAS740 19 19
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x SHS500 1 0
,
650 0 0
,
350 12 12
,
350 7 6
,
650 0
,
567
1F305 x 735005 7 8
,
450 6 4
,
550 6 4
,
550 1 2
,
450 2
,
031
1F305 x P. Ne
g
ra 13 13
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x DKB599 2 1
,
950 1 1
,
050 11 11
,
050 6 5
,
950 0
,
004
1F305 x BR304 1 1
,
950 2 1
,
050 12 11
,
050 5 5
,
950 1
,
556
1F305 x BR310 5 5
,
200 3 2
,
800 8 7
,
800 4 4
,
200 0
,
037
1F305 x BRS308 13 8
,
450 0 4
,
550 0 4
,
550 7 2
,
450 20
,
000**
1F305 x 9920044 3 5
,
200 5 2
,
800 10 7
,
800 2 4
,
200 4
,
432
1F305 x 9920045 8 8
,
450 5 4
,
550 5 4
,
550 2 2
,
450 0
,
196
1F305 x 1G150 10 11
,
050 7 5
,
950 3 1
,
950 0 1
,
050 1
,
900
1F305 x DAS740 13 12
,
350 6 6
,
650 0 0
,
650 1 0
,
350 1
,
955
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
142
143
“TABELA 1B, Cont.”
Cam
p
o Novo do Parecis
,
MT
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações
entre híbridos
FO FE FO FE FO FE FO FE
χ
2
calculado
SHS500 x 735005
1
0,650
12
12,350
0
0,350
7
6,650
0,567
SHS500 x P. Ne
g
ra 1 0
,
050 0 0
,
950 0 0
,
950 19 18
,
050 20
,
000**
SHS500 x DKB599 0 0
,
150 3 2
,
850 1 0
,
850 16 16
,
150 0
,
186
SHS500 x BR304 0 0
,
150 3 2
,
850 1 0
,
850 16 16
,
150 0
,
186
SHS500 x BR310 1 0
,
400 7 7
,
600 0 0
,
600 12 11
,
400 1
,
579
SHS500 x BRS308 1 0
,
650 12 12
,
350 0 0
,
350 7 6
,
650 0
,
567
SHS500 x 9920044 1 0
,
400 7 7
,
600 0 0
,
600 12 11
,
400 1
,
579
SHS500 x 9920045 1 0
,
650 12 12
,
350 0 0
,
350 7 6
,
650 0
,
567
SHS500 x 1G150 1 0
,
850 16 16
,
150 0 0
,
150 3 2
,
850 0
,
186
SHS500 x DAS740 1 0
,
950 18 18
,
050 0 0
,
050 1 0
,
950 0
,
055
735005 x P. Ne
g
ra 13 13
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
735005 x DKB599 3 1
,
950 0 1
,
050 10 11
,
050 7 5
,
950 1
,
900
735005 x BR304 3 1
,
950 0 1
,
050 10 11
,
050 7 5
,
950 1
,
900
735005 x BR310 8 5
,
200 0 2
,
800 5 7
,
800 7 4
,
200 7
,
179
735005 x BRS308 13 8
,
450 0 4
,
550 0 4
,
550 7 2
,
450 20
,
000**
735005 x 9920044 8 5
,
200 0 2
,
800 5 7
,
800 7 4
,
200 7
,
179
735005 x 9920045 13 8
,
450 0 4
,
550 0 4
,
550 7 2
,
450 20
,
000**
735005 x 1G150 13 11
,
050 4 5
,
950 0 1
,
950 3 1
,
050 6
,
555
735005 x DAS740 13 12
,
350 6 6
,
650 0 0
,
650 1 0
,
350 1
,
955
P. Ne
g
ra x DKB599 3 3
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x BR304 3 3
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x BR310 8 8
,
000 0 0
,
000 12 12
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x BRS308 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x 9920044 8 8
,
000 0 0
,
000 12 12
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x 9920045 13 13
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x 1G150 17 17
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x DAS740 19 19
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05) “...continua...”
143
144
“TABELA 1B, Cont.”
Cam
p
o Novo do Parecis
,
MT
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO FE FO FE FO FE FO FE
χ
2
calculado
DKB599 x
BR304
1
0,450
2
2,550
2
2,550
15
14,450
0,930
DKB599 x BR310 2 1
,
200 6 6
,
800 1 1
,
800 11 10
,
200 1
,
046
DKB599 x BRS308 2 1
,
950 11 11
,
050 1 1
,
050 6 5
,
950 0
,
004
DKB599 x 9920044 2 1
,
200 6 6
,
800 1 1
,
800 11 10
,
200 1
,
046
DKB599 x 9920045 3 1
,
950 10 11
,
050 0 1
,
050 7 5
,
950 1
,
900
DKB599 x 1G150 3 2
,
550 14 14
,
450 0 0
,
450 3 2
,
550 0
,
623
DKB599 x DAS740 3 2
,
850 16 16
,
150 0 0
,
150 1 0
,
850 0
,
186
BR304 x BR310 3 1
,
200 5 6
,
800 0 1
,
800 12 10
,
200 5
,
294
BR304 x BRS308 3 1
,
950 10 11
,
050 0 1
,
050 7 5
,
950 1
,
900
BR304 x 9920044 3 1
,
200 5 6
,
800 0 1
,
800 12 10
,
200 5
,
294
BR304 x 9920045 3 1
,
950 10 11
,
050 0 1
,
050 7 5
,
950 1
,
900
BR304 x 1G150 3 2
,
550 14 14
,
450 0 0
,
450 3 2
,
550 0
,
623
BR304 x DAS740 3 2
,
850 16 16
,
150 0 0
,
150 1 0
,
850 0
,
186
BR310 x BRS308 8 5
,
200 5 7
,
800 0 2
,
800 7 4
,
200 7
,
179
BR310 x 9920044 8 3
,
200 0 4
,
800 0 4
,
800 12 7
,
200 20
,
000**
BR310 x 9920045 8 5
,
200 5 7
,
800 0 2
,
800 7 4
,
200 7
,
179
BR310 x 1G150 8 6
,
800 9 10
,
200 0 1
,
200 3 1
,
800 2
,
353
BR310 x DAS740 8 7
,
600 11 11
,
400 0 0
,
400 1 0
,
600 0
,
702
BRS308 x 9920044 3 5
,
200 5 2
,
800 10 7
,
800 2 4
,
200 4
,
432
BRS308 x 9920045 8 8
,
450 5 4
,
550 5 4
,
550 2 2
,
450 0
,
196
BRS308 x 1G150 10 11
,
050 7 5
,
950 3 1
,
950 0 1
,
050 1
,
900
BRS308 x DAS740 13 12
,
350 6 6
,
650 0 0
,
650 1 0
,
350 1
,
955
9920044 x 9920045 6 5
,
200 7 7
,
800 2 2
,
800 5 4
,
200 0
,
586
9920044 x 1G150 8 6
,
800 9 10
,
200 0 1
,
200 3 1
,
800 2
,
353
9920044 x DAS740 8 7
,
600 11 11
,
400 0 0
,
400 1 0
,
600 0
,
702
9920045 x 1G150 11 11
,
050 6 5
,
950 2 1
,
950 1 1
,
050 0
,
004
9920045 x DAS740 12 12
,
350 7 6
,
650 1 0
,
650 0 0
,
350 0
,
567
1G150 x DAS740 16 16
,
150 3 2
,
850 1 0
,
850 0 0
,
150 0
,
186
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05).
144
145
TABELA 2B Número observado (FO) e esperado (FE) de 22 isolados de C. sublineolum com virulência a 105
combinações entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de associação negativa de virulência,
por meio do teste estatístico qui-quadrado (χ
2
).
