( PDF ) Obtenção e caracterização de microcápsulas de óleo vegetal por gelificação do sistema quitosana/tripolifosfato de sódio

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OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE MICROCÁPSULAS

DE ÓLEO VEGETAL POR GELIFICAÇÃO DO SISTEMA

QUITOSANA/TRIPOLIFOSFATO DE SÓDIO

Bianca Natividade Barreto

Dissertação em Ciência e Tecnologia de Polímeros, submetida ao Instituto de

Macromoléculas Professora Eloisa Mano da Universidade Federal do Rio de Janeiro,

como parte dos requisitos necessários para a obtenção do grau de Mestre em

Ciências MSc, em Ciência e Tecnologia de Polímeros, sob orientação da Professora

Cristina Tristão de Andrade.

Rio de Janeiro

2008

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Dissertação de Mestrado:

Obtenção e caracterização de microcápsulas de óleo vegetal por gelificação do

sistema quitosana/ tripolifosfato de sódio.

Autor: Bianca Natividade Barreto

Orientador: Cristina Tristão de Andrade

Data da defesa: 21 de julho de 2008

Aprovada por:

Professora Cristina Tristão de Andrade, DSc

Instituto de Macromoléculas Professora Eloísa Mano – IMA/UFRJ

Orientadora/Presidente da Banca Examinadora

Professor Luis Cláudio Mendes, DSc

Instituto de Macromoléculas Professora Eloísa Mano – IMA/UFRJ

Professor Joab Trajano Silva, DSc

Instituto de Química – Universidade Federal do Rio de Janeiro -

IQ/UFRJ

Professor Orlando Marino Gadas de Moraes, DSc

Escola de Nutrição - Universidade Federal do Estado do Rio de Janeiro

EN/UNIRIO

Rio de Janeiro

2008

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iii

FICHA CATALOGRÁFICA

Barreto, Bianca Natividade.

Obtenção e caracterização de microcápsulas de óleo vegetal por

gelificação do sistema quitosana/ tripolifosfato de sódio. – Rio de

Janeiro, 2008.

xix, 80 fl.: il.

Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de

Polímeros) – Universidade Federal do Rio de Janeiro - UFRJ,

Instituto de Macromoléculas Professora Eloisa Mano – IMA, 2008.

Orientador: Cristina Tristão de Andrade.

1. Polissacarídeos. 2. Quitosana. 3 Gelificação iônica.

4. Microcápsulas. 5 Microencapsulação. 6. Polímeros

hidrossolúveis. 7. Polímeros. I. Andrade, Cristina Tristão (Orient.).

II. Universidade Federal do Rio de Janeiro. Instituto de

Macromoléculas Professora Eloisa Mano. III. Título.

Esta Dissertação de Mestrado foi desenvolvida nos

Laboratórios do Instituto de Macromoléculas Professora

Eloisa Mano (IMA) da Universidade Federal do Rio

Janeiro (UFRJ), com apoio do Conselho Nacional de

Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq).

CRÉDITOS

O apoio financeiro dado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e

Tecnológico (CNPq).

“On ne fait jamais attention à ce qui a

été fait ; on ne voit que ce qui reste à faire”

(Nunca observe o que foi feito;

veja somente o que permanece a ser feito)

Marie Slodowska Curie

vii

AGRADECIMENTOS

• A Deus por iluminar meus caminhos e decisões, sempre.

• À professora Dr. Cristina Tristão de Andrade pela paciência, dedicação e

disposição em ajudar, me orientando neste trabalho.

• Aos professores Joab Trajano Silva, Luis Cláudio Mendes e Orlando M. G. de

Moraes por terem aceito o convite de participação na banca Examinadora.

• Aos professores do IMA, que muito contribuíram para meu desenvolvimento

acadêmico;

• A todos os meus familiares, sobretudo à minha mãe, Zélia, por toda a dedicação.

Sem ela eu jamais teria conseguido.

• Ao meu namorado e grande amigo, Felipe Fortes de Lima, agora também “colega

de trabalho”. Obrigada por acreditar e estar comigo em todos os momentos

• À aluna de iniciação científica Amanda B. da Rocha e Silva, cuja ajuda foi

imprescindível na elaboração deste trabalho.

• Aos amigos do laboratório de Polímeros Hidrossolúveis (J-123): Amanda Bouças,

Carlos Ivan Ribeiro, Érica Faria, Felipe Lima, Fernanda Gonzalez, Gisela Kloc,

Jorge Benildo, Márcia Cristina, Natália Magalhães, Patrícia Reis e Regina

Felippe.

• Aos funcionários: Beatriz Chagas, Léa Lopes, Márcia Benzi, Maria das Graças,

Valquíria, Glória, Eduardo Mendez, Alice, Sr. Wilson e todos aqueles sempre se

mostraram prestativos;

• Aos colegas de turma: Adriano, Cínthia, Débora, Elaine, Érica, Flávia, Jaciene,

Juliana L., Juliana B., Lidiane, Loretta, Mª do Socorro e Rodrigo.

• A todos aqueles que direta ou indiretamente me ajudaram.

viii

Resumo da Dissertação apresentada no Instituto de Macromoléculas Professora

Eloisa Mano da Universidade Federal do Rio de Janeiro, como parte dos requisitos

necessários para a obtenção do grau de Mestre em Ciências (MSc), em Ciência e

Tecnologia de Polímeros.

Obtenção e caracterização de microcápsulas de óleo vegetal por gelificação do

sistema quitosana/ tripolifosfato de sódio

Orientador: Cristina Tristão de Andrade

O objetivo deste estudo foi produzir e caracterizar microcápsulas de óleo vegetal

formadas por gelificação iônica do sistema quitosana/tripolifosfato de sódio (TPP). A

quitosana empregada neste trabalho foi obtida a partir de cascas de camarão por

tratamento de desacetilação alcalina da quitina e o óleo vegetal microencapsulado

foi o óleo de girassol. Foram investigadas a influência de variáveis como a relação

quitosana/TPP, o pH da solução de TPP e o tempo de agitação da mistura reacional

sobre o rendimento das microcápsulas e a eficiência de microencapsulação. O perfil

de liberação do óleo de girassol microencapsulado sob condições digestivas

simuladas também foi avaliado. Inicialmente, foram obtidas partículas quitosana/TPP

e as melhores condições de obtenção foram empregadas para a microencapsulação

do óleo de girassol. As microcápsulas foram caracterizadas por espectroscopiaiu de

absorção na região do infravermelho, análise termogravimétrica, por microscopia

óptica e microscopia eletrônica de varredura. O rendimento das microcápsulas

variou entre 26% e 1% e a eficiência de microencapsulação (retenção do óleo) foi de

51% para a melhor condição de microencapsulação. Esses resultados sugerem que

o sistema quitosana/TPP pode ser empregado na microencapsulação de outras

substâncias lipídicas como fármacos, vitaminas lipossolúveis, óleos essenciais, entre

outros.

Rio de Janeiro – 2008

Abstract of Dissertation presented to Instituto de Macromoléculas Professora Eloisa

Mano of Universidade Federal do Rio de Janeiro, as partial fulfillment of the

requirement for the degree of Master in Science (MSc), Science and Technology of

Polymers.

Bianca Natividade Barreto

Advisor: Cristina Tristão de Andrade

Obtenção e caracterização de microcápsulas de óleo vegetal por gelificação do

sistema chitosan/sodium tripolyphosphate

The aim of this study was to produce and to characterize vegetal oil microcapsules

formed by ionotropic gelation of chitosan/sodium tripoliphosphate (TPP) system. The

chitosan used in this work was obtained from shrimp shells by alkaline deacetilation

of chitin. Sunflower oil was chosen as the vegetal oil to be microencapsulated. The

variables such as chitosan/(TPP) ratio, TPP solution pH, and reaction time were

investigated about their influence in microcapsules yield and efficiency of

microencapsulation. The microencapsulated oil released in simulated digestive

conditions was also evaluated. Initially, chitosan/TPP particles were obtained, and

the best conditions for particle formation were used for sunflower oil

microencapsulation. The microcapsules were characterized by optical microscopy,

scanning electron microscopy, infrared espectofotometry and termogravimetric

analysis. Microcapsules yield varied between 26% and 1% and the efficiency of

microencapsulation (retention of oil) were 51% for the best microencapsulation

condition. These results suggest that chitosan/TPP system can be used for

microencapsulation of hydrophobic substances, such as drugs, vitamins, essential

oils, and other non-hydrophilic substances.

Rio de Janeiro – 2008

Parte desta Dissertação de Mestrado foi apresentada no seguinte congresso:

• “Chitosan/TPP particles for olive oil encapsulation", Barreto, B.N., Silva, M.C.,

Neto, L.O., Andrade C.T., SIAQ, 2007, Natal – RN, Brasil.

• “Formação de partículas quitosana/TPP para encapsulação de β-caroteno e

sua liberação sob condições digestivas simuladas", Barreto, B.N., Silva, M.C.,

Silva A.B.R., Andrade C.T., VII Simpósio Latino Americano de Ciências de

Alimentos, 2007, Campinas – SP, Brasil.

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura 1: Estrutura linear (a) e tridimensional da quitosana (b) (TORRES,2006) 11

Figura 2: Esquema simplificado do processo de obtenção da quitina e quitosana

(Braek et al., 1989) 11

Figura 3: Estrutura química do retinol (ROSS, 1999) 18

Figura 4: Síntese da Vitamina D (Premaor, 2006) 20

Figura 5: Estrutura química da vitamina E, na forma de α–tocoferol (BRIGELIUS

FLOHÉ e TRABER, 1999) 21

Figura 6: Estrutura das formas biologicamente ativas da vitamina K (Modificado de

Dores, 2001) 22

Figura 7: Obtenção de quitosana a partir da desacetilação parcial da quitina. (LE

DUNG et al., 1994) 29

Figura 8: Diagrama de obtenção da quitina 40

Figura 9: Espectro de absorção da quitina na região do infravermelho 41

Figura 10: Termograma da amostra de quitina 42

Figura 11: Difração de raios-X da amostra de quitina 42

Figura 12 (a): Espectros de

H NMR da amostras de quitosana BNBq – 05, DA

1,56% 45

Figura 12 (b): Espectros de

H NMR da amostra de quitosana BNBq – 06, DA

22,62% 45

Figura 12 (b): Espectros de

H NMR da amostra de quitosana BNBq – 07, DA

6,96% 46

Figura 13: Curvas de viscosidade da amostra BNBq – 05 47

Figura 14: Curvas de viscosidade da amostra BNBq – 06 48

Figura 15: Curvas de viscosidade da amostra BNBq – 07 49

Figura 16: Espectro de absorção da quitosana (a) e da quitina (b) na região do

infravermelho 50

Figura 17: Termograma da quitina (a) e da amostra final de quitosana (b) 51

Figura 18: Difração de raios-X da amostra final de quitosana 52

xii

Figura 19: Fotografia das reações BNB–20 (a), BNB–21 (b), BNB–23 (c), BNB–25

(d), BNB–26 (e) e BNB–27 (f) 54

Figura 20: Fotografia das partículas formadas em soluções de TPP (a) pH 8,6; (b) pH

9,5 e (c) pH 10,5. 54

Figura 21: Fotografia das micropartículas quitosana/TPP 56

Figura 22: Micrografia óptica da solução BNB-41: (a) aumento de 10x; (b) aumento

de 50x 57

Figura 23: Micrografia óptica da solução BNB-43: (a) aumento de 5x; (b) aumento de

10x; (c) aumento de 20x 57

Figura 24: Micrografia óptica da reação BNB-43 após secagem sob temperatura

ambiente: (a) aumento de 5x; (b) aumento de 10x; (c) aumento de 50x, sob luz

polarizada 58

Figura 25: Micrografia eletrônica de varredura das partículas 59

Figura 26: Espectro de absorção na região do infravermelho da quitosana (a), das

partículas quitosana/TPP (b), do óleo de girassol (c) e das microcápsulas de óleo de

girassol (d) 60

Figura 27: Termograma da quitosana (a); micropartículas (b) e microcápsulas de

óleo de girassol (c) 61

Figura 28: Teor de umidade das microcápsulas de óleo de girassol em função da

concentração e pH das soluções de TPP 62

Figura 29: Rendimento de microcápsulas de óleo de girassol em função da

concentração e pH das soluções de TPP 64

Figura 30: Curva de calibração da concentração de óleo de girassol versus

absorbância 64

Figura 31: Eficiência de microencapsulação do óleo de girassol em função da

concentração e pH das soluções de TPP 65

Figura 32: Eficiência de microencapsulação do óleo de girassol em função do tempo

de reação 66

xiii

ÍNDICE DE TABELAS

Tabela 1: Condições empregadas na desacetilação da quitina 30

Tabela 2: Obtenção e solubilidade das amostras de quitosana 43

Tabela 3: Dados viscosimétricos obtidos para as amostras de quitosana em solução

tampão ácido acético/acetato de sódio pH 4,5 a 25°C 47

Tabela 4: Grau de acetilação e [η] das amostras iniciais de quitosana 49

Tabela 5: Relação quitosana/TPP e observação visual do meio reacional 53

Tabela 6: Condições de obtenção das microcápsulas de óleo de girassol 56

Tabela 7: Teor de umidade das microcápsulas de óleo de girassol 79

Tabela 8: Rendimento em massa de microcápsulas em relação à concentração e ao

pH da solução 63

Tabela 9: Detecção de óleo de girassol liberado em fluidos digestivos simulados 67

xiv

SUMÁRIO

1 – INTRODUÇÃO

2 - REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 – HIDROGÉIS DE BIOPOLÍMEROS 2

2.2 – MICROENCAPSULAÇÃO 3

2.2.1 - Funções da Microencapsulação

2.2.2 - Materiais de Revestimento e Metodologias de Preparo de

Micropartículas

2.3 – APLICAÇÕES PARA MICROCÁPSULAS 8

2.3.1 – Setor alimentício

2.3.2 – Setor agropecuário

2.3.3 –Setor médico-farmacêutico

2.3.4 – Setor cosmético

2.3.5 – Setor têxtil

2.3.6 – Outros setores

2.4– QUITINA E QUITOSANA 10

2.4.1 - Microcápsulas de quitosana

2.4.2 - Preparação de micropartículas de quitosana

2.5 – TPP (TPP) 14

2.6 – GELIFICAÇÃO IÔNICA 15

2.6.1 – Obtenção de partículas quitosana/TPP por gelificação iônica

2.7 – ÓLEO DE GIRASSOL 17

2.8 - VITAMINAS LIPOSSOLÚVEIS 18

2.9 - DIFUSÃO E LIBERAÇÃO CONTROLADA 23

3 – OBJETIVO

3.1 - OBJETIVO GERAL 26

3.2 - OBJETIVOS ESPECÍFICOS 26

4 – MATERIAIS

4.1 - REAGENTES 27

4.2 - EQUIPAMENTOS 27

5 – METODOLOGIA

5.1 - OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE QUITINA 28

5.2 - OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DA QUITOSANA 29

5.2.1 – Grau de acetilação

5.2.2 – Viscosidade Intrínseca [η]