Goiânia
,
GO
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
BR009 x SC283
0
0,000
20
20,000
0
0,000
2
2,000
0,000
BR009 x Volumax 0 0
,
000 22 22
,
000 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
BR009 x 1F305 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
00055
,
000 0
,
000
BR009 x SHS500 0 0
,
000 4 4
,
000 0 0
,
000 18 18
,
000 0
,
000
BR009 x 735005 0 0
,
000 14 14
,
000 0 0
,
00088
,
000 0
,
000
BR009 x P. Ne
g
ra 0 0
,
000 8 8
,
000 0 0
,
000 14 14
,
000 0
,
000
BR009 x DKB599 0 0
,
000 9 9
,
000 0 0
,
000 13 13
,
000 0
,
000
BR009 x BR304 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0
,
000
BR009 x BR310 0 0
,
000 14 14
,
000 0 0
,
00088
,
000 0
,
000
BR009 x BRS308 0 0
,
000 18 18
,
000 0 0
,
00044
,
000 0
,
000
BR009 x 9920044 0 0
,
000 12 12
,
000 0 0
,
000 10 10
,
000 0
,
000
BR009 x 9920045 0 0
,
000 12 12
,
000 0 0
,
000 10 10
,
000 0
,
000
BR009 x 1G150 0 0
,
000 15 15
,
000 0 0
,
00077
,
000 0
,
000
BR009 x DAS740 0 0
,
000 22 22
,
000 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
SC283 x Volumax 20 20
,
000 2 2
,
000 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
SC283 x 1F305 15 15
,
455 2 1
,
545 5 4
,
54500
,
455 0
,
647
SC283 x SHS500 3 3
,
636 1 0
,
364 17 16
,
364 1 1
,
636 1
,
497
SC283 x 735005 12 12
,
727 2 1
,
273 8 7
,
27300
,
727 1
,
257
SC283 x P. Ne
g
ra 8 7
,
273 0 0
,
727 12 12
,
727 2 1
,
273 1
,
257
SC283 x DKB599 9 8
,
182 0 0
,
818 11 11
,
818 2 1
,
182 1
,
523
SC283 x BR304 5 4
,
545 0 0
,
455 15 15
,
455 2 1
,
545 0
,
647
SC283 x BR310 12 12
,
727 2 1
,
273 8 7
,
27300
,
727 1
,
257
SC283 x BRS308 16 16
,
364 2 1
,
636 4 3
,
63600
,
364 0
,
489
SC283 x 9920044 10 10
,
909 2 1
,
091 10 9
,
09100
,
909 1
,
833
SC283 x 9920045 11 10
,
909 1 1
,
091 9 9
,
09110
,
909 0
,
018
SC283 x 1G150 14 13
,
636 1 1
,
364 6 6
,
36410
,
636 0
,
335
SC283 x DAS740 20 20
,
000 2 2
,
000 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P<0,05). “...continua...”
145
146
“TABELA 2B, Cont.”
Goiânia
,
GO
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO FE FO FE FO FE FO FE
χ
2
calculado
Volumaxx1F305
17
17,000
0
0,000
5
5,000
0
0,000
0,000
Volumax x SHS500 4 4
,
000 0 0
,
000 18 18
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 735005 14 14
,
000 0 0
,
000 8 8
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x P. Ne
g
ra 8 8
,
000 0 0
,
000 14 14
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x DKB599 9 9
,
000 0 0
,
000 13 13
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR304 5 5
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR310 14 14
,
000 0 0
,
000 8 8
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BRS308 18 18
,
000 0 0
,
000 4 4
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920044 12 12
,
000 0 0
,
000 10 10
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920045 12 12
,
000 0 0
,
000 10 10
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 1G150 15 15
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volu
m
ax x DAS740 22 22
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x SHS500 4 3
,
091 0 0
,
909 13 13
,
909 5 4
,
091 1
,
438
1F305 x 735005 13 10
,
818 1 3
,
182 4 6
,
182 4 1
,
818 5
,
324
1F305 x P. Ne
g
ra 5 6
,
182 3 1
,
818 12 10
,
818 2 3
,
182 1
,
562
1F305 x DKB599 8 6
,
955 1 2
,
045 9 10
,
045 4 2
,
955 1
,
170
1F305 x BR304 5 3
,
864 0 1
,
136 12 13
,
136 5 3
,
864 1
,
903
1F305 x BR310 13 10
,
818 1 3
,
182 4 6
,
182 4 1
,
818 5
,
324
1F305 x BRS308 17 13
,
909 1 4
,
091 0 3
,
091 4 0
,
909 16
,
622**
1F305 x 9920044 10 9
,
273 2 2
,
727 7 7
,
727 3 2
,
273 0
,
552
1F305 x 9920045 9 9
,
273 3 2
,
727 8 7
,
727 2 2
,
273 0
,
078
1F305 x 1G150 10 11
,
591 5 3
,
409 7 5
,
409 0 1
,
591 3
,
020
1F305 x DAS740 17 17
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
146
147
“TABELA 2B, Cont.”
Goiânia,GO
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO FE FO FE FO FE FO FE
χ
2
calculado
SHS500 x P. Negra
3
1,455
5
6,545
1
2,545
13
11,455
3,154
SHS500 x DKB599 3 1
,
636 6 7
,
364 1 2
,
364 12 10
,
636 2
,
350
SHS500 x BR304 3 0
,
909 2 4
,
091 1 3
,
091 16 13
,
909 7
,
607
SHS500 x BR310 4 2
,
545 10 11
,
455 0 1
,
455 8 6
,
545 2
,
794
SHS500 x BRS308 4 3
,
273 14 14
,
727 0 0
,
727 4 3
,
273 1
,
086
SHS500 x 9920044 4 2
,
182 8 9
,
818 0 1
,
818 10 8
,
182 4
,
074
SHS500 x 9920045 4 2
,
182 8 9
,
818 0 1
,
818 10 8
,
182 4
,
074
SHS500 x 1G150 4 2
,
727 11 12
,
273 0 1
,
273 7 5
,
727 2
,
281
SHS500 x DAS740 4 4
,
000 18 18
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
735005 x P. Ne
g
ra 8 5
,
091 0 2
,
909 6 8
,
909 8 5
,
091 7
,
184
735005 x DKB599 9 5
,
727 0 3
,
273 5 8
,
273 8 4
,
727 8
,
703**
735005 x BR304 14 8
,
909 0 5
,
091 0 5
,
091 8 2
,
909 22
,
000**
735005 x BR310 14 11
,
455 4 6
,
545 0 2
,
545 4 1
,
455 8
,
556**
735005 x BRS308 12 7
,
636 0 4
,
364 2 6
,
364 8 3
,
636 15
,
086**
735005 x 9920044 12 7
,
636 0 4
,
364 2 6
,
364 8 3
,
636 15
,
086**
735005 x 9920045 12 7
,
636 0 4
,
364 2 6
,
364 8 3
,
636 15
,
086**
735005 x 1G150 14 9
,
545 1 5
,
455 0 4
,
455 7 2
,
545 17
,
967**
735005 x DAS740 14 14
,
000 8 8
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x DKB599 8 3
,
273 1 5
,
727 0 4
,
727 13 8
,
273 18
,
159**
P. Ne
g
ra x BR304 5 1
,
818 0 3
,
182 3 6
,
182 14 10
,
818 11
,
324**
P. Ne
g
ra x BR310 8 5
,
091 6 8
,
909 0 2
,
909 8 5
,
091 7
,
184
P. Ne
g
ra x BRS308 8 6
,
545 10 11
,
455 0 1
,
455 4 2
,
545 2
,
794
P. Ne
g
ra x 9920044 8 4
,
364 4 7
,
636 0 3
,
636 10 6
,
364 10
,
476**
P. Ne
g
ra x 9920045 8 4
,
364 4 7
,
636 0 3
,
636 10 6
,
364 10
,
476**
P. Ne
g
ra x 1G150 8 5
,
455 7 9
,
545 0 2
,
545 7 4
,
455 5
,
867
P. Ne
g
ra x DAS740 8 8
,
000 14 14
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05).
147
148
TABELA 3B Número observado (FO) e esperado (FE) de 39 isolados de C. sublineolum com virulência a 105
combinações entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de associação negativa de virulência,
por meio do teste estatístico qui-quadrado (χ
2
).
Jardinó
p
olis
,
SP
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO FE FO FE FO FE FO FE
χ
2
calculado
BR009 x SC283
0
0,000
38
38,00
0
0,000
1
1,000
0,000
BR009 x Volumax 0 0
,
000 39 39
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BR009 x 1F305 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 22 22
,
000 0
,
000
BR009 x SHS500 0 0
,
000 14 14
,
000 0 0
,
000 25 25
,
000 0
,
000
BR009 x 735005 0 0
,
000 22 22
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0
,
000
BR009 x P. Ne
g
ra 0 0
,
000 30 30
,
000 0 0
,
000 9 9
,
000 0
,
000
BR009 x DKB599 0 0
,
000 11 11
,
000 0 0
,
000 28 28
,
000 0
,
000
BR009 x BR304 0 0
,
000 21 21
,
000 0 0
,
000 18 18
,
000 0
,
000
BR009 x BR310 0 0
,
000 28 28
,
000 0 0
,
000 11 11
,
000 0
,
000
BR009 x BRS308 0 0
,
000 19 19
,
000 0 0
,
000 20 20
,
000 0
,
000
BR009 x 9920044 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 22 22
,
000 0
,
000
BR009 x 9920045 0 0
,
000 21 21
,
000 0 0
,
000 18 18
,
000 0
,
000
BR009 x 1G150 0 0
,
000 22 22
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0
,
000
BR009 x DAS740 0 0
,
000 39 39
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
SC283 x Volumax 38 38
,
000 1 1
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
SC283 x 1F305 16 16
,
564 1 0
,
436 22 21
,
436 0 0
,
564 1
,
328
SC283 x SHS500 13 13
,
641 1 0
,
359 25 24
,
359 0 0
,
641 1
,
833
SC283 x 735005 21 21
,
436 1 0
,
564 17 16
,
564 0 0
,
436 0
,
793
SC283 x P. Ne
g
ra 29 29
,
231 1 0
,
769 9 8
,
769 0 0
,
231 0
,
308
SC283 x DKB599 10 10
,
718 1 0
,
282 28 27
,
282 0 0
,
718 2
,
612
SC283 x BR304 20 20
,
462 1 0
,
538 18 17
,
538 0 0
,
462 0
,
880
SC283 x BR310 27 27
,
282 1 0
,
718 11 10
,
718 0 0
,
282 0
,
403
SC283 x BRS308 18 18
,
513 1 0
,
487 20 19
,
487 0 0
,
513 1
,
080
SC283 x 9920044 16 16
,
564 1 0
,
436 22 21
,
436 0 0
,
564 1
,
328
SC283 x 9920045 20 20
,
462 1 0
,
538 18 17
,
538 0 0
,
462 0
,
880
SC283 x 1G150 21 21
,
436 1 0
,
564 17 16
,
564 0 0
,
436 0
,
793
SC283 x DAS740 38 38
,
000 1 1
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
148
149
“TABELA 3B, Cont.”
Jardinó
p
olis
,
SP
1
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
Volumaxx1F305
17
17,000
0
0,000
22
22,000
0
0,000
0,000
Volumax x SHS500 14 14
,
000 0 0
,
000 25 25
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 735005 22 22
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x P. Ne
g
ra 30 30
,
000 0 0
,
000 9 9
,
00000
,
000 0
,
000
Volumax x DKB599 11 11
,
000 0 0
,
000 28 28
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR304 21 21
,
000 0 0
,
000 18 18
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR310 28 28
,
000 0 0
,
000 11 11
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BRS308 19 19
,
000 0 0
,
000 20 20
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920044 17 17
,
000 0 0
,
000 22 22
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920045 21 21
,
000 0 0
,
000 18 18
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 1G150 22 22
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x DAS740 39 39
,
000 0 0
,
000 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
1F305 x SHS500 7 6
,
10377
,
897 10 10
,
897 15 14
,
103 0
,
365
1F305 x 735005 11 9
,
590 11 12
,
410 6 7
,
410 11 9
,
590 0
,
843
1F305 x P. Ne
g
ra 14 13
,
077 16 16
,
923 3 3
,
92365
,
077 0
,
501
1F305 x DKB599 7 4
,
79546
,
205 10 12
,
205 18 15
,
795 2
,
504
1F305 x BR304 13 9
,
154 8 11
,
846 4 7
,
846 14 10
,
154 6
,
207
1F305 x BR310 16 12
,
205 12 15
,
795 1 4
,
795 10 6
,
205 7
,
416
1F305 x BRS308 16 8
,
282 3 10
,
718 1 8
,
718 19 11
,
282 24
,
862**
1F305 x 9920044 10 7
,
41079
,
590 7 9
,
590 15 12
,
410 2
,
844
1F305 x 9920045 10 9
,
154 11 11
,
846 7 7
,
846 11 10
,
154 0
,
300
1F305 x 1G150 12 9
,
590 10 12
,
410 5 7
,
410 12 9
,
590 2
,
464
1F305 x DAS740 17 17
,
000 22 22
,
000 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
149
150
“TABELA 3B, Cont.”
Jardinó
p
olis
,
SP
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
SHS500 x 735005
14
7,897
8
14,103
0
6,103
17
10,897
16,876
**
SHS500 x P. Ne
g
ra 14 10
,
769 16 19
,
231 0 3
,
231 9 5
,
769 6
,
552
SHS500 x D
K
B599 6 3
,
949 5 7
,
051 8 10
,
051 20 17
,
949 2
,
315
SHS500 x BR304 10 7
,
538 11 13
,
462 4 6
,
462 14 11
,
538 2
,
717
SHS500 x BR310 11 10
,
051 17 17
,
949 3 3
,
949 8 7
,
051 0
,
495
SHS500 x BRS308 9 6
,
821 10 12
,
179 5 7
,
179 15 12
,
821 2
,
119
SHS500 x 9920044 10 6
,
103 7 10
,
897 4 7
,
897 18 14
,
103 6
,
884
SHS500 x 9920045 13 7
,
538 8 13
,
462 1 6
,
462 17 11
,
538 13
,
374**
SHS500 x 1G150 13 7
,
897 9 14
,
103 1 6
,
103 16 10
,
897 11
,
799**
SHS500 x DAS740 14 14
,
000 25 25
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
735005 x P. Ne
g
ra 22 16
,
923 8 13
,
077 0 5
,
077 9 3
,
923 15
,
141**
735005 x DKB599 6 3
,
949 5 7
,
051 8 10
,
051 20 17
,
949 2
,
315
735005 x BR304 10 7
,
538 11 13
,
462 4 6
,
462 14 11
,
538 2
,
717
735005 x BR310 11 10
,
051 17 17
,
949 3 3
,
949 8 7
,
051 0
,
495
735005 x BRS308 9 6
,
821 10 12
,
179 5 7
,
179 15 12
,
821 2
,
119
735005 x 9920044 10 6
,
103 7 10
,
897 4 7
,
897 18 14
,
103 6
,
884
735005 x 9920045 13 7
,
538 8 13
,
462 1 6
,
462 17 11
,
538 13
,
374**
735005 x 1G150 13 7
,
897 9 14
,
103 1 6
,
103 16 10
,
897 11
,
799**
735005 x DAS740 14 14
,
000 25 25
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x DKB599 11 8
,
462 0 2
,
538 19 21
,
538 9 6
,
462 4
,
596
P. Ne
g
ra x BR304 21 16
,
154 0 4
,
846 9 13
,
846 9 4
,
154 13
,
650**
P. Ne
g
ra x BR310 28 21
,
538 0 6
,
462 2 8
,
462 9 2
,
538 29
,
782**
P. Ne
g
ra x BRS308 19 14
,
615 0 4
,
385 11 15
,
385 9 4
,
615 11
,
115**
P. Ne
g
ra x 9920044 17 13
,
077 0 3
,
923 13 16
,
923 9 5
,
077 9
,
041**
P. Ne
g
ra x 9920045 21 16
,
154 0 4
,
846 9 13
,
846 9 4
,
154 13
,
650**
P. Ne
g
ra x 1G150 22 16
,
923 0 5
,
077 8 13
,
077 9 3
,
923 15
,
141**
P. Ne
g
ra x DAS740 30 30
,
000 9 9
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
150
151
“TABELA 3B, Cont.”