5.2.3 – Espectroscopia de absorção na região do infravermelho

5.2.4 – Difração de Raios X

xvi

5.2.5 – Análise termogravimétrica (TGA)

5.3 – OBTENÇÃO DAS PARTÍCULAS QUITOSANA TPP 33

5.3.1 – Parâmetros que influenciam a formação das partículas

5.3.1.1 – Relação quitosana/TPP 33

5.3.1.2 – pH da solução de TPP 33

5.3.1.3 – Ordem de adição dos componentes reacionais 34

5.3.1.4 – Tempo de agitação da mistura reacional 34

5.4 – OBTENÇÃO DE MICROPARTÍCULAS QUITOSANA/TPP 34

5.5 – ENCAPSULAÇÃO DE ÓLEO DE GIRASSOL EM PARTÍCULAS

QUITOSANA/ TPP

5.6 – MICROENCAPSULAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL 35

5.7 – CARACTERIZAÇÃO DAS MICROCÁPSULAS DE ÓLEO DE GIRASSOL 36

5.7.1 – Microscopia óptica

5.7.2 – Microscopia eletrônica de varredura (SEM)

5.7.3 – Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (FTIR)

5.7.4 – Análise termogravimétrica TGA

5.8 – DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE 37

5.9 - CÁLCULO DO RENDIMENTO DE FORMAÇÃO DE MICROCÁPSULAS 38

5.10 - EFICIÊNCIA DE MICROENCAPSULAÇÃO 38

xvii

5.11 – LIBERAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL MICROENCAPSULADO 38

6 - RESULTADOS E DISCUSSÃO

6.1 – OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DA QUITINA 39

6.1.1 – Cálculo de rendimento na obtenção de quitina

6.1.2 – Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (FTIR) para

a amostra de quitina

6.1.3 – Análise termogravimétrica (TGA) da amostra de quitina

6.1.4 - Difração de raios X para a amostra de quitina

6.2 - OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS AMOSTRAS DE QUITOSANA 43

6.2.1 – Obtenção da quitosana a partir da quitina

6.2.2 – Determinação do grau de acetilação das amostras iniciais de

quitosana por (

H NMR)

6.2.3 – Determinação da viscosidade Intrínseca das amostras iniciais de

quitosana

6.2.4 – Caracterização da amostra Final de quitosana

6.2.4.1– Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (FTIR) para a

amostra final de quitosana

6.2.4.2– Análise termogravimétrica (TGA) da amostra final de quitosana 50

6.2.4.3 - Difração de raios X da amostra final de quitosana 51

6.3 – OBTENÇÃO DAS PARTÍCULAS QUITOSANA/ TPP 52

6.3.1 – Influência da relação quitosana/TPP na formação das partículas

xviii

6.3.2– Influência do pH da solução de TPP na formação das partículas

6.3.3 – Influência da ordem de adição dos componentes reacionais na

formação das partículas

6.3.4 – Influência do tempo de agitação da mistura reacional na formação e

aparência das partículas

6.4 – OBTENÇÃO DAS MICROPARTÍCULAS QUITOSANA TPP 55

6.5 – MICROENCAPSULAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL 56

6.6 – CARACTERIZAÇÃO DAS MICROCÁPSULAS DE ÓLEO DE GIRASSOL 57

6.6.1 – Microscopia óptica

6.6.2 – Microscopia eletrônica de varredura (SEM)

6.6.3 – Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (FTIR) para

as microcápsulas de óleo de girassol

6.6.4 – Análise termogravimétrica TGA das microcápsulas de óleo de

girassol

6.7 – DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE 61

6.8 - CÁLCULO DO RENDIMENTO DE FORMAÇÃO DE MICROCÁPSULAS 62

6.9 - EFICIÊNCIA DE MICROENCAPSULAÇÃO 64

6.9.1 – Influência do tempo de reação sobre a eficiência de

microencapsulação

6.10 – LIBERAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL MICROENCAPSULADO 67

7 – CONCLUSÕES

xix

8 – SUGESTÕES

9 – BIBLIOGRAFIA

10 – APÊNDICE

1 – INTRODUÇÃO

Nos últimos anos, o estudo de biopolímeros como alternativa ao uso de polímeros

sintéticos apresentou um grande avanço na indústria de materiais. Embora possuam

menor resistência mecânica e térmica, os biopolímeros são provenientes de

recursos renováveis e são biodegradáveis (ROGOVINA, 1998).

Os biopolímeros são especialmente recomendados e aceitos como materiais

formadores de parede em sistemas de liberação controlada e na proteção de

materiais ativos. Essa aplicação deve-se à estrutura de suas cadeias, que permitem

mobilidade e controle da porosidade. Ingredientes ativos e modificadores adequados

podem ser incorporados física ou quimicamente. Em geral, polímeros naturais, ou

biocompatíveis, têm pouca ou nenhuma toxicidade. Apresentam diversidade de

aplicações, que incluem atuar como membranas ou envelopes, em matrizes nas

quais o ingrediente ativo é disperso ou dissolvido (JACOBS e MASON, 1993).

O uso de sistemas biopoliméricos como carreadores de fármacos tem despertado

particular interesse. Estes sistemas podem ser usados na forma de polímeros

solúveis (no qual o fármaco pode ser ligado de alguma forma ao polímero) ou

microesferas biodegradáveis (no qual o fármaco é incorporado) (ILLUM e DAVIS,

1988).

As vantagens potenciais de utilizar sistemas de liberação incluem: (1)

manutenção contínua dos níveis do fármaco no sangue na faixa terapêutica

desejada; (2) redução de efeitos colaterais prejudiciais, devido à liberação vetorizada

a algum tecido ou tipo de célula; (3) potencialmente diminuem a quantidade de

fármaco necessário; (4) diminuem o número de administrações do medicamento,

levando a um maior comprometimento do paciente ao tratamento; e (5) facilidade na

administração de fármacos com meia-vida biológica curta, por exemplo, proteínas e

peptídeos. Por outro lado, ao desenvolvimento de cada sistema de liberação estão

também associados outros aspectos como a toxicidade dos polímeros e seus

produtos de degradação, o desconforto causado pelo sistema ou meio de inserção e

o custo do sistema devido aos materiais de encapsulação ou técnicas de preparação

(LANGER, 1998).

A quitosana é um aminopolissacarídeo obtido a partir da desacetilação alcalina da

quitina, a qual pode ser produzida de resíduos da indústria pesqueira. É crescente a

importância da quitosana como adsorvente em processos de recuperação e/ou

purificação de bioprodutos de alto valor agregado, como as proteínas. Uma

vantagem dessa utilização está na disponibilidade da quitina na natureza. Outra

característica importante da quitosana está na possibilidade de modificações

estruturais de modo a obter diversas formas de interação química e resistência

mecânica. Como a quitosana é solúvel em soluções ácidas, é possível a sua

moldabilidade na forma desejada (TORRES, 2006).

Uma das mais recentes linhas de pesquisa sobre a quitosana diz respeito ao

desenvolvimento de suportes para imobilização de células, fármacos e biomoléculas.

Neste contexto, o polímero é utilizado como matéria-prima no desenvolvimento de

membranas, filtros e microesferas (beads), os quais podem ser utilizados em

diversos ramos da biotecnologia (GUIBAL et al., 2005).

2 - REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 – HIDROGÉIS DE BIOPOLÍMEROS

Os hidrogéis compreendem um grupo de materiais poliméricos reticulados por

ligações iônicas, ou covalentes, que incham e podem ser definidos como polímeros

reticulados, que absorvem e retêm água e soluções aquosas em quantidades

elevadas. Normalmente, o termo hidrogel é utilizado para designar um polímero,

sintético ou natural, macio, com consistência elastomérica e que incha em água

sem dissolver (KORSMEYER, 1986; PEPPAS, 2002). Assim, quando as moléculas

de água migram para os volumes livres existentes entre as cadeias do polímero

reticulado, elas induzem o sistema ao inchamento, caracterizado por um volume de

equilíbrio. Por isso, aliado a outros fatores, os hidrogéis tem atraído considerável

interesse como biomateriais.

O princípio químico marcante da maioria dos hidrogéis utilizados como

biomateriais é seu caráter hidrofílico, atribuído à presença em sua estrutura de

grupos que absorvem água, tais como –OH, –COOH, –CONH

, –SO

H, entre outros.

Esses grupos funcionais interagem fortemente com a água por meio de ligações de

hidrogênio. Desta forma, podem reter uma significativa fração de água no interior da

rede tridimensional, formada por ligações covalentes ou físicas (KORSMEYER,

1986).

Antes do inchamento, as cadeias estão em equilíbrio; portanto, é natural que elas

ofereçam certa resistência às mudanças impostas. Desse modo, o inchamento é

acompanhado por um estiramento das cadeias. Durante o processo de absorção de

água, a pressão osmótica no sistema, que provoca a penetração da água na massa

do polímero, será contrabalanceada pela pressão contrária das cadeias poliméricas

que tentam resistir à expansão. Nesse ponto, o equilíbrio de inchamento é

alcançado. Além disto, a insolubilidade destes materiais deve-se à presença de uma

rede tridimensional estabilizada por ligações cruzadas, também responsáveis por

suas propriedades no estado inchado. No caso de sistema de liberação controlada,

o transporte de medicamento dentro do meio polimérico, e sua migração para o meio

aquoso, implica em um processo de absorção de água e outro simultâneo de

dessorção do medicamento, por mecanismo de difusão controlada pelo inchamento

do polímero (ANDREOPOLUS, 1989).

Qualquer polímero solúvel em água que adquira insolubilidade por ligações

cruzadas, ou por incorporação de um copolímero em bloco, onde um dos

componentes apresente caráter hidrofóbico, poderá ser usado como um hidrogel

para a difusão controlada.

Normalmente, as características de liberação de medicamentos são pouco

influenciadas pela natureza química do polímero, a não ser que exista alguma

afinidade entre a matriz e o fármaco; portanto, o fator mais importante consiste no

controle de seus parâmetros físicos. Por exemplo, grau de umidade, reticulações,

cristalinidade e morfologia (HARTING, 1984).

2.2 – MICROENCAPSULAÇÃO

O conceito de microencapsulação surgiu da idealização do modelo celular. Nesse

modelo, a membrana que envolve e protege o citoplasma e os demais componentes

exerce ao mesmo tempo várias funções, como controlar a entrada e a saída de

material na célula (RÉ, 2000). Os primeiros relatos da utilização de microesferas

datam da década de 30. Porém, a indústria farmacêutica só começou a aproveitar

este sistema com maior intensidade a partir dos anos 60 (BURGESS e HICKEY,

1994)

A microencapsulação é o processo por meio do qual são envolvidas quantidades

microscópicas de matéria (sólidos, gotículas de líquido ou mesmo material gasoso)

em um fino filme de polímero. Esses sistemas dão origem a micropartículas,

denominadas microesferas ou microcápsulas, que podem liberar seu conteúdo sob

velocidades e condições específicas, e morfologicamente apresentam dimensões de

no máximo 1 mm (MAGILL, 1991; JATO, 1997; SANTOS, FERREIRA e GROSSO,

2000). O que torna o processo de microencapsulação único, além do tamanho

reduzido das partículas, é a sua versatilidade e adaptação a uma grande variedade

de substâncias ativas. Na microencapsulação, o material revestido é denominado

núcleo ou material encapsulado, e o material que forma o revestimento é conhecido

como matriz, material de parede ou encapsulante (RISH, 1995).

O termo microencapsulação abrange a obtenção de diferentes produtos, como

microcápsulas, microesferas, micropartículas e aprisionamento de substâncias

ativas, as quais diferem entre si quanto à distribuição do ativo na matriz

encapsulante. Segundo Pothakamury e Barbosa-Cánovas (1995), as microcápsulas

possuem o ativo concentrado próximo ao centro, envolvido por um filme contínuo e

definido do material de parede; microesferas possuem o ativo distribuído

uniformemente em uma matriz; micropartícula é um termo que pode ser aplicado em

ambas as situações, quando se trata apenas das partículas sem o princípio ativo a

ser englobado. O tipo de distribuição do núcleo também pode variar de acordo com

a técnica de microencapsulação (ZELLER, SALEEB e LUDESCHER, 1999) e

depende ainda das propriedades físico químicas da substância ativa e do material

de revestimento (JATO, 1997). O material polimérico de revestimento forma uma

rede tridimensional, onde o fármaco pode ser adsorvido, incorporado ou ligado

covalentemente à superfície da partícula, formando sistemas de dissolução,

dispersão ou sistemas porosos (CECHINEL FILHO, BRESOLIN, 2003). Na escolha

do método de microencapsulação, é importante conhecer as características físico-

químicas e químicas do fármaco e do polímero. Quanto ao fármaco, devemos

conhecer a polaridade, a solubilidade e a estabilidade (à luz, ao oxigênio, ao calor

etc) e, com relação aos polímeros, devemos conhecer a polaridade, a solubilidade, a

taxa de degradação, a estabilidade e o ponto de fusão. Essas características

auxiliam na escolha do método de encapsulação (LOURENÇO, 2006).

2.2.1 - Funções da Microencapsulação

A microencapsulação é um procedimento utilizado em farmacotecnia para

promover melhor penetração intracelular do fármaco, proteção contra a inativação

enzimática antes de atingir seu local de ação no organismo, e direcionamento do

fármaco através da corrente sangüínea ou do trato gastrointestinal. Isso permite

maior especificidade acompanhada por distribuição corporal mais restrita, separação

de incompatibilidades nas preparações, melhoria da estabilidade de produtos por

conferir proteção ambiental, conversão de líquidos em sólidos, redução da

volatilidade ou inflamabilidade de líquidos, mascaramento de sabor desagradável,

redução de toxicidade de fármacos, melhoria da manipulação de insumos durante a

preparação, controle do tamanho das partículas e controle da liberação de insumos

em geral (MAGILL, 1991; GASPAR, 1991; DUCHÊNE, WOUESSIDJEWE e

GILLES,1999).

Nesse contexto, são formados então vetores farmacêuticos, visto que a

vetorização pode ser considerada como uma operação visando modular e, se

possível, dominar totalmente a distribuição de um princípio ativo no organismo,

associando-o a um sistema apropriado chamado vetor da substância em questão

(LE HIR, 1997).

Os vetores tornam a distribuição da substância no organismo o mais

independente das suas propriedades, porém submetida às propriedades do vetor,

em função do alvo a ser atingido. Didaticamente, os vetores podem ser classificados

em: (a) vetores de primeira geração, capazes de liberar progressivamente seu

conteúdo que apresentam tamanho de cerca de 200 μm, como exemplos podem ser

citadas as microesferas e as microcápsulas; (b) vetores de segunda geração,

capazes de atingir o alvo independentemente da forma como são administradas, e

que apresentam tamanho coloidal (menor que 1 μm), e como exemplos podem ser

citadas as nanoesferas e nanocápsulas, assim como os lipossomas; (c) vetores de

terceira geração, capazes de reconhecer o alvo desejado, destacando-se neste

grupo os vetores coloidais dotados de proteínas ou substâncias passíveis de

reconhecimento por receptores contidas em seu revestimento, como por exemplo

nanoesferas, nanocápsulas ou lipossomas pilotados por um anticorpo monoclonal

(LE HIR, 1997). A estrutura das micropartículas depende do material e dos métodos

envolvidos na sua preparação.

2.2.2 - Materiais de Revestimento e Metodologias de Preparo de

Micropartículas

São inúmeros os materiais utilizados para o revestimento. Os mais usados são

os polissacarídeos naturais (o amido, a celulose, a quitosana, a goma arábica, a

carragenana e o alginato) ou modificados (dextrinas, carboximetilcelulose,

etilcelulose, metilcelulose, acetilcelulose e nitrocelulose), proteínas (glúten, caseína,

gelatina e albumina), ceras e lipídios (parafina, triestearina, ácido esteárico,

monoglicerídeos e diglicerídeos) e um grande número de polímeros sintéticos

(derivados do acrilato). Por sua vez, as técnicas utilizadas para a microencapsulação

de substâncias ativas podem ser divididas em métodos físicos (spray drying,

pulverização em banho térmico e leito fluidizado), químicos (inclusão molecular,

polimerização interfacial, salting out) e físico-químicos (coacervação, separação por

fase orgânica, pulverização em agente formador de reticulação – gelificação iônica e

envolvimento lipossômico) (SILVA e FERREIRA, 1998; SANTOS, FERREIRA e

GROSSO, 2000).

Além dos parâmetros inerentes ao processo de encapsulação, a retenção do

agente ativo nas cápsulas é governada por fatores relacionados à natureza química

do recheio, incluindo o peso molecular, a funcionalidade química, a polaridade, a

volatilidade relativa e sua difusividade (SANTOS, FERREIRA e GROSSO, 2000).

O revestimento das micropartículas pode ser impermeável, permeável ou

semipermeável (VOIGT e BORNSCHEN, 1982). Dentre os seus componentes

demonstram importância aqueles constituídos de lipídios fisiológicos e

biodegradáveis, sólidos a temperatura ambiente, capazes de transportar moléculas

hidrofílicas, lipofílicas ou pouco solúveis em água. A principal vantagem oferecida

por este tipo de micropartículas é o fato que os lipídios são bem tolerados pelo

organismo e não apresentam citotoxicidade como a maioria das matrizes

poliméricas. No entanto, a metodologia de preparação pode envolver a utilização de

solventes orgânicos, cujos traços presentes na preparação final podem acarretar em

toxicidade (MÜHLEN, SCHWARZ e MEHNERT, 1998; MÜLLER, MÄDER e GOHLA,

2000; SCHUBERT e MÜLLER-GOYMANN, 2003). Os perfis de liberação dos

fármacos obtidos por micropartículas lipídicas são moduláveis de acordo com a

concentração de surfactantes e a composição da matriz lipídica, além de parâmetros

de produção, mas não são afetados pelo tamanho e forma da partícula (MÜLLER,

MÄDER e GOHLA, 2000). O método padrão de produção de micropartículas

lipídicas é a homogeneização a alta temperatura. No entanto, existem ainda as

técnicas de precipitação de emulsões e microemulsões contendo solventes

orgânicos, polimerização de microemulsões, além da injeção de solvente

desenvolvida por SCHUBERT e MÜLLER-GOYMANN (2003).

Tendo em vista que a capacidade de incorporação de micropartículas de lipídios

sólidos convencionais é limitada pela solubilidade do fármaco no lipídio fundido, pela

estrutura e pelo estado polimórfico da matriz lipídica (a utilização de moléculas

similares e com cristalização perfeita reduz a incorporação de fármacos, pois estes

se instalam entre as imperfeições cristalinas, cadeias de ácidos graxos e camadas

lipídicas), foram desenvolvidas microestruturas para superar estas dificuldades das

nanopartículas de lipídios sólidos (SLN): carreadores lipídicos nanoestruturados

(NLC) e o conjugado fármaco-lipídio (LDC). As NLC são compostas de misturas de

lipídios sólidos e líquidos e/ou diferentes estericamente, formando imperfeições

cristalinas e espaços onde podem ser acomodadas as moléculas de fármaco. No

entanto, é necessário que a substância ativa seja lipofílica. Contudo, as LDC são

capazes de incorporar drogas hidrofílicas com capacidade superior a 33%, por meio

da formação de um conjugado fármaco-lipídio insolúvel por formação de sal (de

ácido graxo, por exemplo) ou por ligação covalente (WISSING, KAYSER e MÜLLER,

2004).

Quanto ao material de revestimento polimérico, pode ser destacada a quitosana,

um derivado desacetilado da quitina, a qual é encontrada na carapaça de

crustáceos, cutículas de insetos e na parede celular de alguns fungos. Por não ser

tóxica e ser biodegradável, tem sido usada como matriz de micropartículas e

sistemas reticulados para imobilização e liberação de fármacos. GONÇALVES e

colaboradores (2005) utilizaram a capacidade seletiva da quitosana de capturar

metais de transição por meio de troca iônica, sorção e quelação, para produzir

micropartículas de ferro (III) passíveis de serem utilizadas no tratamento de anemia

ferropriva. O uso da quitosana promove a liberação em condições similares às do

estômago. Reticuladas com epicloridrina ou glutaraldeído, as micropartículas

apresentam aumento na estabilidade.

2.3 – APLICAÇÕES PARA MICROCÁPSULAS

2.3.1 – Setor alimentício

Na indústria de alimentos, é usual a incorporação de ingredientes (temperos,

vitaminas e minerais) e aditivos em produtos alimentícios. A técnica da

microencapsulação é aplicada como forma de reter compostos voláteis, proteger os

ingredientes de perdas nutricionais (efeitos de evaporação e umidade, oxigênio e luz

ultravioleta), auxiliar na mistura e preservar, ou mascarar cor e sabores (inibindo a

reação com outros materiais), além de incorporar aos alimentos mecanismos de

controle na liberação de certos componentes (GOUIN, 2004).

2.3.2 – Setor agropecuário

No setor agropecuário, a microencapsulação pode ser aplicada no envolvimento

de pesticidas químicos (herbicidas, inseticidas e parasiticidas), o que significa

reduzir a contaminação ambiental e sua toxicidade por contato. No caso de

biopesticidas, a microencapsulação prolonga a sua atividade biológica até que sejam

ingeridos pela praga-destino (lagartas, insetos adultos etc.) (FREDERIKSEN,

KRISTENSEN e PEDERSEN, 2003).

2.3.3 – Setor médico-farmacêutico

Na área farmacêutica, fórmulas de liberação gradual e direcionada a órgãos-alvo

tornou-se corriqueira. O transporte seletivo de um agente terapêutico no local de

ação pode aperfeiçoar a resposta biológica (BRAZEL, 1999). Além disso, com a

microencapsulação, consegue-se melhorar o desempenho do produto por mascarar

o odor e o sabor de medicamentos. As microcápsulas também aumentam a

resistência de materiais frágeis às condições de processamento e empacotamento e

previnem reações indesejáveis com outros componentes do medicamento, quando

armazenado por um período prolongado. Um exemplo clássico de liberação

controlada é o caso do anticoncepcional de dose única, que mantém o nível de

hormônio no corpo da mulher sem a necessidade de fornecer de uma só vez uma

carga muito grande de hormônios (POPPLEWELL et al.,1995).

2.3.4 – Setor cosmético

Vários produtos para tratamento facial e capilar usam as microcápsulas para,

entre outros benefícios, preservá-los. É o caso da vitamina C, usada nos produtos

antienvelhecimento, com a função de inativar radicais livres. Nesse segmento, o

mais comum é o uso de partículas menores que 1 µm, chamadas de nanocápsulas,

cujo diminuto tamanho permite uma penetração facilitada na pele.

2.3.5 – Setor têxtil

Em têxteis, o maior interesse em microencapsulação atualmente é a aplicação de

fragrâncias duráveis e para conferir maciez. Outras aplicações incluem tintas e

materiais com mudança de fase (FREDERIKSEN, KRISTENSEN e PEDERSEN,

2003). Porém, os biopolímeros são pouco empregados como material encapsulante

na área têxtil, uma vez que a hidrossolubilidade e a biodegradabilidade, neste caso,

seriam características indesejáveis.

2.3.6 – Outros setores

A técnica de microencapsulação é aplicada ainda, em produtos utilizados na

limpeza doméstica, como sabões em pó, que apresentam enzimas e outros ativos

microencapsulados, o que permite sua liberação no ambiente aquoso, ou sob

rompimento por ação mecânica. Pesquisas recentes têm mostrado ainda outras

aplicações para as microcápsulas, como, amálgamas dentários com mercúrio

microencapsulado e retardantes de chama.

2.4 – QUITINA E QUITOSANA

A quitina é um polímero natural de grande importância, e que foi identificado em

1884. Este biopolímero é sintetizado por um enorme número de organismos vivos e,

considerando-se a produção anual mundial, é o polissacarídeo mais abundante

depois da celulose. A quitina, normalmente ordenada em forma de microfibrilas

cristalinas, é o componente formador do exoesqueleto dos artrópodes e de paredes

celulares de fungos e leveduras. É ainda produzido, embora em menor quantidade,

por seres dos reinos vegetal e animal para funções de reforço e proteção

(RINAUDO, 2006). A quitina é obtida principalmente do exoesqueleto de crustáceos,

como o caranguejo e o camarão, e até há pouco tempo era um resíduo descartável

da indústria pesqueira. Sua estrutura química é formada por mais de 50% de

unidades constitucionais repetitivas de 2-acetamida-2-desoxi-β-(1,4)-D-glicose (N-

acetil-D-glicosamina), diferenciando-se da celulose pelo grupo N-acetila. A quitina

pode ser encontrada nas formas α, na qual a sua estrutura é formada por cadeias

antiparalelas, ou na forma β, na qual as cadeias apresentam arranjo paralelo. A

forma γ também foi descrita, com uma estrutura não totalmente definida. Todas

essas formas são encontradas na natureza.

No exoesqueleto de crustáceos, além da quitina existem quantidades de

carbonato de cálcio, carbonato de magnésio, pigmentos e proteínas. A parcial

desacetilação das cadeias poliméricas de quitina por tratamento alcalino dá origem à

quitosana.

A quitosana é um polissacarídeo linear resultante da substituição parcial dos

grupos N-acetila presentes na quitina quando em presença de solução alcalina.

Quando o grau de desacetilação é maior ou igual a 50%, o produto é denominado

quitosana. Sua estrutura química é formada por unidades constitucionais repetitivas

de 2-amino-2-desoxi-β-(1,4)-D-glicose (poli(D-glicosamina)) e 2-acetamida-2-desoxi-

β-(1,4)-D-glicose (N-acetil-D-glicosamina), conforme mostra a Figura 1.

Figura 1: Estrutura linear (a) e tridimensional da quitosana (b) (TORRES, 2006)

O processo de obtenção da quitosana a partir da quitina está esquematizado na

Figura 2.

Figura 2: Esquema simplificado do processo de obtenção da quitina e quitosana

(Braek et al., 1989)

A quitina é insolúvel em solução aquosa e em solventes orgânicos devido a sua

alta cristalinidade. No entanto, a solubilidade, a reatividade e o processamento da

quitina aumentam consideravelmente após as modificações químicas (LAPASIN e

PRICL, 1995). Já a quitosana, diferentemente da quitina, apresenta solubilidade em

soluções ácidas. Este biopolímero possui três grupos reativos funcionais, um grupo

amino na posição C-2, e duas hidroxilas, uma primária e outra secundária, nas

posições C-6 e C-3, respectivamente (FURUSAKI et al., 1996). O grupo amino é o

responsável por sua natureza policatiônica, com a sua protonação quando em

contato com soluções ácidas. A massa molar das cadeias poliméricas da quitosana,

com grau de desacetilação (a) em torno de 85%, foi determinada pelo método de

cromatografia de permeação em gel de alta eficiência (CPGAE) por VIEIRA, 2004,

que obteve valores da ordem de 10

Da. Os principais fatores que afetam o grau de

desacetilação são: tempo de reação e concentração da solução de álcali

(CAMPANA e SIGNINI, 2001).

Através de técnicas desenvolvidas nos últimos anos, é possível conhecer a

estrutura e a funcionalidade da quitosana com a possibilidade de alterá-la

quimicamente. Isso permite modificar suas características iniciais para um

determinado propósito. Esses estudos, realizados principalmente na área de

biomateriais, têm a seu favor o fato de a quitosana ser proveniente de fonte

renovável, principalmente em países com extenso litoral como é o caso do Brasil,

além de ser um material biodegradável.

Entre as inúmeras aplicações da quitosana, podemos destacar a purificação de

água, processamento de alimentos, proteção de frutas e sementes, indústria

papeleira, cosméticos entre outras. Especificamente, na área médica e de fármacos,

podemos destacar o uso da quitosana como adsorvente, em lentes de contato, em

pele artificial e na regeneração de ferimentos. MI e SHYU, (1999), realizaram

estudos sobre a quitosana aplicada na liberação controlada de fármacos.

YAMAGUCHI e colaboradores (2003) investigaram a formação de compósitos de

quitosana e suas aplicações na regeneração de nervos.

As soluções de quitosana, obtidas por meio de procedimentos simples de

solubilização, normalmente possuem características hidrofílicas (grupos amino). A

partir das alterações de sua estrutura elas podem intensificar a sua natureza

hidrofílica, por desacetilação com o emprego de bases, ou começar a apresentar

características hidrofóbicas. DESBRIÈRES e colaboradores (1996) estudaram as

interações hidrofóbicas envolvidas na estabilização das estruturas reticuladas. Essas

interações são influenciadas pelo grau de desacetilação da quitosana, através da

distribuição dos grupos N-acetil e amino ou imino, aumento da concentração do

reticulado, aumento da temperatura da amostra, pH do meio, com a ionização do

grupo amino quando em solução ácida, grau de reticulação, com a reação do grupo

amino de características hidrofílicas com o grupo aldeído formando base de Schiff

com características hidrofóbicas, entre outros fatores (TORRES, 2006).

2.4.1 - Microcápsulas de quitosana

Microcápsulas de quitosana têm sido usadas como potencial carreador para

liberação prolongada de fármacos e macromoléculas, vetorização, aumento de

biodisponibilidade de substâncias degradáveis e aumento da absorção de

substâncias hidrofílicas através de camadas epiteliais.

Microesferas de quitosana, como um sistema de liberação prolongada de

progesterona, foram preparadas por meio da técnica de reticulação química com

glutaraldeído (JAMEELA et al., 1998). O estudo da biodisponibilidade in vivo depois

da administração intramuscular mostrou a manutenção da concentração plasmática

(1-2 μg/ml) por até um período de cinco meses. KOCHISCH e colaboradores (2003)

estudaram o potencial de vetorização in vitro de microesferas poliméricas na

cavidade oral, e avaliaram o potencial mucoadesivo. No experimento in vitro, eles

prepararam um produto com características da saliva, denominado “saliva artificial”.