Jardinó
p
olis
,
SP
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
DKB599 x
BR304
9
5,923
12
15,077
2
5,077
16
12,923
4,824
DKB599 x BR310 9 7
,
897 19 20
,
103 2 3
,
103 9 7
,
897 0
,
760
DKB599 x BRS308 9 5
,
359 10 13
,
641 2 5
,
641 18 14
,
359 6
,
719
DKB599 x 9920044 5 4
,
795 12 12
,
205 6 6
,
205 16 15
,
795 0
,
022
DKB599 x 9920045 8 5
,
923 13 15
,
077 3 5
,
077 15 12
,
923 2
,
198
DKB599 x 1G150 9 6
,
205 13 15
,
795 2 4
,
795 15 12
,
205 4
,
022
DKB599 x DAS740 11 11
,
000 28 28
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BR304 x BR310 21 15
,
077 7 12
,
923 0 5
,
923 11 5
,
077 17
,
875**
BR304 x BRS308 19 10
,
231 0 8
,
769 2 10
,
769 18 9
,
231 31
,
757**
BR304 x 9920044 17 9
,
15407
,
846 4 11
,
846 18 10
,
154 25
,
831**
BR304 x 9920045 21 11
,
308 0 9
,
692 0 9
,
692 18 8
,
308 39
,
000**
BR304 x 1G150 21 11
,
846 1 10
,
154 0 9
,
154 17 7
,
846 35
,
159**
BR304 x DAS740 21 21
,
000 18 18
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BR310 x BRS308 19 13
,
641 0 5
,
359 9 14
,
359 11 5
,
641 14
,
555**
BR310 x 9920044 17 12
,
205 0 4
,
795 11 15
,
795 11 6
,
205 11
,
839**
BR310 x 9920045 21 15
,
077 0 5
,
923 7 12
,
923 11 5
,
077 17
,
875**
BR310 x 1G150 22 15
,
795 0 6
,
205 6 12
,
205 11 4
,
795 19
,
828**
BR310 x DAS740 28 28
,
000 11 11
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BRS308 x 9920044 10 8
,
28278
,
718 9 10
,
718 13 11
,
282 1
,
232
BRS308 x 9920045 11 10
,
231 10 10
,
769 8 8
,
769 10 9
,
231 0
,
244
BRS308 x 1G150 14 10
,
718 8 11
,
282 5 8
,
282 12 8
,
718 4
,
496
BRS308 x DAS740 19 19
,
000 20 20
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
9920044 x 9920045 15 9
,
154 6 11
,
846 2 7
,
846 16 10
,
154 14
,
341**
9920044 x 1G150 15 9
,
590 7 12
,
410 2 7
,
410 15 9
,
590 12
,
413**
9920044 x DAS740 17 17
,
000 22 22
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
9920045 x 1G150 16 11
,
846 6 10
,
154 5 9
,
154 12 7
,
846 7
,
240
9920045 x DAS740 21 21
,
000 18 18
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1G150 x DAS740 22 22
,
000 17 17
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05)
.
151
152
TABELA 4B Número observado (FO) e esperado (FE) de 7 isolados de C. sublineolum com virulência a 105
combinações entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de associação negativa de virulência,
por meio do teste estatístico qui-quadrado (χ
2
).
Patos de Minas, MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
BR009 x SC83
0
0,000
6
6,000
0
0,000
1
1,000
0,000
BR009 x Volumax 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR009 x 1F305 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR009 x SHS500 0 0
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR009 x 735005 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
BR009 x P. Ne
g
ra 0 0
,
000 4 4
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0
,
000
BR009 x DKB599 0 0
,
000 2 2
,
000 0 0
,
000 5 5
,
000 0
,
000
BR009 x BR304 0 0
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR009 x BR310 0 0
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR009 x BRS308 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR009 x 9920044 0 0
,
000 3 3
,
000 0 0
,
000 4 4
,
000 0
,
000
BR009 x 9920045 0 0
,
000 4 4
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0
,
000
BR009 x 1G150 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR009 x DAS740 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
SC283 x Volumax 6 5
,
143 0 0
,
857 0 0
,
857 1 0
,
143 7
,
000
SC283 x 1F305 4 4
,
286 1 0
,
714 2 1
,
714 0 0
,
286 0
,
467
SC283 x SHS500 1 0
,
857 0 0
,
142 5 5
,
143 1 0
,
857 0
,
194
SC283 x 735005 4 3
,
429 0 0
,
571 2 2
,
571 1 0
,
429 1
,
556
SC283 x P. Ne
g
ra 4 3
,
429 0 0
,
571 2 2
,
571 1 0
,
429 0
,
889
SC283 x DKB599 0 0
,
000 0 0
,
000 6 6
,
000 1 1
,
000 0
,
000
SC283 x BR304 0 0
,
000 0 0
,
000 6 6
,
000 1 1
,
000 0
,
000
SC283 x BR310 0 0
,
000 0 0
,
000 6 6
,
000 1 1
,
000 0
,
000
SC283 x BRS308 4 4
,
286 1 0
,
714 2 1
,
714 0 0
,
286 0
,
467
SC283 x 9920044 2 1
,
714 0 0
,
2856 4 4
,
286 1 0
,
714 0
,
467
SC283 x 9920045 4 3
,
429 0 0
,
571 2 2
,
571 1 0
,
429 1
,
556
SC283 x 1G150 5 4
,
286 0 0
,
714 1 1
,
714 1 0
,
286 2
,
917
SC283 x DAS740 6 5
,
143 0 0
,
857 0 0
,
857 1 0
,
143 7
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
152
153
“TABELA 4B, Cont.”
Patos de Minas, MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
Volumaxx1F305
4
4,286
1
0,714
2
1,714
0
0,286
0,467
Volumax x SHS500 1 0
,
857 0 0
,
143 5 5
,
143 1 0
,
857 0
,
194
Volumax x 735005 4 3
,
429 0 0
,
571 2 2
,
571 1 0
,
429 0
,
889
Volumax x P. Ne
g
ra 4 3
,
429 0 0
,
571 2 2
,
571 1 0
,
429 1
,
556
Volumax x DKB599 0 0
,
000 0 0
,
000 6 6
,
000 1 1
,
000 0
,
000
Volumax x BR304 0 0
,
000 0 0
,
000 6 6
,
000 1 1
,
000 0
,
000
Volumax x BR310 0 0
,
000 0 0
,
000 6 6
,
000 1 1
,
000 0
,
000
Volumax x BRS308 4 4
,
286 1 0
,
714 2 1
,
714 0 0
,
286 0
,
467
Volumax x 9920044 2 1
,
714 0 0
,
286 4 4
,
286 1 0
,
714 0
,
467
Volumax x 9920045 4 3
,
429 0 0
,
571 2 2
,
571 1 0
,
429 1
,
556
Volumax x 1G150 5 4
,
286 0 0
,
714 1 1
,
714 1 0
,
286 2
,
917
Volumax x DAS740 6 5
,
143 0 0
,
857 0 0
,
857 1 0
,
143 7
,
000
1F305 x SHS500 1 0
,
714 0 0
,
286 4 4
,
286 2 1
,
714 0
,
067
1F305 x 735005 4 2
,
857 0 1
,
143 1 2
,
143 2 0
,
857 3
,
733
1F305 x P. Ne
g
ra 4 2
,
857 0 1
,
143 1 2
,
143 2 0
,
857 3
,
733
1F305 x DKB599 0 0
,
000 0 0
,
000 5 5
,
000 2 2
,
000 0
,
000
1F305 x BR304 0 0
,
000 0 0
,
000 5 5
,
000 2 2
,
000 0
,
000
1F305 x BR310 0 0
,
000 0 0
,
000 5 5
,
000 2 2
,
000 0
,
000
1F305 x BRS308 5 3
,
571 0 1
,
429 0 1
,
429 2 0
,
571 7
,
000
1F305 x 9920044 2 1
,
429 0 0
,
571 3 3
,
571 2 1
,
429 1
,
120
1F305 x 9920045 4 2
,
857 0 1
,
143 1 2
,
143 2 0
,
857 3
,
733
1F305 x 1G150 3 3
,
571 2 1
,
429 2 1
,
429 0 0
,
571 1
,
120
1F305 x DAS740 4 4
,
286 2 1
,
714 1 0
,
714 0 0
,
286 0
,
333
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
1
53
154
“TABELA 4B, Cont.”
Patos de Minas
,
MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
SHS500 x 735005
1
0,571
3
3,429
0
0,429
3
2,571
0,875
SHS500 x P. Ne
g
ra 1 0
,
57133
,
429 0 0
,
429 3 2
,
571 0
,
875
SHS500 x DKB599 0 0
,
00000
,
000 1 1
,
000 6 6
,
000 0
,
000
SHS500 x BR304 0 0
,
00000
,
000 1 1
,
000 6 6
,
000 0
,
000
SHS500 x BR310 0 0
,
00000
,
000 1 1
,
000 6 6
,
000 0
,
000
SHS500 x BRS308 1 0
,
71444
,
286 0 0
,
286 2 1
,
714 0
,
467
SHS500 x 9920044 0 0
,
28621
,
714 1 0
,
714 4 4
,
286 0
,
467
SHS500 x 9920045 1 0
,
57133
,
429 0 0
,
429 3 2
,
571 0
,
500
SHS500 x 1G150 1 0
,
71444
,
286 0 0
,
286 2 1
,
714 0
,
467
SHS500 x DAS740 1 0
,
85755
,
143 0 0
,
143 1 0
,
857 0
,
194
735005 x P. Ne
g
ra 3 2
,
28611
,
714 1 1
,
714 2 1
,
286 1
,
215
735005 x DKB599 0 0
,
00000
,
000 4 4
,
000 3 3
,
000 0
,
000
735005 x BR304 0 0
,
00000
,
000 4 4
,
000 3 3
,
000 0
,
000
735005 x BR310 0 0
,
00000
,
000 4 4
,
000 3 3
,
000 0
,
000
735005 x BRS308 4 2
,
85712
,
143 0 1
,
143 2 0
,
857 2
,
667
735005 x 9920044 2 1
,
14300
,
857 2 2
,
857 3 2
,
143 2
,
100
735005 x 9920045 4 2
,
28601
,
714 0 1
,
714 3 1
,
286 7
,
000
735005 x 1G150 3 2
,
85722
,
143 1 1
,
143 1 0
,
857 0
,
058
735005 x DAS740 4 2
,
85712
,
143 0 1
,
143 2 0
,
857 3
,
733
P. Ne
g
ra x DKB599 0 0
,
00000
,
000 4 4
,
000 3 3
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x BR304 0 0
,
00000
,
000 4 4
,
000 3 3
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x BR310 0 0
,
00000
,
000 4 4
,
000 3 3
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x BRS308 3 2
,
85722
,
143 1 1
,
143 1 0
,
857 0
,
058
P. Ne
g
ra x 9920044 2 1
,
14300
,
857 2 2
,
857 3 2
,
143 2
,
100
P. Ne
g
ra x 9920045 3 2
,
28611
,
714 1 1
,
714 2 1
,
286 1
,
215
P. Ne
g
ra x 1G150 3 2
,
85722
,
143 1 1
,
143 1 0
,
857 0
,
058
P. Ne
g
ra x DAS740 4 3
,
42922
,
571 0 0
,
571 1 0
,
429 1
,
556
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
154
155
“TABELA 4B, Cont.”
Patos de Minas
,
MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
DKB599 x
BR304
0
0,000
0
0,000
0
0,000
7
7,000
0,000
DKB599 x BR310 0 0
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
DKB599 x BRS308 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
DKB599 x 9920044 0 0
,
000 2 2
,
000 0 0
,
000 5 5
,
000 0
,
000
DKB599 x 9920045 0 0
,
000 4 4
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0
,
000
DKB599 x 1G150 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
DKB599 x DAS740 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR304 x BR310 0 0
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
BR304 x BRS308 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
BR304 x 9920044 0 0
,
000 2 2
,
000 0 0
,
000 5 5
,
000 0
,
000
BR304 x 9920045 0 0
,
000 4 4
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0
,
000
BR304 x 1G150 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
BR304 x DAS740 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR310 x BRS308 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
BR310 x 9920044 0 0
,
000 2 2
,
000 0 0
,
000 5 5
,
000 0
,
000
BR310 x 9920045 0 0
,
000 4 4
,
000 0 0
,
000 3 3
,
000 0
,
000
BR310 x 1G150 0 0
,
000 5 5
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
BR310 x DAS740 0 0
,
000 6 6
,
000 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BRS308 x 9920044 2 1
,
429 0 2
,
000 3 3
,
571 2 5
,
000 3
,
800
BRS308 x 9920045 4 2
,
857 0 4
,
000 1 2
,
143 2 3
,
000 4
,
333
BRS308 x 1G150 3 3
,
571 2 5
,
000 2 1
,
429 0 2
,
000 3
,
800
BRS308 x DAS740 4 4
,
286 2 6
,
000 1 0
,
714 0 1
,
000 3
,
667
9920044 x 9920045 2 1
,
143 2 4
,
000 0 0
,
857 3 3
,
000 1
,
000
9920044 x 1G150 2 1
,
429 3 5
,
000 0 0
,
571 2 2
,
000 0
,
800
9920044 x DAS740 2 3
,
429 4 6
,
000 0 0
,
286 1 1
,
000 0
,
667
9920045 x 1G150 3 2
,
857 2 5
,
000 1 1
,
143 1 2
,
000 2
,
300
9920045 x DAS740 4 3
,
429 2 6
,
000 0 0
,
571 1 1
,
000 2
,
667
1G150 x DAS740 5 4
,
286 1 6
,
000 0 0
,
714 1 1
,
000 4
,
167
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05).
155
156
TABELA 5B Número observado (FO) e esperado (FE) de 23 isolados de C. sublineolum com virulência a 105
combinações entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de associação negativa de virulência,
por meio do teste estatístico qui-quadrado (χ
2
).
Pelotas
,
RS
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbrido
s
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
BR009 x SC83
0
0,000
21
21,00
0
0,000
2
2,000
0,000
BR009 x Volumax 0 0
,
000 23 23
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BR009 x 1F305 0 0
,
000 23 23
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
BR009 x SHS500 0 0
,
000 4 4
,
00 0 0
,
000 19 19
,
000 0
,
000
BR009 x 735005 0 0
,
000 13 13
,
00 0 0
,
000 10 10
,
000 0
,
000
BR009 x P. Ne
g
ra 0 0
,
000 22 22
,
00 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR009 x DKB599 0 0
,
000 1 1
,
00 0 0
,
000 22 22
,
000 0
,
000
BR009 x BR304 0 0
,
000 2 2
,
00 0 0
,
000 21 21
,
000 0
,
000
BR009 x BR310 0 0
,
000 3 3
,
00 0 0
,
000 20 20
,
000 0
,
000
BR009 x BRS308 0 0
,
000 22 22
,
00 0 0
,
000 1 1
,
000 0
,
000
BR009 x 9920044 0 0
,
000 7 7
,
00 0 0
,
000 16 16
,
000 0
,
000
BR009 x 9920045 0 0
,
000 11 11
,
00 0 0
,
000 12 12
,
000 0
,
000
BR009 x 1G150 0 0
,
000 18 18
,
00 0 0
,
000 5 5
,
000 0
,
000
BR009 x DAS740 0 0
,
000 23 23
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
SC283 x Volumax 21 21
,
000 2 2
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
SC283 x 1F305 21 21
,
000 2 2
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
SC283 x SHS500 3 3
,
652 1 0
,
35 18 17
,
348 1 1
,
652 1
,
621
SC283 x 735005 11 11
,
870 2 1
,
13 10 9
,
130 0 0
,
870 1
,
685
SC283 x P. Ne
g
ra 20 20
,
087 2 1
,
91 1 0
,
913 0 0
,
087 0
,
100
SC283 x DKB599 1 0
,
913 0 0
,
09 20 20
,
087 2 1
,
913 0
,
100
SC283 x BR304 2 1
,
826 0 0
,
17 19 19
,
174 2 1
,
826 0
,
209
SC283 x BR310 3 2
,
739 0 0
,
26 18 18
,
261 2 1
,
739 0
,
329
SC283 x BRS308 20 20
,
087 2 1
,
91 1 0
,
913 0 0
,
087 0
,
100
SC283 x 9920044 7 6
,
391 0 0
,
61 14 14
,
609 2 1
,
391 0
,
958
SC283 x 9920045 11 10
,
043 0 0
,
96 10 10
,
957 2 1
,
043 2
,
008
SC283 x 1G150 16 16
,
435 2 1
,
57 5 4
,
565 0 0
,
435 0
,
608
SC283 x DAS740 21 21
,
000 2 2
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
156
157
“TABELA 5B, Cont.”