As microesferas de quitosana ficaram retidas sobre a mucosa oral por muito mais

tempo que as microesferas produzidas com poli(ácido acrílico). Os autores

atribuíram esses resultados ao comportamento do inchamento das microesferas de

quitosana e sua natureza catiônica, e sugeriram o uso dessas partículas como

sistemas mucoadesivos. Um estudo realizado com insulina em microesferas de

quitosana, administrada por via oral mostrou um efeito anti-hiperglicêmico em ratos

com diabete induzida (HUANG et al., 2001), o que demonstrou o potencial dessas

partículas em aumentar a biodisponibilidade de substâncias degradáveis.

A eficácia da quitosana como promotor de aumento na absorção de calcitonina de

salmão através do epitélio nasal foi confirmada in vivo por meio de um modelo em

ratos (TENGAMNUAY e MITRA, 1997). A biodisponibilidade da calcitonina foi

ligeiramente maior em animais tratados com microcápsulas de quitosana a 1%

quando comparados com ratos que receberam dimetil-β-ciclodextrina a 5%. Os

autores notaram que os efeitos deletérios na mucosa foram muitos menores com a

quitosana, e produziram apenas irritação leve a moderada.

2.4.2 – Preparação de micropartículas de quitosana

O processamento da quitosana para a preparação de micropartículas tem sido

extensamente estudado desde a década de 80. Dentre as inúmeras técnicas

possíveis, somente quatro técnicas principais têm sido citadas na literatura: (a)

gelificação iônica com um polieletrólito de carga oposta, tais como o tripolifosfato

(TPP) ou glutaraldeído; (b) coacervação simples ou complexa; (c) emulsificação com

evaporação de solvente; e (d) secagem por atomização (KAS, 1997).

2.5 – TRIPOLIFOSFATO DE SÓDIO (TPP)

O tripolifosfato de sódio (TPP) é um sal aniônico multivalente, de fórmula

, com peso molecular de aproximadamente 368 g/mol, cuja aplicação

principal é como agente integrante na formulação de detergentes e produtos para

limpeza doméstica. O tripolifosfato é ainda, largamente empregado no

processamento de alimentos e bebidas e também, em outros setores da indústria

alimentícia como, por exemplo, no tratamento de água de caldeiras (ICIS

CHEMICAL BUSINESS, 2007).

O tripolifosfato de sódio (TPP) é ainda o poliânion mais empregado na área

farmacêutica por não causar efeitos indesejáveis, como irritações nas mucosas e

membranas. O TPP apresenta vantagem sobre agentes químicos promovedores de

ligação cruzada como o glutaraldeído e outras moléculas orgânicas, devido ao fato

de ser uma substância não-tóxica (LOPEZ-LEÓN et al., 2005)

2.6 – GELIFICAÇÃO IÔNICA

A gelificação iônica consiste na obtenção de um gel físico obtido a partir de um

polímero, neste caso um polieletrólito, e um agente reticulante com carga oposta à

do polímero. O agente reticulante promove ligações cruzadas a partir da

complexação com os grupos ionizáveis do polímero.

Alguns polímeros, quando em contato com íons, sofrem gelificação. A preparação

de microcápsulas por meio de gelificação iônica envolve uma solução polimérica

aquosa, com íons de baixa massa molar. Desta maneira, polieletrólitos de cargas

opostas interagem entre si e formam um complexo. Para o sucesso da

encapsulação através de gelificação iônica, deve ocorrer a formação de uma

estrutura amorfa metastável, onde a redução do teor de água aumenta a

temperatura de transição vítrea, e resulta em uma matriz impermeável para certos

compostos orgânicos, bem como para o oxigênio. A permeabilidade à água mantém-

se finita (THIES, 1995).

A elasticidade das cápsulas aumenta conforme a afinidade do cátion/poliíon, e

este parâmetro também é responsável pelo comportamento quanto à sinérese. A

concentração de cátion, a força iônica e o pH determinam a cinética da formação do

gel, bem como o volume e estabilidade das cápsulas (AXELOS et al., 1998).

A técnica de formação de partículas por gelificação iônica têm sido desenvolvida

principalmente com base em biopolieletrólitos como o alginato e a quitosana. O

processo de obtenção das partículas por gelificação iônica consiste em dissolver um

biopolímero em solvente apropriado formando uma solução viscosa que é

adicionada gota a gota na solução do agente reticulante (SENGUPTA, 2007).

A reatividade dos grupos iônicos, a conformação das cadeias e a solubilidade dos

polieletrólitos dependem da força iônica e do pH da solução. A flexibilidade da

cadeia determina a estabilidade do complexo e as propriedades de membrana. A

força iônica do contra-íon empregado e a capacidade de gelificação do polieletrólito

afeta a formação e a homogeneidade das partículas (NEDOVIC E WILLAERT,

2004). Ou seja, a relação entre os grupos aniônicos e catiônicos do polieletrólito e do

contra-íon afetam a porosidade e a permeabilidade de membrana e dão forma à

superfície da partícula (SENGUPTA, 2007).

As partículas formadas por gelificação iônica podem ser compostas por dois

polímeros, onde inicialmente há um processo de coacervação a partir da adição da

solução de um polieletrólito a outra solução de um polieletrólito com carga oposta.

Posteriormente estas partículas coacervadas são reticuladas em uma solução de um

agente que promoverá ligações cruzadas (NEDOVIC e WILLAERT, 2004). Como

exemplo, pode ser citada a formação de partículas gelatina/quitosana reticuladas

com tripolifosfato de sódio (SHU e ZHU, 2002).

As partículas poderão ainda ser formadas por gelificação iônica de um único

polímero. Neste caso, a solução do polieletrólito é adicionada a uma solução com o

agente reticulante, que deve apresentar carga oposta àquela do polieletrólito, dando

forma, por ligação cruzada, às partículas propriamente ditas (NEDOVIC e

WILLAERT, 2004), um exemplo são as partículas formadas por quitosana e TPP

(BODMEIER et al., 1989).

2.6.1 – Obtenção de partículas quitosana/TPP por gelificação iônica

A obtenção de partículas e micropartículas de quitosana por gelificação iônica

para a liberação de substâncias ativas pode ser controlada por “crosslinking” da

matriz, com um agente químico de reticulação (“cross-linker”), tais como o

glutaraldeído (JAMEELA e JAYAKRISHNAN, 1995; GENTA et al., 1997, 1998;

BLANCO et al., 2000), NaOH (CHANDY E SHARMA, 1996; LIM et al., 1997;

VASUDEV et al., 1997) e o éter diglicídico glicol etilênico (MI et al., 1999).

Entretanto, estes agentes reticulantes podem provocar efeitos indesejáveis. O

glutaraldeído quimicamente sintetizado pode causar irritação às mucosas devido à

sua toxidez (LIM et al., 1997; MI et al., 2001; SHU et al., 2001). Para superar esta

desvantagem, podemos empregar a interação por ligações cruzadas iônicas. Por

exemplo, podem ser usados citrato (SHU e ZHU, 2000; 2001) e tripolifosfato de

sódio (TPP) (BODMEIER et al., 1989; SHIRAISHI et al., 1993; CALVO et al., 1997;

KO, 2002).

Neste método, a solução de quitosana é preparada e extrusada através de uma

agulha em uma solução aquosa de TPP. As esferas são removidas da solução,

lavadas com água destilada e secas a temperatura ambiente (KO et al., 2002).

2.7 – ÓLEO DE GIRASSOL

O girassol (Helianthus annus) é uma planta originária do México e cresce bem na

Europa central e na Rússia meridional, necessitando de muito sol e de umidade

(WENDT, 2005).

O óleo de girassol pode ser produzido industrialmente e artesanalmente.

Industrialmente, o óleo de girassol passa por um processo de prensagem seguido de

extração por solvente, normalmente o hexano (derivado do petróleo) em extratores

apropriados. Artesanalmente, em pequena escala, pode-se obter o óleo de girassol

a partir de prensagem contínua dos grãos, seguida por filtração ou decantação para

separação dos resíduos. Pode-se prensar os grãos em prensas domésticas

(contínuas ou hidráulicas) ou em semi-industriais de pequeno porte (WENDT, 2005).

O óleo de girassol possui alta proporção de ácidos graxos poli-insaturados,

principalmente o ácido linoléico (MUSSI, 2005). Para CASTRO et al. (1997), dentre

os óleos vegetais, o óleo de girassol destaca-se por suas excelentes características

físico-químicas e nutricionais. Possui alta relação de ácidos graxos poli-

insaturados/saturados (65,3%/1,6%), sendo que o teor de poli-insaturados é

constituído, na sua quase totalidade, pelo ácido linoléico (65%), em média.

O valor nutritivo do óleo de girassol é importante devido à presença de vitaminas

lipossolúveis A, D e E, sendo esta última a mais importante substância antioxidante

dos óleos vegetais, e também um importante conservante da vitamina A.

Considerando a presença de um porcentual maior de colesterol no organismo

humano, como o responsável pela freqüência de doenças cardiovasculares, e o

aumento dessa porcentagem ligado à assimilação de ácidos graxos saturados,

espera-se que, reduzindo-se a participação desses ácidos graxos saturados em

relação aos insaturados, e poli-insaturados (especialmente o linoléico), possa haver

uma redução dessas doenças. A questão tem levado o óleo de girassol a ser

reconhecido como excelente para ser utilizado na preparação de alimentos por

portadores de problemas cardiovasculares (ROSSI, 1998).

2.8 - VITAMINAS LIPOSSOLÚVEIS

As vitaminas são um grupo de compostos orgânicos que, em quantidades muito

pequenas, são essenciais para o funcionamento normal do corpo humano.

Apresentam extensa variedade de funções químicas e fisiológicas e estão

amplamente distribuídas em alimentos naturais. Treze vitaminas são reconhecidas

como essenciais na nutrição humana. Elas podem ser classificadas em dois grupos,

de acordo com a sua solubilidade. As vitaminas lipossolúveis são as vitaminas A, D,

E e K (BALL, 2006).

As vitaminas lipossolúveis podem ser microencapsuladas utilizando-se as

mesmas técnicas empregadas para a microencapsulação do óleo de girassol.

Vitamina A

Vitamina A é um termo genérico que designa qualquer substância que possua

atividade biológica de retinol. O retinol possui peso molecular de 286,46 g/mol e um

grupo funcional hidroxila, ligado ao átomo de carbono 15 (Figura 3). Esse grupo

hidroxila que pode estar esterificado com ácido graxo de cadeia longa, em geral

palmitato e estearato, o que confere grande estabilidade ao retinol (ROSS, 1999).

Figura 3: Estrutura química do retinol (ROSS, 1999)

A Vitamina A participa de várias funções primordiais ao organismo humano,

atuando na acuidade visual, na proliferação e diferenciação celular e na atividade

imunológica (IOM, 2001). O retinol e os carotenóides têm recebido destaque pela

sua atuação contra os radicais livres. Protegem o organismo contra o estresse

oxidativo e, conseqüentemente, previnem danos e lesões teciduais relacionados a

diversas doenças crônicas não transmissíveis (DELPORT et al., 1998).

O papel fisiológico da vitamina A é bastante diversificado. No mecanismo visual,

essa vitamina tem função primordial, já que faz parte da molécula dos pigmentos

visuais responsáveis pela visão. No tecido epitelial, por mecanismos ainda não bem

elucidados, mantém a integridade e a diferenciação de epitélios especializados

(ROSS, 1999). Um dos epitélios, severamente afetado nos casos de carência grave,

é o do revestimento ocular, sendo a cegueira irreversível (xeroftalmia e

ceratomalácia) uma das seqüelas graves (SOMMER et al., 1987; WILLET, 1990).

Estudos em animais e humanos têm indicado que a deficiência de vitamina A pode

também comprometer o sistema imunológico (ROSS, 1999).

A deficiência de vitamina A, com sua mais grave conseqüência, a xeroftalmia,

constitui um dos maiores problemas de saúde pública em nível mundial,

principalmente nos países do Sudeste Asiático (BAUERNFEIND, 1996) e nos outros

países em desenvolvimento (FAO/WHO, 1992; WHO, 1994). A vitamina A é

conhecida, sobretudo, pelos catastróficos efeitos de sua carência sobre a visão.

Contudo, os transtornos associados à deficiência dessa vitamina não se restringem

à cegueira. Estão relacionados também ao aumento da mortalidade infantil

(TONASCIA, 1992; BEATON, 1993; FAWZI et al., 1193; GLASZIOU e

MACKERRAS, 1993; MARTINS et al., 2004).

Vitamina D

A vitamina D é um importante regulador do metabolismo do cálcio e é essencial

para a mineralização óssea. Ela é considerada um pró-hormônio esteróide

disponível em duas formas moleculares: vitamina D3 (colecalciferol) e vitamina D2

(ergocalciferol). Poucos alimentos a fornecem em quantidades adequadas (peixes

gordurosos, gema de ovo, shitake, entre outros) (HOLICK, 2006). Durante a

exposição solar, a radiação ultravioleta B é absorvida na pele através do 7-de-

hidrocolesterol para formar a pré-vitamina D3, que se converte em colecalciferol e

chega aos capilares da pele ligado à proteína ligadora de vitamina D (Vitamin D

binding protein-DBP) (DeLUCCA, 2004). No fígado, após ser liberado pela DBP, o

colecalciferol sofre hidroxilação pela vitamina D25hidroxilase transformando-se em

25OHD (HOLICK, 2006), que é a principal forma circulante e o melhor indicador do

estoque da vitamina D (YOUNG et al., 2005). Nos rins, a 25OHD sofre ação da

vitamina D 1α hidroxilase (1OHase), e produz a 1,25-di-hidroxivitamina D

[1,25(OH)

D ou calcitriol)], forma biologicamente ativa da vitamina D (Figura 4).

Figura 4: Síntese da Vitamina D (PREMAOR, 2006)

O calcitriol inibe a 1OHase e estimula a enzima 25hidroxivitamina D 24hidroxilase,

que nos rins degrada o calcitriol em ácido calcitróico (HOLICK, 2006). A 25OHD

apresenta menor atividade biológica em comparação ao calcitriol, mas a sua

concentração é maior. Sua ação foi demonstrada no músculo, onde eleva o ATP,

fósforo e cálcio intracelular e estimula a síntese de troponina C, actina e proteínas

do retículo sarcoplasmático (GLEURUP et al., 2000). Nos enterócitos, a 25OHD age

diretamente na captação celular de cálcio (PHADNIS et al., 2003), nas paratireóides,

inibe a síntese de PTH (RITTER et al., 2006) e nos rins, conforme alguns autores,

ela pode aumentar a reabsorção de fósforo e cálcio (KUMAR, 1997).