Pelotas
,
RS
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
Volumaxx1F305
23
23,000
0
0,00
0
0,000
0
0,000
0,000
Volumax x SHS500 4 4
,
000 0 0
,
00 19 19
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 735005 13 13
,
000 0 0
,
00 10 10
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x P. Ne
g
ra 22 22
,
000 0 0
,
00 1 1
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x DKB599 1 1
,
000 0 0
,
00 22 22
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR304 2 2
,
000 0 0
,
00 21 21
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BR310 3 3
,
000 0 0
,
00 20 20
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x BRS308 22 22
,
000 0 0
,
00 1 1
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920044 7 7
,
000 0 0
,
00 16 16
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 9920045 11 11
,
000 0 0
,
00 12 12
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x 1G150 18 18
,
000 0 0
,
00 5 5
,
000 0 0
,
000 0
,
000
Volumax x DAS740 23 23
,
000 0 0
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x SHS500 4 4
,
000 0 0
,
00 19 19
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x 735005 13 13
,
000 0 0
,
00 10 10
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x P. Ne
g
ra 22 22
,
000 0 0
,
00 1 1
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x DKB599 1 1
,
000 0 0
,
00 22 22
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x BR304 2 2
,
000 0 0
,
00 21 21
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x BR310 3 3
,
000 0 0
,
00 20 20
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x BRS308 22 22
,
000 0 0
,
00 1 1
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x 9920044 7 7
,
000 0 0
,
00 16 16
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x 9920045 11 11
,
000 0 0
,
00 12 12
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x 1G150 18 18
,
000 0 0
,
00 5 5
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1F305 x DAS740 23 23
,
000 0 0
,
00 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
157
158
“TABELA 5B, Cont.”
Pelotas
,
RS
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
SHS500 x 735005
4
2,261
9
10,739
0
1,739
10
8,261
3,725
SHS500 x P. Ne
g
ra 4 3
,
826 18 18
,
174 0 0
,
174 1 0
,
826 0
,
220
SHS500 x DKB599 1 0
,
174 0 0
,
826 3 3
,
826 19 18
,
174 4
,
966
SHS500 x BR304 2 0
,
348 0 1
,
652 2 3
,
652 19 17
,
348 10
,
405**
SHS500 x BR310 1 0
,
522 2 2
,
478 3 3
,
478 17 16
,
522 0
,
610
SHS500 x BRS308 4 3
,
826 18 18
,
174 0 0
,
174 1 0
,
826 0
,
220
SHS500 x 9920044 3 1
,
217 4 5
,
783 1 2
,
783 15 13
,
217 4
,
542
SHS500 x 9920045 3 1
,
913 8 9
,
087 1 2
,
087 11 9
,
913 1
,
433
SHS500 x 1G150 3 3
,
130 15 14
,
870 1 0
,
870 4 4
,
130 0
,
030
SHS500 x DAS740 4 4
,
000 19 19
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
735005 x P. Ne
g
ra 13 12
,
435 9 9
,
565 0 0
,
565 1 0
,
435 1
,
359
735005 x DKB599 1 0
,
565 0 0
,
435 12 12
,
435 10 9
,
565 0
,
804
735005 x BR304 2 1
,
130 0 0
,
870 11 11
,
870 10 9
,
130 1
,
685
735005 x BR310 3 1
,
696 0 1
,
304 10 11
,
304 10 8
,
696 2
,
654
735005 x BRS308 13 12
,
435 9 9
,
565 0 0
,
565 1 0
,
435 1
,
359
735005 x 9920044 7 3
,
957 0 3
,
043 6 9
,
043 10 6
,
957 7
,
740
735005 x 9920045 11 6
,
217 0 4
,
783 2 6
,
783 10 5
,
217 16
,
218**
735005 x 1G150 13 10
,
174 5 7
,
826 0 2
,
826 5 2
,
174 8
,
306**
735005 x DAS740 13 13
,
000 10 10
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
P. Ne
g
ra x DKB599 1 0
,
957 0 0
,
043 21 21
,
043 1 0
,
957 0
,
048
P. Ne
g
ra x BR304 2 1
,
913 0 0
,
087 20 20
,
087 1 0
,
913 0
,
100
P. Ne
g
ra x BR310 3 2
,
870 0 0
,
130 19 19
,
130 1 0
,
870 0
,
157
P. Ne
g
ra x BRS308 22 21
,
043 0 0
,
957 0 0
,
957 1 0
,
043 23
,
000**
P. Ne
g
ra x 9920044 7 6
,
696 0 0
,
304 15 15
,
304 1 0
,
696 0
,
457
P. Ne
g
ra x 9920045 11 10
,
522 0 0
,
478 11 11
,
478 1 0
,
522 0
,
958
P. Ne
g
ra x 1G150 18 17
,
217 0 0
,
783 4 4
,
783 1 0
,
217 3
,
764
P. Ne
g
ra x DAS740 22 22
,
000 1 1
,
000 0 0
,
000 0 0
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
158
159
“TABELA 5B, Cont.”
Pelotas
,
RS
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
DKB599 x
BR304
1
0,087
1
1,91
0
0,913
21
20,087
10,977
**
DKB599 x BR310 1 0
,
130 2 2
,
87 0 0
,
870 20 19
,
130 6
,
970
DKB599 x BRS308 1 0
,
957 21 21
,
04 0 0
,
04310
,
957 0
,
048
DKB599 x 9920044 1 0
,
304 6 6
,
70 0 0
,
696 16 15
,
304 2
,
390
DKB599 x 9920045 1 0
,
478 10 10
,
52 0 0
,
522 12 11
,
478 1
,
140
DKB599 x 1G150 1 0
,
783 17 17
,
22 0 0
,
21754
,
783 0
,
290
DKB599 x DAS740 1 1
,
000 22 22
,
00 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
BR304 x BR310 2 0
,
261 1 2
,
74 0 1
,
739 20 18
,
261 14
,
603**
BR304 x BRS308 2 1
,
913 20 20
,
09 0 0
,
08710
,
913 0
,
100
BR304 x 9920044 2 0
,
609 5 6
,
39 0 1
,
391 16 14
,
609 5
,
007
BR304 x 9920045 2 0
,
957 9 10
,
04 0 1
,
043 12 10
,
957 2
,
390
BR304 x 1G150 2 1
,
565 16 16
,
43 0 0
,
43554
,
565 0
,
608
BR304 x DAS740 2 2
,
000 21 21
,
00 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
BR310 x BRS308 3 2
,
870 19 19
,
13 0 0
,
13010
,
870 0
,
157
BR310 x 9920044 3 0
,
913 4 6
,
09 0 2
,
087 16 13
,
913 7
,
886**
BR310 x 9920045 3 1
,
435 8 9
,
57 0 1
,
565 12 10
,
435 3
,
764
BR310 x 1G150 3 2
,
348 15 15
,
65 0 0
,
65254
,
348 0
,
958
BR310 x DAS740 3 3
,
000 20 20
,
00 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
BRS308 x 9920044 7 6
,
696 0 0
,
30 15 15
,
304 1 0
,
696 0
,
457
BRS308 x 9920045 11 10
,
522 0 0
,
48 11 11
,
478 1 0
,
522 0
,
958
BRS308 x 1G150 17 17
,
217 1 0
,
78 5 4
,
78300
,
217 0
,
290
BRS308 x DAS740 22 22
,
000 1 1
,
00 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
9920044 x 9920045 6 3
,
348 5 7
,
65 1 3
,
652 11 8
,
348 5
,
789
9920044 x 1G150 5 5
,
478 13 12
,
52 2 1
,
52233
,
478 0
,
276
9920044 x DAS740 7 7
,
000 16 16
,
00 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
9920045 x 1G150 7 7
,
727 10 9
,
27 3 2
,
27322
,
727 0
,
552
9920045 x DAS740 11 11
,
000 12 12
,
00 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
1G150 x DAS740 18 18
,
000 5 5
,
00 0 0
,
00000
,
000 0
,
000
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05).
159
160
TABELA 6B Número observado (FO) e esperado (FE) de 42 isolados de C. sublineolum com virulência a 105
combinações entre híbridos de sorgo, baseando-se na hipótese de associação negativa de
virulência, por meio do teste estatístico qui-quadrado (χ
2
).