A deficiência de vitamina D leva ao raquitismo (HOLICK, 2006), osteomalácia e

hiperparatireoidismo secundário (McKENNA et al., 1998), acelerando a perda óssea

e aumentando a chance de quedas por alterações neuromusculares, o que contribui

para um risco aumentado de fraturas (BOONEN et al., 2006). A reposição de

vitamina D e cálcio pode reduzirr o hiperparatireoidismo secundário, a reabsorção

óssea e aumentar a massa óssea e força muscular (RAISZ, 2005; BOONEN et al.,

2006).

Vitamina E

O termo vitamina E abrange um grupo de antioxidantes lipossolúveis. A análise

estrutural dessas moléculas demonstrou que existem dois grupos: os tocoferóis (α,

β, γ, δ ) e tocotrióis (α, β, γ, δ ). O α-tocoferol (Figura 5) é a forma mais abundante

na natureza e a que tem maior atividade biológica (BRIGELIUS-FLOHÉ e TRABER,

1999).

Figura 5: Estrutura química da vitamina E, na forma de α–tocoferol (BRIGELIUS-

FLOHÉ e TRABER, 1999)

As principais fontes de vitamina E são sementes e óleos vegetais e o seu

transporte no plasma ocorre através das lipoproteínas, como a lipoproteína de baixa

densidade (LDL) (KOGA et al., 1998). Sua estrutura é responsável pela habilidade

de recolher radicais livres e de incorporar-se em local adequado na bicamada

lipídica da membrana celular, para recolher os radicais peroxila (KOGA et al., 1998).

DUTTA-ROY (1999) caracterizou uma proteína na membrana plasmática, que se

liga ao α–tocoferol para incorporá-lo na bicamada lipídica da membrana eritrocitária.

Até então não se sabia ao certo porque o eritrócito mantinha baixas concentrações

de α–tocoferol dentro da célula, mesmo com concentrações altas no plasma.

A vitamina E é o mais importante antioxidante da membrana celular. Em

experimentos in vivo e in vitro demonstrou-se que a vitamina E coleta radicais livres

e H

, protege a membrana eritrocitária da peroxidação lipídica e da hemólise. A

vitamina E age como um “antioxidante quebrador de cadeia” por meio da doação de

um átomo de hidrogênio, principalmente ao radical peroxila, prevenindo assim a

propagação de radicais livres. A concentração de vitamina E presente na membrana

é inversamente proporcional à extensão da hemólise oxidativa (MAY, 1998; LII et al.,

1998; AZZI e STOCKER, 2000).

Vitamina K

Vitamina K é o nome dado a um grupo de várias substâncias relacionadas, que

têm em comum uma estrutura 2-metil-3-fitil-1,4 naftoquinona (Figura 6). A vitamina

K1, hoje chamada de filoquinona, é o único análogo da vitamina presente em

plantas; é encontrada em hortaliças e óleos vegetais, os quais representam a fonte

predominante da vitamina. A forma sintetizada por bactérias, as menaquinonas,

originalmente chamadas de K2, foram subseqüentemente caracterizadas (Dowd et

al., 1995).

Figura 6: Estrutura das formas biologicamente ativas da vitamina K (Modificado de

DORES, 2001)

A vitamina K tem uma relação direta com a coagulação sanguínea. Diversas

investigações conduzidas de meados dos anos 60 a meados dos anos 70

culminaram com a descoberta de fatores de coagulação (protrombina, fatores VII, IX,

e X) que continham um aminoácido, o ácido gama carboxiglutâmico (Gla). Outras

duas proteínas adicionais contendo Gla, a proteína S e C, atuam como inibidoras do

mecanismo de coagulação (SUTTIE, 1992). A vitamina K atua como cofator

essencial na reação de carboxilação de resíduos específicos de ácido glutâmico

(Glu), e leva à formação de Gla. A carboxilação capacita as proteínas de coagulação

a se ligarem ao cálcio, o que permite assim a interação com os fosfolipídios das

membranas de plaquetas e células endoteliais, o que, por sua vez, possibilita o

processo de coagulação sangüínea normal. Uma fonte importante de filoquinona é

representada pelos óleos e pelas gorduras. As manteigas contêm aproximadamente

10 μg por 100 gramas, enquanto há grande variação nos óleos vegetais, sendo que

os mais ricos, que contêm de 200-400 μg por 100 gramas, são os óleos de soja e

oliva (BOOTH e SUTTIE, 1998). Vegetais de folhas verdes contêm maior teor de

filoquinona e contribuem com 40-50% da ingestão total (FENTON et al., 1997). Os

altos valores encontrados nesses vegetais confirmam a conhecida associação da

filoquinona com tecidos capazes de realizar a fotossíntese (SHEARER et al., 1996).

A distribuição de filoquinona nas plantas não é uniforme; maiores concentrações da

vitamina são encontradas nas folhas externas quando comparadas às folhas mais

internas. A casca das frutas e dos vegetais parece ter maiores concentrações da

vitamina do que a polpa. Fatores como a estação do ano, o clima, o local geográfico

e a fertilização do solo afetam as concentrações de vitamina K1 nos alimentos

(BOOTH et al., 1993).

Diversos fatores protegem os adultos da deficiência de vitamina K, como a

distribuição ampla de vitamina K nos alimentos, o ciclo endógeno da vitamina e a

própria flora intestinal. A deficiência de vitamina K é caracterizada por manifestações

hemorrágicas e pela osteoporose, entre outros sintomas.

2.9 - DIFUSÃO E LIBERAÇÃO CONTROLADA

A liberação do conteúdo das microcápsulas pode ocorrer através de vários

mecanismos, como a ruptura mecânica ou dissolução, por efeitos da temperatura,

do pH, da solubilidade no meio; a biodegradação; e a difusão (REINECCIUS, 1995).

A liberação do material de recheio pode ocorrer de diferentes formas, podendo

representar quatro modelos teóricos de curva de liberação. O primeiro mecanismo

considera a existência de um mecanismo de disparo (calor, luz, pH e degradações

químicas da cápsula) que inicia a liberação. O segundo assume que a parede da

cápsula atue como reservatório, onde a taxa de liberação é constante. O terceiro

modelo pressupõe a migração através da parede, mas considera um efeito adicional

de liberação, ocasionado por pequenos rompimentos na estrutura da cápsula. O

quarto modelo considera a parede como uma membrana semipermeável e seletiva

de diferentes pesos moleculares (THIES, 1995).

Não existe um único tipo de perfil de liberação que satisfaça todas as

necessidades. Os dados de liberação reais tendem a se desviar dos perfis de

liberação idealizados. As cápsulas desenvolvidas para liberação controlada tendem

apresentar liberação de primeira ordem (CARDOSO, 2000).

A cinética de liberação de primeira ordem ocorre quando o material do núcleo é,

na verdade, uma solução e este tipo de processo é o mais comum. A cinética de

liberação de materiais do recheio, tanto de matrizes poliméricas hidrofílicas, quanto

hidrofóbicas, tem sido estudada experimentalmente (PAPADOKOSTAKI et al.,

1998).

No campo da bioencapsulação, muitas aplicações são baseadas nas

propriedades de difusão de diferentes solutos para dentro e para fora da matriz

gelificada. Suportes gelificados de policarboxilatos são freqüentemente usados como

uma matriz para conter moléculas de importância biológica (MESTDAGH e AXELOS,

1998).

A difusão é regida por um gradiente de concentração e de forças atrativas

intermoleculares, tais como: pontes de hidrogênio e interações de van der Waals

(SHAHIDI e HAN, 1993), controlada pela solubilidade do componente encapsulado

na matriz e pela sua permeabilidade através da mesma (REINECCIUS, 1995). A

difusão depende do tamanho, forma e polaridade da molécula penetrante, bem

como da cadeia do polímero, grau de ligações e quantidade de cristalinidade

(TANAKA et al., 1984).

A maioria dos efeitos de difusão relatada em géis pode ser explicada com base na

mudança da tortuosidade ou porosidade, mudança no coeficiente de partição,

interação de moléculas grandes com a rede da matriz do gel, interação entre solutos

com diferentes difusões e efeitos da temperatura (WILLAERT e BARON, 1996).

A expansão do volume de microcápsulas, devido á hidratação, é um fator

importante no controle da taxa de liberação de um agente bioativo, assim como na

permeabilidade da cápsula, da área de superfície em contato com o meio aquoso e

na concentração intracapsular do agente ativo diluído dentro da cápsula.

De acordo com KOIDA e colaboradores (1987), o mecanismo de transporte do

agente ativo através da microcápsula pode ocorrer: a) através de uma fase

polimérica contínua (FLYNN et al., 1974); b) através de canais interconectados,

como poros minúsculos ou pequenos rompimentos; ou c) paralelamente, através da

fase polimérica contínua, e através de canais interconectados (BARRIE, 1968), a

partir do qual modelos matemáticos de fluxo através da cápsula podem ser

estabelecidos.

O processo de liberação em meios aquosos envolve a absorção de água pela

cápsula, a dissolução do material de recheio, eventuais quebras das pontes de

hidrogênio e, simultaneamente a difusão do composto encapsulado. Mecanismos de

liberação de um recheio encapsulado e sua modelagem matemática em sistemas

que podem sofrer erosão não permitem o tratamento como uma difusão simples ou

uma difusão provocada pelo inchamento controlado da matriz, considerando assim,

somente o fenômeno de transporte de massa (CRANK, 1975; SPIEPMANN e

PEPPAS, 2001).

O tipo de polímero e os diferentes processos físico-químicos envolvidos

determinam o controle da liberação, que podem ser afetados pelo tipo de erosão.

Em geral, dois tipos são observados: uma erosão de superfície, com predominância

nas camadas mais externas poliméricas e uma de volume, mais lenta, que ocorre no

sistema todo, dependente da taxa de inchamento da cápsula. Como comportamento

básico, polímeros com grupos funcionais mais reativos tendem a apresentar uma

degradação de superfície rápida, enquanto polímeros com grupos funcionais menos

reativos tendem a apresentar erosão de volume. Em contraste, o aumento de

caminhos de difusão com o tempo dos sistemas de liberação, regidos

exclusivamente pela difusão, pode ser compensado pelo aumento da

permeabilidade/porosidade do sistema erodido, o que provoca uma saída constante

ou crescente do recheio com o tempo (FAISANT, SIEPMANN e BERNOIT, 2002).

3 – OBJETIVO

3.1 – OBJETIVO GERAL

Este trabalho teve como objetivo o desenvolvimento de microcápsulas, à base de

quitosana, capazes de reter substâncias lipídicas, e formadas por gelificação iônica

do sistema quitosana/ tripolifosfato de sódio.

3.2 - OBJETIVOS ESPECÍFICOS

- Obter e caracterizar quitosana a partir de cascas de camarão.

- Produzir micropartículas de quitosana e tripolifosfato de sódio.

- Microencapsular o óleo de girassol.

- Avaliar do rendimento do processo de microencapsulação (rendimento das

microcápsulas).

- Avaliar a eficiência de microencapsulação do óleo de girassol pelo sistema

quitosana/ tripolifosfato de sódio (porcentagem de retenção).

- Avaliar o comportamento de liberação do óleo microencapsulado sob condições

digestivas simuladas.

4 – MATERIAIS

4.1 - REAGENTES

A quitosana utilizada neste trabalho foi obtida a partir de carapaças de camarão

da espécie Penaeus schmitti (camarão cinza), adquiridas no mercado São

Sebastião, localizado no município de Niterói - RJ. Os reagentes acetona, ácido

acético, ácido clorídrico (HCl),álcool etílico, boroidreto de sódio, diclorometano,

emulsificante Tween 80 e hidróxido de sódio (NaOH) foram adquiridos na Vetec

Química Fina Ltda. (Rio de Janeiro,RJ, Brasil). O reagentes acetato de sódio e

tripolifosfato de sódio (TPP), foram fornecidos pela Sigma Chemical Co. (Saint Louis,

MO, USA). Os reagentes ácido clorídrico deuterado (DCl) e água deuterada foram

comprados da Tedia Company Inc. (Fairfield, OH, USA). O óleo de girassol da marca

LIZA foi adquirido em um supermercado local.

4.2 - EQUIPAMENTOS

Todos os equipamentos utilizados foram do IMA/UFRJ analisador

termogravimétrico modelo TGA-7 da marca Perkin Elmer (Norwalk, USA); bomba

peristáltica marca Milan, modelo BP-200; calorímetro diferencial de varredura TA

Instruments, modelo Q-1000( New Castle, Delaware, USA); centrífuga refrigerada Hit

CR22GII da Hitachi Koki Co., Ltd. (Hitachinaka City, Japan); difratrômetro de raios-X

Rigaku modelo RU200R (Osaca, Japão); dispersador de alta performance marca

IKA Works, modelo Ultra Turrax T50 (Wilmington, North Carolina, USA);

espectrofotômetro de absorção na região do infravermelho da Varian, modelo

Excalibur 3100 FT-IR (Mugrave, Victoria, Austrália); espectrofotômetro Thermolyne

Turner modelo SP-870 (Dubuque, USA); espectrofotômetro UV-Vis Varian, modelo

CARY100 (Mulgrave,Victoria, Austrália); espectrômetro Varian Mercury 300 (Palo

Alto, CA, USA); homogeneizador de ultra-som 500 W Cole Parmer (Vernon Hills,

USA); liquidificador industrial da marca General Electric. modelo H238; medidor de

pH microprocessado marca Analyser, modelo 300M (São Paulo, SP, Brasil);

microscópio eletrônico de varredura, modelo 5610LV (Akishima-shi, Japão);

microscópio óptico Olympus modelo BX50 (Olympus America Inc., New York, USA),

acoplado a uma câmara digital Olympus; moinho de bolas Retsch D-42781, modelo

S1000 (Germany, 1995).

5 – METODOLOGIA

5.1 - OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE QUITINA

A quitina foi obtida a partir de carapaças de camarão da espécie Penaeus schmitti

(camarão cinza). As cascas foram limpas e lavadas em água corrente.

Posteriormente, foram submetidas a lavagens sucessivas em água destilada e

deixadas de molho sob temperatura ambiente para a retirada de sais. A última

lavagem foi realizada em banho de álcool 70° para redução da carga microbiana.

As cascas foram, então, secas a 50°C em estufa por cerca de 10 horas, trituradas

em liquidificador industrial e posteriormente submetidas à moagem em moinho de

bolas. A fração de pó foi passada por peneira com tamanho de poro de 2 mm.

Posteriormente, a farinha de cascas de camarão foi submetida à

desmineralização e à desproteinização (PERCOT et al., 2003 modificado). A

desmineralização foi realizada por tratamento com ácido clorídrico 0,25 M na razão

∼1/40 (m/v), durante 30 minutos, sob agitação constante e a temperatura ambiente.

O material resultante da desmineralização foi neutralizado por sucessivas lavagens

em água deionizada. A desproteinização foi realizada por meio de tratamento com

solução de NaOH 1 M na razão ∼1/40 (m/v), sob agitação constante a temperatura

ambiente, durante 24 h. O material obtido foi, então, neutralizado por sucessivas

lavagens em água deionizada e seco em estufa a 70°C.

O produto final foi despigmentado para a retirada do corante natural do camarão,

a astaxantina. Para essa despigmentação, foram realizadas lavagens sucessivas em

banho de álcool etílico e de acetona na proporção de 1:1 (v/v).

Ao final, foi obtida uma quitina de aspecto flocular e insolúvel na maioria dos

solventes orgânicos (CANELLA e GARCIA, 2001).

A caracterização da quitina foi realizada por meio de análise termogravimétrica,

espectroscopia de absorção na região do infravermelho e difração de raios X.

5.2 – OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DA QUITOSANA

Para a obtenção de quitosana, o tempo, a temperatura e a basicidade do meio

têm efeito sobre o grau de desacetilação (LE DUNG et al., 1994). A Figura 7 mostra

as estruturas da molécula de quitina e de quitosana (quitina parcialmente

desacetilada).

Figura 7: Obtenção de quitosana a partir da desacetilação parcial da quitina. ( LE

DUNG et al., 1994)

A desacetilação da quitina foi realizada em duas etapas. A primeira etapa foi

realizada em meio heterogêneo e em presença de solução aquosa de NaOH a 10 %

e 30% na razão ∼ 1:50 (m/v), a temperatura ambiente durante 5 horas e sob

agitação lenta constante (Tabela 1). O material resultante foi neutralizado até pH 7,

por meio de sucessivas lavagens em água deionizada, e, posteriormente, foi seco a

50ºC por cerca de 12 horas para ser submetido à segunda etapa da desacetilação.

A segunda etapa foi realizada sob agitação e sob fluxo de gás inerte (nitrogênio).

Visando minimizar a ocorrência simultânea de degradação do polímero

(despolimerização), foi empregado o boroidreto de sódio em uma proporção de 0,1 g

por grama de quitosana (LE DUNG et al., 1994; TOLAIMATE et al., 2000; SORLIER

et al., 2002). Condições diferentes de concentração de NaOH, temperatura e tempo

foram avaliadas nessa etapa (Tabela 1).

Os diferentes produtos obtidos foram recuperados por lavagens sucessivas em

água deionizada para permitir total neutralização a pH 7 e, por fim, foram lavados

com álcool etílico, secos a 50ºC por 12 horas, macerados e armazenados em

dessecador.

Tabela 1: Condições empregadas na desacetilação da quitina

Experimento

1ª Etapa 2ª Etapa

NaOH (%) NaOH (%) Temp. (°C) Tempo (h)

BNBq-01

10 50 80 8

BNBq-02

10 50 90 8

BNBq-03

10 50 100 8

BNBq-04

10 50 100 12

BNBq-05

10 50 80 18

BNBq-06

10 60 100 5

BNBq - 07

30 60 100 5

5.2.1 – Grau de acetilação

O grau de acetilação (DA) das amostras de quitosana foi determinado por

ressonância magnética nuclear de hidrogênio (

H NMR). Os espectros foram

obtidos de um espectrômetro Varian Mercury VX 300 (300 MHz for

H) (Palo Alto,

USA), equipado com probes de 5 mm de detecção inversa. As amostras de

quitosana (15 mg) foram dissolvidas em uma mistura de 1,96 mL de D

O com 0,023

mL de DCl a 35% sob agitação constante por 6 horas a temperatura ambiente.

Os espectros foram adquiridos a 70°C com pulso de 90° (o qual corresponde a

um pulso com 11 μs), 6 s de tempo de relaxação e tempo de aquisição de 2 s. Para

cada análise, o tubo com a amostra foi inserido no probe e a análise foi iniciada após

10 minutos, de modo a atingir o equilíbrio térmico. Um mínimo de 64 corridas foram

adquiridas para cada espectro. O cálculo do DA foi feito de acordo com a Equação

DA (%) =

'62

−

Equação 1

Na equação, I

CH3

corresponde à intensidade do sinal dos átomos de hidrogênio do

grupo metila dos resíduos de β-(1,4)-2-acetoamida,2-desoxi-D-glicose, e I

H2-H6’

é a

soma das intensidades do sinal de H-2 do resíduo desacetilado e dos sinais de H-2

a H-6’ de ambos os resíduos, desacetilados e acetilados (LAVERTU et al,.2003).

5.2.2 – Viscosidade Intrínseca [η]

Para a determinação da viscosidade intrínseca, [η], cerca de 55 mg de cada uma

das amostras de quitosana foi dissolvido em 20 mL de uma solução-tampão ácido

acético/acetato de sódio pH 4,5 sob agitação constante por 24 horas. Cada solução

foi, então, centrifugada por 20 minutos a 2000 rpm e o sobrenadante filtrado em filtro

Millipore com 0,5 μm. Uma alíquota de 10 mL do filtrado foi colocada em

viscosímetro capilar do tipo Ubbelohde (diâmetro igual a 0.58 mm), termostatizado a

25 ± 0,1°C para a diluição seriada. Seis diluições foram realizadas, acrescentando-

se a cada vez 1,5 ml de solução-tampão, previamente centrifugada, filtrada e,

também, termostatizada a 25 ± 0,1°C. A média de quatro determinações de tempo

de escoamento foi considerada, para cada uma das diluições.

A concentração real de cada amostra analisada foi calculada a partir de alíquotas

da solução. A análise foi realizada em triplicata e consistiu em determinar o teor de

sólidos totais por meio de secagem até peso constante em estufa a 105ºC.

A equação de Huggins (Equação2) foi usada para o cálculo da viscosidade

intrínseca

][][

ηη

+= Equação 2

Na equação 2, η

é a viscosidade específica; η

/C é a viscosidade reduzida

(g/dl); [η] é a viscosidade intrínseca (g/dL); K é a constante de Huggins e C é a

concentração da solução (g/dL).

5.2.3 – Espectroscopia da região do infravermelho

A espectroscopia de absorção no infravermelho (FTIR) é uma das técnicas mais

usadas para a caracterização e determinação do grau de acetilação de amostras de

quitosana (LAVERTU et al., 2003).

Algumas amostras de quitosana foram submetidas a FTIR no modo de

transmitância, com acúmulo de 20 varreduras e resolução de 2 cm

−1

. Cada amostra

foi macerada e homogeneizada com KBr para a formação de pastilhas usadas para

a aquisição dos espectros.

5.2.4 – Difração de Raios X

De forma a confirmar a origem e a investigar a variação da cristalinidade das

amostras de quitina e de quitosana, foram conduzidas análises de difração de raios-

X (XRD). Medidas de XRD foram realizadas em um difratômetro de raios X, a

voltagem e a corrente utilizadas foram de 30 kV e 15 mA, respectivamente. Essas

medidas foram realizadas no intervalo de 5-40° (2θ), com velocidade de varredura

de 1°/minuto em etapas de 0,05°.

5.2.5 – Análise termogravimétrica (TGA)

Amostras de quitina e quitosana secas (aproximadamente 3 mg) foram

submetidas à análise termogravimétrica em analisador termogravimétrico na faixa de

25 a 700°C com varredura de 10°C/min.

5.3 – OBTENÇÃO DAS PARTÍCULAS QUITOSANA TPP

Inicialmente, partículas macroscópicas de quitosana e TPP, formadas por

gelificação iônica, foram obtida por gotejamento da solução de quitosana com auxílio

de uma bomba peristáltica sobre a solução de TPP sob agitação magnética

constante de aproximadamente 200 rpm (BODMEIER, OH e PRAMAR, 1989

modificado).

5.3.1 – Parâmetros que influenciam a formação das partículas

A gelificação iônica entre o TPP e a quitosana é dependente de fatores físicos,

como a relação entre os componentes, o pH da solução de agente reticulante (TPP),

adição dos componentes e tempo reacional.

5.3.1.1 – Relação quitosana/TPP

A concentração ideal de cada um dos componentes reacionais foi determinada

pela variação da concentração de QS e de TPP nas soluções. A concentração da

solução de quitosana variou na faixa de 0,05 a 0,5% (p/v) e a concentração da

solução de TPP na faixa de 0,5 a 10,0% (p/v). A relação TPP/CS variou de 1:1 a

20:1. As misturas reacionais foram avaliadas visualmente quanto à turvação e ao

aparecimento de partículas gelificadas no meio.

5.3.1.2 – pH da solução de TPP

As soluções de TPP foram preparadas em água deionizada e tiveram seu pH

ajustado com soluções diluídas de ácido clorídrico (HCl) 0,1M e hidróxido de sódio

(NaOH) 0,1M. O pH foi ajustado com auxílio de pH-metro.

5.3.1.3 – Ordem de adição dos componentes reacionais

A influência da ordem de adição dos componentes sobre a formação das

partículas gelificadas também foi avaliada. Para isto, a solução de quitosana foi

gotejada sobre a solução de TPP e, posteriormente, inverteu-se a ordem gotejando-

se uma outra solução de TPP sobre uma solução de quitosana. Todas as adições

foram feitas sob agitação magnética constante à baixa velocidade

(aproximadamente 100 rpm).

5.3.1.4 – Tempo de agitação da mistura reacional

A avaliação da influência do tempo de agitação magnética, após a mistura dos

componentes, foi feita por meio da variação do período de tempo em que as

misturas eram mantidas sob agitação. Foram realizados experimentos sob agitação

constante em períodos que variaram de 15 minutos a 4 horas.

5.4 – OBTENÇÃO DE MICROPARTÍCULAS QUITOSANA/TPP

A metodologia para a formação das micropartículas foi a mesma utilizada para a

obtenção das partículas maiores, diferindo apenas na velocidade de agitação

durante a mistura das soluções. Para a obtenção de micropartículas, a solução de

quitosana foi vertida sobre a solução de TPP, sob agitação de aproximadamente

8000 rpm. Esta velocidade foi alcançada com auxílio de um dispersor do tipo Turrax.

Após a adição, a mistura reacional foi mantida sob agitação magnética lenta e

constante (aproximadamente 100 rpm) por períodos de 15 a 120 minutos.

5.5 – ENCAPSULAÇÃO DE ÓLEO DE GIRASSOL EM PARTÍCULAS

QUITOSANA/ TPP

A incorporação de óleo de girassol foi feita às partículas obtidas por gelificação

iônica. Para isso, foram adotadas as melhores condições de obtenção de partículas

quitosana/ TPP.

As soluções de quitosana foram preparadas e, após total dissolução, foi

adicionado emulsificante Tween 80 em uma proporção de 2% (v/v) em relação ao

volume final da reação. A solução de quitosana foi então deixada sob agitação por

cerca de 20 minutos para garantir a total dispersão do emulsificante. Após este

tempo, 1,0 mL de óleo de girassol foi adicionado à solução e a solução foi mantida

sob agitação magnética rápida (aproximadamente 500 rpm) até completa

homogeneização do sistema.

A solução de quitosana com óleo de girassol foi então gotejada, com auxílio de

bomba peristáltica, a uma vazão de aproximadamente 1,0 mL por minuto sobre a

solução de TPP. A solução de TPP foi mantida durante e após a mistura sob

agitação magnética constante até o término do tempo reacional.

Ao final da reação, as partículas foram separadas com auxílio de uma tela de

nylon apropriada para filtração, lavadas com água deionizada para a retirada de

resíduos de surfactante e secas em estufa a 50°C por cerca de 12 horas.

5.6 – MICROENCAPSULAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL

As microcápsulas de óleo de girassol foram obtidas por gelificação iônica entre o

TPP e a quitosana. Soluções de quitosana a 0,5% (p/v) foram preparadas em ácido

acético a 1% (v/v). As soluções eram deixadas sob agitação até dissolução completa

e a elas adicionava-se o emulsificante Tween 80 e o óleo de girassol seguindo a

metodologia empregada para a obtenção de partículas com óleo de girassol.

As soluções de TPP com pH previamente ajustado foram postas sob agitação de

aproximadamente 8000 rpm e a solução de quitosana com óleo de girassol foi

vertida lentamente sobre a solução de TPP para total homogeinização e mantida sob

agitação magnética constante por tempo determinado. Após o término do tempo

reacional as misturas foram submetidas a tratamento por ultra-som a uma amplitude

de 40% por 5 minutos, para a desagregação das microcápsulas formadas (TANG,

HUANG e LIM, 2003).

As microcápsulas foram separadas da mistura reacional por centrifugação a 5000

rpm por 15 minutos a 15°C, lavadas com água deionizada, submetidas a nova

centrifugação e secas em estufa a 50° C por aproximadamente 12 horas.

5.7 – CARACTERIZAÇÃO DAS MICROCÁPSULAS DE ÓLEO DE GIRASSOL

As microcápsulas de óleo de girassol foram caracterizadas quanto à sua

morfologia por microscopia óptica, microscopia eletrônica de varredura (MEV) e,

quanto à incorporação do composto ativo, por espectroscopia de absorção na região

do infravermelho (FTIR) e por análise termogravimétrica (TGA).

5.7.1 – Microscopia óptica

A análise por microscopia ótica foi realizada com a amostra ainda em solução,

onde uma gota da mistura reacional, após submetida ao tratamento por ultra-som,

era posta em uma lâmina para microscopia, coberta por uma lamínula e analisada

logo em seguida por um microscópio óptico,cujo aumento variou de 20 a 40 vezes

com uma lente objetiva n°7. A fim de facilitar visualização do óleo microencapsulado

uma pequena quantidade (20μL) de β-caroteno foi adicionado ao óleo de girassol

antes do processo de microencapsulação.

5.7.2 – Microscopia eletrônica de varredura (SEM)

As microcápsulas secas foram posteriormente recobertas por uma fina camada de

ouro e observadas ao microscópio eletrônico de varredura a fim de se estudar sua

morfologia.

5.7.3 – Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (FTIR)

As microcápsulas de óleo de girassol obtidas por gelificação iônica foram

caracterizadas por espectroscopia de absorção na região do infravermelho por

pastilhas de KBr.

5.7.4 – Análise termogravimétrica TGA

As microcápsulas foram analisadas também por termogravimetria em analisador

termogravimétrico TGA-7. Cerca de 3mg de amostra foram analisados. A corrida foi

obtida por aquecimento da amostra de 25 a 700°C, aplicando-se uma taxa de

aquecimento de 10°C/min.

5.8 – DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE

O teor de umidade das microcápsulas foi calculado a partir do método para

análise de peso seco (PIERUCCI, 2005), no qual a massa de microcápsulas úmida

era definida e levada à estufa a 105°C até peso constante. Após 4 horas de

secagem, a massa de microcápsulas foi retirada da estufa, pesada, levada

novamente à estufa e pesada, após atingir a temperatura ambiente em dessecador,

a cada 30 minutos em balança analítica até peso constante.

5.9 – CÁLCULO DO RENDIMENTO DE FORMAÇÃO DE MICROCÁPSULAS

O cálculo do rendimento das microcápsulas foi feito de acordo com a Equação 3,

proposta por FU, SHYU e YU (2002).