Sete La
g
oas
,
MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
BR009 x SC83
0
0,00
31
31,000
0
0,000
11
11,000
0,000
BR009 x Volumax 0 0
,
000 40 40
,
000 0 0
,
000 2 2
,
000 0
,
000
BR009 x 1F305 0 0
,
000 27 27
,
000 0 0
,
000 15 15
,
000 0
,
000
BR009 x SHS500 0 0
,
00022
,
000 0 0
,
000 40 40
,
000 0
,
000
BR009 x 735005 0 0
,
000 16 16
,
000 0 0
,
000 26 26
,
000 0
,
000
BR009 x P. Ne
g
ra 0 0
,
000 25 25
,
000 0 0
,
000 17 17
,
000 0
,
000
BR009 x DKB599 0 0
,
000 12 12
,
000 0 0
,
000 30 30
,
000 0
,
000
BR009 x BR304 0 0
,
00011
,
000 0 0
,
000 41 41
,
000 0
,
000
BR009 x BR310 0 0
,
00099
,
000 0 0
,
000 33 33
,
000 0
,
000
BR009 x BRS308 0 0
,
000 27 27
,
000 0 0
,
000 15 15
,
000 0
,
000
BR009 x 9920044 0 0
,
00055
,
000 0 0
,
000 37 37
,
000 0
,
000
BR009 x 9920045 0 0
,
00099
,
000 0 0
,
000 33 33
,
000 0
,
000
BR009 x 1G150 0 0
,
000 23 23
,
000 0 0
,
000 19 19
,
000 0
,
000
BR009 x DAS740 0 0
,
000 35 35
,
000 0 0
,
000 7 7
,
000 0
,
000
SC283 x Volumax 30 29
,
524 10 10
,
476 1 1
,
476 1 0
,
524 0
,
616
SC283 x 1F305 23 19
,
929 4 7
,
071 8 11
,
071 7 3
,
929 5
,
061
SC283 x SHS500 2 1
,
47600
,
524 29 29
,
524 11 10
,
476 0
,
745
SC283 x 735005 13 11
,
810 3 4
,
190 18 19
,
190 8 6
,
810 0
,
740
SC283 x P. Ne
g
ra 20 18
,
452 5 6
,
548 11 12
,
548 6 4
,
452 1
,
224
SC283 x DKB599 11 8
,
85713
,
143 20 22
,
143 10 7
,
857 2
,
771
SC283 x BR304 1 0
,
73800
,
262 30 30
,
262 11 10
,
738 0
,
363
SC283 x BR310 9 6
,
64302
,
357 22 24
,
357 11 8
,
643 4
,
065
SC283 x BRS308 24 19
,
929 3 7
,
071 7 11
,
071 8 3
,
929 8
,
893**
SC283 x 9920044 5 3
,
69001
,
310 26 27
,
310 11 9
,
690 2
,
014
SC283 x 9920045 9 6
,
64302
,
357 22 24
,
357 11 8
,
643 4
,
065
SC283 x 1G150 19 16
,
976 4 6
,
024 12 14
,
024 7 4
,
976 2
,
036
SC283 x DAS740 27 25
,
833 8 9
,
167 4 5
,
167 3 1
,
833 1
,
207
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
160
161
“TABELA 6B, Cont.”
Sete La
g
oas
,
MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
Volumax x 1F305
27
25,714
0
1,286
13
14,286
2
0,714
3,780
Volumax x SHS500
21
,
905 0 0
,
095 38 38
,
095 2 1
,
905 0
,
105
Volumax x 735005
16 15
,
238 0 0
,
762 24 24
,
762 2 1
,
238 1
,
292
Volumax x P. Negra
25 23
,
810 0 1
,
190 15 16
,
190 2 0
,
810 3
,
088
Volumax x DKB599
12 11
,
429 0 0
,
571 28 28
,
571 2 1
,
429 0
,
840
Volumax x
BR304
10
,
952 0 0
,
048 39 39
,
048 2 1
,
952 0
,
051
Volumax x
BR310
98
,
571 0 0
,
429 31 31
,
429 2 1
,
571 0
,
573
Volumax x BRS308
26 25
,
714 1 1
,
286 14 14
,
286 1 0
,
714 0
,
187
Volumax x 99
20044
54
,
762 0 0
,
238 35 35
,
238 2 1
,
762 0
,
284
Volumax x 9920045
98
,
571 0 0
,
429 31 31
,
429 2 1
,
571 0
,
573
Volumax x 1G150
22 21
,
905 1 1
,
095 18 18
,
095 1 0
,
905 0
,
019
Volumax x DAS740
34 33
,
333 1 1
,
667 6 6
,
667 1 0
,
333 1
,
680
1F305
xSHS500
11
,
286 1 0
,
714 26 25
,
714 14 14
,
286 0
,
187
1F305
x735005
13 10
,
286 3 5
,
714 14 16
,
714 12 9
,
286 3
,
240
1F305
xP.Negra
18 16
,
071 7 8
,
929 9 10
,
929 8 6
,
071 1
,
601
1F305
xDKB599
97
,
714 3 4
,
286 18 19
,
286 12 10
,
714 0
,
840
1F305
x
BR304
00
,
643 1 0
,
357 27 26
,
357 14 14
,
643 1
,
844
1F305
x
BR310
65
,
786 3 3
,
214 21 21
,
214 12 11
,
786 0
,
028
1F305
x BRS308
23 17
,
357 4 9
,
643 4 9
,
643 11 5
,
357 14
,
383**
1F305
x9920044
53
,
214 0 1
,
786 22 23
,
786 15 13
,
214 3
,
153
1F305
x9920045
75
,
786 2 3
,
214 20 21
,
214 13 11
,
786 0
,
908
1F305
x
1G150
21 14
,
786 2 8
,
214 6 12
,
214 13 6
,
786 16
,
166**
1F305
xDAS740
24 22
,
500 11 12
,
500 3 4
,
500 4 2
,
500 1
,
680
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
161
162
“TABELA 6B, Cont.”
Sete La
g
oas
,
MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híbridos
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
SHS500 x 735005
1
0,762
15
15,238
1
1,238
25
24,762
0,126
SHS500 x P. Negra
11
,
190 24 23
,
810 1 0
,
810 16 16
,
190 0
,
079
SHS500 x DKB599
00
,
571 12 11
,
429 2 1
,
429 28 28
,
571 0
,
840
SHS500 x
BR304
10
,
048 0 0
,
952 1 1
,
952 40 39
,
048 20
,
488**
SHS500 x
BR310
10
,
429 8 8
,
571 1 1
,
571 32 31
,
429 1
,
018
SHS500 x BRS308
11
,
286 26 25
,
714 1 0
,
714 14 14
,
286 0
,
187
SHS500 x 9920044
10
,
238 4 4
,
762 1 1
,
762 36 35
,
238 2
,
906
SHS500 x 9920045
00
,
429 9 8
,
571 2 1
,
571 31 31
,
429 0
,
573
SHS500 x 1G150
11
,
095 22 21
,
905 1 0
,
905 18 18
,
095 0
,
019
S
HS500 x DAS740
27
,
500 33 27
,
500 7 1
,
50005
,
500 30
,
800**
735005 x P. Negra
16 9
,
524 9 15
,
476 0 6
,
476 17 10
,
524 17
,
575**
735005 x DKB599
12 4
,
571 4 11
,
429 0 7
,
429 26 18
,
571 27
,
300**
735005 x
BR304
10
,
381 0 0
,
619 15 15
,
619 26 25
,
381 1
,
665
735005 x
BR31
0
93
,
429 0 5
,
571 7 12
,
571 26 20
,
429 18
,
614**
735005 x BRS308
16 10
,
286 11 16
,
714 0 5
,
714 15 9
,
286 14
,
359**
735005 x 9920044
51
,
905 0 3
,
095 11 14
,
095 26 22
,
905 9
,
223**
735005 x 9920045
93
,
429 0 5
,
571 7 12
,
571 26 20
,
429 18
,
614**
735005 x 1G150
16 8
,
762 7 14
,
238 0 7
,
238 19 11
,
762 21
,
351**
735005 x DAS740
16 13
,
333 19 21
,
667 0 2
,
66774
,
333 5
,
169
P. Negra x DKB599
12 7
,
143 0 4
,
857 13 17
,
857 17 12
,
143 11
,
424**
P. Negra x
BR304
10
,
595 0 0
,
405 24 24
,
405 17 16
,
595 0
,
697
P. Negra x
BR310
75
,
357 2 3
,
643 18 19
,
643 15 13
,
357 1
,
584
P. Negra x BRS308
25 16
,
071210
,
929 0 8
,
929 15 6
,
071 34
,
314**
P. Negra x 9920044
52
,
976 0 2
,
024 20 22
,
024 17 14
,
976 3
,
859
P. Negra x 9920045
95
,
357 0 3
,
643 16 19
,
643 17 13
,
357 7
,
789
P. Negra x 1G150
23 13
,
690 0 9
,
310 2 11
,
310 17 7
,
690 34
,
573**
P. Negra x DAS740
25 20
,
833 10 14
,
167 0 4
,
16772
,
833 12
,
353**
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05). “...continua...”