Equação 3

Na Equação 3, MM é a massa coletada de microcápsulas ao final do processo,

MN a massa do material ativo e MMP a massa do material de parede.

5.10 – EFICIÊNCIA DE MICROENCAPSULAÇÃO

A eficiência de microencapsulação foi calculada a partir da análise do teor de óleo

de girassol encontrado nas microcápsulas secas de acordo com TRINDADE e

GROSSO (2001).

Equação 4

Na Equação 4 TAs é o teor do ativo (óleo de girassol) em base seca das soluções

encapsulantes e TAm o teor do ativo em base seca das microcápsulas.

O teor de óleo de girassol contido nas microcápsulas foi quantificado a partir de

análise por UV. Inicialmente, foi determinada a curva absorbância versus

concentração (solução padrão). Para isso, 30 μL de óleo de girassol foram

dissolvidos em 10 mL de diclorometano, a solução permaneceu sob agitação até

completa dissolução. Foram realizadas sete dissoluções a partir da solução-mãe.

Cada uma dessas soluções correspondia à metade da concentração daquela que

lhe deu origem.

O óleo de girassol contido no pó de microcápsulas secas foi extraído por

diclorometano. Uma alíquota de aproximadamente 35 mg da amostra foi posta em

50 mL de diclorometano em um recipiente hermeticamente fechado, para evitar a

evaporação, e deixado sob agitação magnética constante por 48 h. Ao final deste

período, uma alíquota de 1,0 mL da solução foi retirada, avolumada em balão

volumétrico a 10 mL e submetida à leitura em espectrofotômetro de absorção no UV,

para a análise a 268 nm.

5.11 – LIBERAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL MICROENCAPSULADO

A observação do comportamento de liberação do óleo de girassol

microencapsulado foi realizado sob condições digestivas simuladas in vitro, sem o

uso de enzimas. Para o fluido gástrico simulado, foi usada a solução de HCl 0,1N

com pH ajustado para 1,2; para o fluido intestinal simulado, foi usado tampão fosfato

pH 6,8 (NANTHARAT et al., 2004; TORRES, 2006).

Uma alíquota de aproximadamente 60 mg da amostra foi posta em 10 mL de

fluido gástrico simulado e mantido sob agitação lenta (cerca de 50 rpm) ao abrigo da

luz e a temperatura constante de 37ºC. Alíquotas de 2,0 mL do fluido gástrico

simulado foram retiradas a cada intervalo de 60 minutos durante 4 horas

consecutivas. Ao término deste período, a massa de microcápsula foi submetida à

ação do fluido intestinal simulado e mantido sob agitação lenta (cerca de 50 rpm) ao

abrigo da luz e sob temperatura constante de 37ºC. Alíquotas de 1,0 mL do fluido

intestinal simulado foram retiradas a cada intervalo de 60 minutos durante 8 horas

consecutivas.

Cada alíquota era posta em tubo de ensaio ao qual foram adicionados 5 mL de

diclorometano. Os tubos sofriam agitação em vórtex por aproximadamente 1 minuto

e as amostras foram então deixadas para decantar. Após separação total das fases,

a alíquota hidrofóbica foi avolumada, com diclorometano, para 10 mL em balão

volumétrico, e submetida à leitura em espectrofotômetro para observação da

absorção em 268 nm.

6 - RESULTADOS E DISCUSSÃO

6.1 – OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DA QUITINA

6.1.1 – Cálculo de rendimento na obtenção de quitina

No processo de obtenção de quitina, o total de 17,5 kg de resíduos de camarão

foram tratados para a eliminação de impurezas, que incluíram gelo e outros restos

orgânicos. A Figura 8 mostra o diagrama de obtenção de quitina a partir desses

resíduos.

Conforme mostra o diagrama, menos de 10% (1,2 Kg) do peso inicial de resíduos

correspondia às cascas de camarão e essas apresentavam 66% de umidade. Desta

forma, apenas 3% (528 g) da massa inicial de resíduos foi utilizada para a extração

de quitina. O procedimento de moagem apresentou uma perda de aproximadamente

6,5% exclusivamente devido à manipulação e transferência de recipientes, como por

exemplo, a ação de peneirar a farinha para garantir uma granulometria

monodispersa.

A extração da quitina a partir da farinha das cascas de camarão apresentou um

rendimento de 70,8%.

car

esp

regi

-1

CO-

sido

ban

1.2 – Esp

stra de q

espectro

cterizaçã

ctro de

es de 16

- deform

NH e ao

denomin

a fina a

110 cm

-1

stirament

ectrosco

itina

copia de

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bsorção

9 cm

-1

ção N-H

rupo CH

da band

379 cm

-1

é atribuíd

O-H (CA

Desmi

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bsorção

a obtida

da quitin

stirament

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Cascas

Resíd

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2006).

Quitina

ha de ca

, desprotei

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Moa

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Secagem

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Limpeza +

obtençã

região d

o infrave

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bandas

onhecida

de 1315

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do à def

ação sim

amento N

(342g)

arão (48

nização e

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úmidas

(

m estufa

arão (17,

Lavagens

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(528g)

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1,2 Kg)

5 Kg)

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mostra

mida na

da I; 155

formaçã

anda te

O-NH.

. A band

3446 cm

-1

Figura 9: Espectro de absorção da quitina na região do infravermelho

6.1.3 – Análise termogravimétrica (TGA) da amostra de quitina

A termogravimetria é uma técnica que permite a observação das variações de

massa sofridas pela amostra em função da temperatura (PINHO, 1999) e é

considerada um método simples e preciso para avaliar a estabilidade térmica e o

comportamento de decomposição térmica de polímeros (ATHAWALE e LELE, 2000).

Na Figura 10, é possível observar a perda de massa da amostra de quitina durante a

análise termogravimétrica.

Inicialmente, houve uma perda de aproximadamente 5% em massa da amostra,

referente à presença de umidade. A degradação da quitina foi iniciada à temperatura

de 342 ºC e a degradação total ocorreu a 383 ºC. Ao final da análise, a 700°C, foi

detectado cerca de 10% (m/m) de resíduo mineral na amostra de quitina.

Figura 10: Termograma da amostra de quitina

6.1.4 – Difração de raios X para a amostra de quitina

A difração de raios-X (XRD) é empregada para determinar a origem da amostra

de quitina com base no tipo de cristalinidade. Na natureza, é possível encontrar

amostras de quitina α-, β-, e γ-, que diferem entre si pelo arranjo de suas cadeias em

diferentes regiões cristalinas. Amostras de quitina provenientes de crustáceos são

do tipo α-, possuem duas cadeias antiparalelas com fortes ligações de hidrogênio. A

Figura 11 mostra o difratograma de raios-X obtido para a amostra de quitina.

Figura 11: Difração de raios-X da amostra de quitina

Na Figura 11 é possível observar dois picos principais característicos da quitina;

um pico em 2θ = 9,5º e o outro pico em 2θ = 19,5º reflete a alta cristalinidade da α-

quitina (ANDRADE et al., 2002).

6.2 – OBTENÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS AMOSTRAS DE QUITOSANA

6.2.1 – Obtenção da quitosana a partir da quitina

A quitosana foi obtida a partir da desacetilação da quitina por tratamento com

NaOH. Uma notável diferença entre a quitina e a quitosana consiste na solubilidade

da quitosana em ácido acético. Após a segunda etapa de desacetilação a quitosana

foi lavada, neutralizada, seca e submetida a teste de solubilidade em solução de

ácido acético a 1% (v/v). A Tabela 2 mostra o comportamento de solubilidade das

amostras iniciais de quitosana.

Tabela 2: Obtenção e solubilidade das amostras de quitosana

Experimento

1ª

Etapa

2ª Etapa

Solubilidade em

ácido acético 1%

(v/v)

NaOH

(%)

NaOH

(%)

Temp. (°C)

Tempo

(h)

BNBq-01

10 50 80 8 Insolúvel

BNBq-02

10 50 90 8 Insolúvel

BNBq-03

10 50 100 8 Insolúvel

BNBq-04

10 50 100 12 Insolúvel

BNBq-05

10 50 80 18 Solúvel

BNBq-06

10 60 100 5 Solúvel

BNBq-07

30 60 100 5 Solúvel

O tempo, a temperatura e a concentração de NaOH influenciam o processo de

desacetilação da quitina (CAMPANA e SIGNINI, 2001) e, portanto, na solubilidade

da quitosana. Ao compararmos as amostras BNBq – 01, BNBq – 04 e BNBq – 05

podemos observar que o tempo teve maior influência sobre a solubilidade das

amostras do que a temperatura (METHACANON et al., 2003). A comparação das

amostras BNBq – 05, BNBq – 06 e BNBq – 07 mostra uma maior influência da

concentração do NaOH em relação ao tempo (METHACANON et al., 2003) sobre a

solubilidade das amostras, já que a amostra BNBq – 05 foi tratada durante 18 horas,

na segunda etapa de desacetilação, enquanto as outras duas amostras sofreram o

mesmo processo durante 5 horas .

As amostras solúveis foram então caracterizadas para comparação e escolha do

melhor procedimento de obtenção da amostra final de quitosana.

6.2.2 – Determinação do grau de acetilação das amostras iniciais de

quitosana por (

H NMR)

A técnica de RMN requer uma quantidade de amostra muito pequena, não

necessita de padrões para calibração com grau de acetilação conhecido e fornece

espectros caracterizados por uma boa resolução dos picos (LAVERTU et al., 2003).

Além disso, a técnica de

H NMR tem demonstrado ser a mais precisa,

principalmente na determinação de baixos graus de acetilação (SORLIER et al.,

2002). As Figuras 12 (a), 12 (b) e 12 (c) apresentam os espectros de

H NMR de

cada uma das três amostras de quitosana. É possível verificar a diferença na

intensidade do pico –CH

do grupamento acetila das três amostras, a qual varia de

acordo com o grau de acetilação (DA). Esses espectros de

H NMR foram obtidos

em DCl/D

O, a 70°C, e a atribuição dos pico foi baseada em dados, previamente

reportados na literatura (VARUM et al., 1991).

Figura 12 (a): Espectros de

H NMR da amostras de quitosana BNBq–05,

DA = 1,56%

Figura 12 (b): Espectros de

H NMR da amostra de quitosana BNBq–06,

DA = 22,63%

Figura 12 (c): Espectros de

H NMR da amostra de quitosana BNBq–07,

DA = 6,96%

A amostra BNBq–05 foi a que apresentou o maior grau de desacetilação,

(98,44%), em seguida a amostra BNBq–07 (93,04%) e BNBq–06 (77,87%). Esses

valores confirmam que os resultados encontrados estão de acordo com o relatado

por METHACANON (2003), em relação à influência do tempo e da concentração de

NaOH sobre o grau de desacetilação.

6.2.3 – Determinação da viscosidade Intrínseca das amostras iniciais de

quitosana

O coeficiente de Huggins é aceito como uma medida das interações entre

polímero e solvente. Resultados experimentais indicam que quanto maior a afinidade

entre polímero e solvente, menor o valor de k

. Experimentalmente, valores de k

entre 0,25 e 0,50 são encontrados quando os polímeros estão em bons solventes

(ELIAS, 1977; KRIGBAUM e WALL, 1949).

As amostras BNBq–05, BNBq–06 e BNBq–07 apresentaram valores de k

dentro

do intervalo citado (Tabela 3).

Tabela 3: Dados viscosimétricos obtidos para as amostras de quitosana em

solução tampão ácido acético/acetato de sódio pH 4,5 a 25°C

Amostra [η]

(dL/g) R

[η]

(dL/g) R

BNBq–05 7,91 0,95 0,32 7,90 0,89 -0,17

BNBq–06 7,30 0,96 0,49 7,44 0,94 -0,07

BNBq–07 14,52 0,97 0,40 14,58 0,90 -0,13

Os valores determinados na Tabela 3 estão representados graficamente nas

Figuras 13, 14 e 15.

Figura 13: Curvas de viscosidade da amostra BNBq–05

Figura 14: Curvas de viscosidade da amostra BNBq–06

Figura 15: Curvas de viscosidade da amostra BNBq–07

A massa molar viscosimétrica média não foi calculada por falta de parâmetros

confiáveis para valores das constantes da equação de Mark-Houwink, uma vez que

estas constantes são influenciadas pelo grau de acetilação de cada amostra.

6.2.4 – Caracterização da amostra Final de quitosana

A partir dos resultados das análises de

H NMR, quanto ao grau de acetilação e

da determinação da viscosidade intrínseca, a amostra BNBq–07 foi escolhida para

ser empregada neste estudo por apresentar grau de acetilação (DA) aceitável, com

um tempo de obtenção menor do que a amostra BNBq-05 e maior viscosidade

intrínseca (Tabela 4). Essa amostra foi então submetida às demais análises para

caracterização.

Tabela 4: Grau de acetilação e [η] das amostras iniciais de quitosana

Amostra DA [η]

(dL/g) [η]

(dL/g)

BNBq–05 1,56 7,91 7,90

BNBq–06 22,63 7,30 7,44

BNBq–07 6,96 14,52 14,58

6.2.4.1 – Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (FTIR) para a

amostra final de quitosana

A técnica de espectroscopia de absorção na região do infravermelho é útil para

comprovar a hidrólise dos grupamentos acetila da estrutura da quitina, por meio da

redução da banda de estiramento da carbonila da amida. Dessa forma, a Figura 16

mostra o espectro da quitosana (b) utilizada na elaboração deste trabalho. Embora

os espectros no infravermelho de quitina e de quitosana apresentem semelhanças

(Figura 16), podem ser observadas diferenças, que são atribuídas a diferentes

teores de grupos acetamida, principalmente nas regiões correspondentes aos

grupos de acetamida nas regiões de 1659 cm

-1

- conhecida como banda de amida I;

1559 cm

-1

- banda de amida II e de 1315 cm

-1

- denominada banda de amida III,

devido à deformação do grupo CO-NH. De fato, A banda fina a 1379 cm

-1

, atribuída

à deformação simétrica do grupo CH

apresentou-se com menor intensidade no

espectro de quitosana do que no de quitina.

Figura 16: Espectro de absorção da quitina (a) e da quitosana (b) na região do

infravermelho

6.2.4.2 – Análise termogravimétrica (TGA) da amostra final de quitosana

A Figura 17 mostra a curva termogravimétrica obtida para a amostra final de

quitosana. Nesse termograma, há uma perda inicial de aproximadamente 9%

referente à presença de umidade na amostra. A retirada de grupamentos acetila

diminuiu a estabilidade térmica da amostra, já que a degradação da quitosana teve

início à temperatura de 288ºC, enquanto que a temperatura inicial para degradação

da quitina foi de 342ºC. A degradação total da quitosana ocorreu a 306ºC, enquanto

que a degradação da amostra de quitina se deu em 383 ºC. Ao final da análise, a

700º C, foi detectada na amostra de quitosana cerca de 15% (m/m) de resíduo

mineral. Essa quantidade, um pouco maior do que a encontrada para a amostra de

quitina, provavelmente se deve a resíduos de sódio, remanescentes na amostra de

quitosana decorrente do tratamento com NaOH para desacetilação.