162
163
“TABELA 6B, Cont.”
Sete La
g
oas
,
MG
A
1
A
2
V
1
A
2
A
1
V
2
V
1
V
2
Combinações entre
híb id
FO
FE
FO
FE
FO
FE
FO
FE
χ
2
calculado
DKB599 x
BR304
0
0,286
1
0,714
12
11,714
29
29,286
0,410
DKB599 x BR310 4 2
,
571 5 6
,
429 8 9
,
429 25 23
,
571 1
,
414
DKB599 x BRS308 10 7
,
714 17 19
,
286 2 4
,
286 13 10
,
714 2
,
655
DKB599 x 9920044 1 1
,
429 4 3
,
571 11 10
,
571 26 26
,
429 0
,
204
DKB599 x 9920045 5 2
,
571 4 6
,
429 7 9
,
429 26 23
,
571 4
,
087
DKB599 x 1G150 9 6
,
571 14 16
,
429 3 5
,
429 16 13
,
571 2
,
778
DKB599 x DAS740 11 10
,
000 24 25
,
000 1 2
,
000 6 5
,
000 0
,
840
BR304 x BR310 1 0
,
571 23 23
,
429 0 0
,
429 18 17
,
571 0
,
768
BR304 x BRS308 1 0
,
643 26 26
,
357 0 0
,
357 15 14
,
643 0
,
569
BR304 x 9920044 1 0
,
119 4 4
,
881 0 0
,
881 37 36
,
119 7
,
580
BR304 x 9920045 1 0
,
214 8 8
,
786 0 0
,
786 33 32
,
214 3
,
756
BR304 x 1G150 1 0
,
548 22 22
,
452 0 0
,
452 19 18
,
548 0
,
846
BR304 x DAS740 1 0
,
833 34 34
,
167 0 0
,
167 7 6
,
833 0
,
205
BR310 x BRS308 9 5
,
786 18 21
,
214 0 3
,
214 15 11
,
786 6
,
364
BR310 x 9920044 5 1
,
071 0 3
,
929 4 7
,
929 33 29
,
071 20
,
811**
BR310 x 9920045 9 1
,
929 0 7
,
071 0 7
,
071 33 25
,
929 42
,
000**
BR310 x 1G150 9 4
,
929 14 18
,
071 0 4
,
071 19 14
,
929 9
,
462**
BR310 x DAS740 9 7
,
500 26 27
,
500 0 1
,
500 7 5
,
500 2
,
291
BRS308 x 9920044 5 3
,
214 0 1
,
786 22 23
,
786 15 13
,
214 3
,
153
BRS308 x 9920045 9 5
,
786 0 3
,
214 18 21
,
214 15 11
,
786 6
,
364
BRS308 x 1G150 21 14
,
786 2 8
,
214 6 12
,
214 13 6
,
786 16
,
166**
BRS308 x DAS740 24 22
,
500 11 12
,
500 3 4
,
500 4 2
,
500 1
,
680
9920044 x 9920045 1 1
,
071 8 7
,
929 4 3
,
929 29 29
,
071 0
,
007
9920044 x 1G150 4 2
,
738 19 20
,
262 1 2
,
262 18 16
,
738 1
,
459
9920044 x DAS740 4 4
,
167 31 30
,
833 1 0
,
833 6 6
,
167 0
,
045
9920045 x 1G150 7 4
,
929 16 18
,
071 2 4
,
071 17 14
,
929 2
,
449
9920045 x DAS740 8 7
,
500 27 27
,
500 1 1
,
500 6 5
,
500 0
,
255
1G150 x DAS740 21 19
,
167 14 15
,
833 2 3
,
833 5 3
,
167 2
,
326
1
A= avirulência e V= virulência. As duas letras juntas indica a reação do primeiro e do segundo genótipos,
respectivamente. χ2 tabelado = 7,815, *Associação negativamente significativa para virulência. **Associação
positivamente significativa para virulência (P< 0,05).
163
164
ANEXO C
FIGURA 1C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de 50 a 69 =
Sete Lagoas, MG...................................................................166
.
FIGURA 2C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
correspondea C. graminicola amostrado em milho.
Isolados de 71 a 92 = Sete Lagoas, MG, 101 e 108 =
Patos de Minas, MG, 111 a 138 = Goiânia, GO....................167
FIGURA 3C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados 139 a 152 = Goiânia, GO, 154 a 177 = Pelotas,
RS, 201 e 202 = Campo Novo do Parecis, MT.....................168
FIGURA 4C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados 204 a 222 = Campo Novo do Parecis, MT,
213 = Primavera do Leste, MT, 239 a 263 = Distrito
Federal e 281 a 291 = Mineiros, GO.....................................169
FIGURA 5C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados 292 a 300 = Mineiros, GO.......................................170
FIGURA 6C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
165
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de 50 a 69 =
Sete Lagoas, MG....................................................................171
FIGURA 7C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de 50 a 69 =
Sete Lagoas, MG....................................................................172
FIGURA 8C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho .
Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de 50 a 69 =
Sete Lagoas, MG...................................................................173
FIGURA 9C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de 50 a 69 =
Sete Lagoas, MG....................................................................174
FIGURA 10C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados
de C. sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1:
marcador 1 KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M
corresponde a C. graminicola amostrado em milho.
Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de 50 a 69 =
Sete Lagoas, MG....................................................................175
166
FIGURA 1C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1
KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C.
graminicola amostrado em milho. Isolados de 1 a 46 =
Jardinópolis, SP e de 50 a 69 = Sete Lagoas, MG.
2036 pb 506,517 pb
167
FIGURA 2C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1
KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C.
graminicola amostrado em milho. Isolados de 71 a 92 = Sete
Lagoas, MG, 101 e 108= Patos de Minas, MG, 111 a 138 =
Goiânia, GO.
2036 pb 506,517 pb
168
FIGURA 3C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1
KB Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C.
graminicola amostrado em milho. Isolados 139 a 152 =
Goiânia, GO, 154 a 177 = Pelotas, RS, 201 e 202 = Campo
Novo do Parecis, MT.
2036 pb 506,517 pb
169
FIGURA 4C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1 KB
Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C. graminicola
amostrado em milho. Isolados 204 a 222 = Campo Novo do
Parecis, MT, 213 = Primavera do Leste, MT, 239 a 263 = Distrito
Federal e 281 a 291 = Mineiros, GO.
2036 pb 506,517 pb
170
FIGURA 5C Perfil ISSR gerado pelo primer AAC de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1 KB
Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C. graminicola
amostrado em milho. Isolados 292 a 300 = Mineiros, GO.
171
FIGURA 6C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1 KB
Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C. graminicola
amostrado em milho. Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de 50
a 69 = Sete Lagoas, MG.
172
FIGURA 7C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1 KB
Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C. graminicola
amostrado em milho. Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de
50 a 69 = Sete Lagoas, MG.
2036 pb 506,517 pb
173
FIGURA 8C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1 KB
Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C. graminicola
amostrado em milho. Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de
50 a 69 = Sete Lagoas, MG.
2036 pb 506,517 pb
FIGURA 9C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1 KB
Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C. graminicola
amostrado em milho. Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de
50 a 69 = Sete Lagoas, MG.
2036 pb 506,517 pb
174
FIGURA 10 C Perfil ISSR gerado pelo primer ACA de 153 isolados de C.
sublineolum em nove regiões no Brasil. Linha 1: marcador 1 KB
Ladder. Linha 2: o isolado 3M corresponde a C. graminicola
amostrado em milho. Isolados de 1 a 46 = Jardinópolis, SP e de
50 a 69 = Sete Lagoas, MG.
2036 pb 506,517 pb
175
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download:
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas
Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