Figura 17: Termograma da quitina (a) e da amostra final de quitosana (b)

6.2.4.3 – Difração de raios X da amostra final de quitosana

A Figura 18 mostra o difratograma de raios X obtido para a amostra final de

quitosana. Nesse difratograma, o pico em 2θ = 9,5ºencontrado na amostra de quitina

foi desviado para 2θ = 10,3º. O outro pico em 2θ = 19,5º, para a quitina, foi desviado

para 2θ = 19,9º, um novo pico próximo a 2θ = 22,0º, ausente no difratograma da

quitina, aparece no difratograma da quitosana. Este deslocamento nos picos decorre

da modificação na cristalinidade provocada pela desacetilação da molécula de

quitina.

Figura 18: Difração de raios-X da amostra final de quitosana

6.3 – OBTENÇÃO DAS PARTÍCULAS QUITOSANA/ TPP

6.3.1 – Influência da relação quitosana/TPP na formação das partículas

A formação de partículas depende, entre outros fatores, da relação

quitosana/TPP. Em meios reacionais cuja concentração do polímero e do poliânion

eram muito baixas, não houve a formação de partículas. O TPP, usado como contra-

íon, deve estar presente no meio em quantidade. Esta relação deve levar em conta a

diferença de massa molar entre os componentes (NEDOVIC e WILLAERT, 2004).

Os experimentos realizados para a observação da influência da relação

quitosana/TPP são apresentados na Tabela 5.

Tabela 5: Relação quitosana/TPP e observação visual do meio reacional

Reação

Concentração

da solução de

quitosana

(%, p/v)

Concentração

da solução

de TPP

(%, p/v)

Análise visual

BNB–08

0,05 0,5 Sem turvação

BNB–09

0,05 1 Sem turvação

BNB–10

0,05 3 Pouca turvação

BNB–11

0,05 5 Turvação

BNB–12

0,05 10 Turvação

BNB–13

0,1 0,5 Sem turvação

BNB–14

0,1 1 Pouca turvação

BNB–15

0,1 3 Pouca turvação

BNB–16

0,1 5 Pouca turvação

BNB–17

0,1 10 Turvação

BNB–18

0,3 0,5 Sem turvação

BNB–19

0,3 1 Pouca turvação

BNB–20

0,3 3 Turvação

BNB–21

0,3 5 Turvação

BNB–22

0,3 10

Turvação + separação de

fases

BNB–23

0,5 0,5

Turvação + separação de

fases

BNB–24

0,5 1

Turvação + separação de

fases

BNB–25

0,5 3 Turvação + partículas

BNB–26

0,5 5 Formação de partículas

BNB–27

0,5 10 Formação de partículas

A Figura 19 mostra a fotografia das reações BNB–20, BNB–21, BNB–23, BNB–

25, BNB–26 e BNB–27.

As melhores condições para a formação das partículas são aquelas nas quais a

concentração de quitosana é 0,5% (p/v) e cuja concentração de TPP é de 5% ou

10% (p/v), porém a solução de TPP a 3% (p/v), além da turvação também apresenta

a formação de partículas no meio reacional.

Figura 19: Fotografia das reações BNB–20 (a), BNB–21 (b), BNB–23 (c), BNB–25

(d), BNB–26 (e) e BNB–27 (f)

6.3.2– Influência do pH da solução de TPP na formação das partículas

O melhor pH é aquele que leva à ionização total dos grupos fosfato do TPP (KO

et al., 2002). O pH das soluções de TPP é naturalmente 8,6 e, com a elevação do

pH, as partículas formadas adquirem forma mais esférica e aparência mais uniforme.

A Figura 20 mostra a fotografia de partículas formadas em soluções de TPP com

diferentes valores de pH.

Figura 20: Fotografia das partículas formadas em soluções de TPP (a) pH 8,6; (b)

pH 9,5 e (c) pH 10,5

As partículas formadas em solução de TPP a pH 8,6 apresentaram algumas

partículas irregulares (não esféricas), com aparência translúcida e consistência

pouco firme. Com o aumento do valor de pH, as partículas mostraram-se opacas e

com consistência mais firme. Além disso, para a solução de TPP a pH 10,5, as

partículas apresentaram tamanho um pouco menor. Com o aumento do pH o grau

de ionização da molécula de TPP aumenta, o que favorece a formação de ligações

eletrostáticas entre moléculas de TPP e quitosana (KO et al., 2002).

6.3.3 – Influência da ordem de adição dos componentes reacionais na

formação das partículas

As partículas formadas por gelificação iônica entre a quitosana e o TPP foram

obtidas apenas quando a solução de quitosana foi vertida ou gotejada sobre a

solução de tripolifosfato de sódio (TPP). Porém, não ocorreu nenhuma modificação

desejável no meio reacional quando a mistura foi realizada pela adição da solução

de TPP à solução de quitosana.

6.3.4 – Influência do tempo de agitação da mistura reacional na formação e

aparência das partículas

As partículas quitosana/TPP formam-se imediatamente após a mistura dos dois

componentes por um mecanismo de associação chamado “self-assembly” (JANES,

CALVO e ALONSO, 2001). Após 15 minutos de reação, as partículas, que antes

apresentavam aparência de bolhas irregulares translúcidas passaram a apresentar

uma forma esférica esbranquiçada e opaca. As partículas mantiveram a mesma

aparência por um período de 4 horas quando algumas partículas começaram a

perder a forma desfazendo-se em pequenos fragmentos.

6.4 – OBTENÇÃO DAS MICROPARTÍCULAS QUITOSANA TPP

As micropartículas, formadas por agitação mais intensa do que aquela usada na

formação das partículas maiores, apresentaram aparência de suspensão com cor

esbranquiçada, imediatamente após a adição da solução de quitosana sobre a

solução de TPP (Figura 21). Esta mesma aparência foi observada em misturas

reacionais com tempo superior a 6 horas.

Figura 21: Fotografia das micropartículas quitosana/TPP

6.5 – MICROENCAPSULAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL

As microcápsulas de óleo de girassol foram obtidas empregando-se aquelas

condições que permitiram a formação das partículas e micropartículas. A Tabela 6

mostra as variáveis das condições de obtenção das micropartículas.

Tabela 6: Condições de obtenção das microcápsulas de óleo de girassol

Reação

Concentração

da solução de

quitosana

(%, p/v)

[C%] TPP pH TPP

Banho de

ultra-som

BNB-28

0,5 1 8,6 -

BNB-29

0,5 1 10,5 -

BNB-30

0,5 1 8,6 5 min. 40%

BNB-31

0,5 1 10,5 5 min. 40%

BNB-32

0,5 3 8,6 -

BNB-33

0,5 3 10,5 -

BNB-34

0,5 3 8,6 5 min. 40%

BNB-35

0,5 3 10,5 5 min. 40%

BNB-36

0,5 5 8,6 -

BNB-37

0,5 5 10,5 -

BNB-38

0,5 5 8,6 5 min. 40%

BNB-39

0,5 5 10,5 5 min. 40%

BNB-40

0,5 10 8,6 -

BNB-41

0,5 10 10,5 -

BNB-42

0,5 10 8,6 5 min. 40%

BNB-43

0,5 10 10,5 5 min. 40%

6.6 – CARACTERIZAÇÃO DAS MICROCÁPSULAS DE ÓLEO DE GIRASSOL

6.6.1 – Microscopia óptica

As micrografias ópticas das microcápsulas de óleo de girassol são apresentadas

nas Figuras 22, 23 e 24. A Figura 22 mostra a fotografia da micrografia óptica das

microcápsulas em solução sem tratamento de ultra-som (BNB-41).

Figura 22: Micrografia óptica da solução BNB-41: (a) aumento de 80x; (b)

aumento de 300x

A Figura 23 mostra a micrografia óptica das microcápsulas após o tratamento de

ultra-som (BNB-43). Em comparação à reação BNB-41, sem tratamento de ultra-

som, percebe-se que o tratamento desagrega as micropartículas.

Figura 23: Micrografia óptica da solução BNB-43: (a) aumento de 50x; (b)

aumento de 100x; (c) aumento de 160x

Após a secagem, as soluções com as microcápsulas apresentaram a formação de

estruturas organizadas, provavelmente devido ao sal remanescente no meio, o que

dificultou a visualização das microcápsulas por micrografia óptica. Na Figura 25 (c),

é possível observar a presença das microcápsulas em meio aos cristais formados

após secagem da solução com auxílio da luz polarizada.

Figura 24: Micrografia óptica da reação BNB-43 após secagem sob temperatura

ambiente: (a) aumento de 50x; (b) aumento de 100x; (c) aumento de 160x, sob luz

polarizada

6.6.2 – Microscopia eletrônica de varredura (SEM)

A microscopia eletrônica de varredura foi feita em um aparelho de microscopia

eletrônica de varredura a vácuo, portanto não foi possível realizar a análise em

microcápsulas de óleo de girassol já que a amostra era bastante higroscópica. Além

disso, foi necessário secar bem as amostras para a realização das análises. Esse

procedimento dificultou a visualização de estruturas esféricas, provavelmente devido

à baixa estabilidade das paredes das partículas. Após a secagem, foi observada a

formação de um filme na placa de Petri, o qual pode ser visualizado na Figura 25.

Na Figura 25 (c) é possível visualizar com mais detalhes os cristais formados

após a secagem das amostras (como mostrado anteriormente na Figura 24 (c)). Nas

Figuras 25 (e) e (f) é possível a visualização de algumas estruturas esféricas. Talvez

a observação das partículas em um aparelho de microscopia eletrônica de varredura

sob baixo vácuo (ambiental).sem secagem drástica das amostras, permita uma

melhor observação das partículas em sua forma esférica.

Figura 25: Micrografia eletrônica de varredura das partículas quitosana/TPP

6.6.3 – Espectroscopia de absorção na região do infravermelho (FTIR) para

as microcápsulas de óleo de girassol

A espectroscopia de absorção na região do infravermelho é uma técnica

amplamente empregada na caracterização de microcápsulas bem como na detecção

de ativos incorporados pela microcápsula (MLADENOVSKA et al., 2007). A Figura

26 mostra os espectros de infravermelho para a quitosana (a), para as partículas

quitosana/TPP (b), para óleo de girassol (c) e para as microcápsulas de óleo de

girassol (d). O espectro das microcápsulas de óleo de girassol (d) mostram picos na

região de 2840-2920 cm

-1

e 1740 cm

-1

, além daqueles da região entre 880 cm

-1

1450 cm

-1

, característicos do óleo de girassol (c).

Figura 26: Espectro de absorção na região do infravermelho da quitosana (a), das

partículas quitosana/TPP (b), do óleo de girassol (c) e das microcápsulas de óleo de

girassol (d)

A presença dos picos característicos do óleo de girassol no espectro das

microcápsulas de óleo de girassol (d) confirmam a presença do óleo nas

microcápsulas, provando que a técnica foi eficiente na retenção do composto

lipídico.

6.6.4 – Análise termogravimétrica TGA das microcápsulas de óleo de

girassol

As análises de TGA, realizadas para a quitosana e para as micropartículas

revelaram a perda de água e de massa (Figura 27). Já para as microcápsulas de

óleo de girassol, não houve perda de água. Nos termogramas, verifica-se que a

temperatura de decomposição da quitosana (a) foi de 288 ºC, enquanto o

termograma das micropartículas (b) apresentou dois eventos térmicos: o primeiro em

114ºC, com uma perda de massa de aproximadamente 9%, em virtude da

desidratação e o segundo pico em 243ºC, correspondente à decomposição do

sistema quitosana/TPP com aproximadamente 25% de perda de massa. O valor

elevado de mineral remanescente da amostra (aproximadamente 75%) provém do

tripolifosfato de sódio que por ser mineral, não sofre degradação nesta faixa de

temperatura e comprova a interação quitosana/TPP. Ao observarmos a temperatura

de decomposição das microcápsulas de óleo de girassol (c) a 363ºC, constata-se um

elevado aumento da estabilidade térmica do sistema quitosana/TPP em presença de

óleo. O termograma confirma a incorporação do óleo de girassol pelo sistema de

microencapsulação e mostra que as microcápsulas de óleo de girassol formam um

complexo com alta estabilidade térmica quando comparadas à quitosana e às

micropartículas.

Figura 27: Termograma da quitosana (a); micropartículas (b) e microcápsulas de

óleo de girassol (c)

6.7 – DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE

As microcápsulas de óleo de girassol apresentaram uma média de 65% de

umidade. A Tabela 7 (apêndice) mostra o teor de umidade das microcápsulas em

função do pH e da concentração das soluções de TPP.

As alterações nos valores de pH e a concentração das soluções de TPP não

influenciaram o teor de umidade, todas as seis composições de microcápsulas

apresentaram médias semelhantes à média final de umidade Figura 28.

Figura 28: Teor de umidade das microcápsulas de óleo de girassol em função da

concentração e pH das soluções de TPP

O elevado teor de umidade encontrado para as microcápsulas de óleo de girassol,

65,49 ± 0,22%, está de acordo com a técnica de gelificação iônica, uma vez que o

método é realizado em solução.

6.8 – CÁLCULO DO RENDIMENTO DE FORMAÇÃO DE MICROCÁPSULAS

O cálculo de rendimento foi obtido com base na massa de microcápsulas secas. A

Tabela 8 mostra a média do rendimento em massa para cada uma das seis

composições de microcápsulas. Os dados da Tabela 8 mostram que o rendimento

das microcápsulas é influenciado tanto pelo pH da solução de TPP quanto pela

concentração dessa solução.

A Figura 29 ilustra esses resultados e compara as amostras em porcentuais. É

possível notar que para uma mesma concentração, a alteração no valor do pH causa

uma diferença de aproximadamente 3,6 pontos porcentuais para a solução de TPP a

10% (p/v) e aproximadamente 7,0 pontos porcentuais para a solução de TPP a 5%

(p/v). Já a influência da concentração da solução do TPP pode ser observada ao

compararmos soluções com 5% e 10% em pH 10,5 onde há entre elas um diferença

de aproximadamente 6 pontos porcentuais em rendimento.

Tabela 8: Rendimento em massa de microcápsulas em relação à concentração e

ao pH da solução

Concentração

de TPP

pH da solução

Massa de

Microcápsulas (g)

10% 10,5 0,93584 ± 0,04

10% 8,6 0,906 ± 0,009

5% 10,5 0,807088 ± 0,04

5% 8,6 0,6799 ± 0,02

3% 10,5 0,197771 ± 0,05

1% 10,5 0,027233 ± 0,01

Ao compararmos as soluções com 5% e 10%, sem ajuste de pH (pH 8,6), entre as

quais a diferença foi de quase 10 pontos porcentuais. Pelo gráfico da Figura 30, é

possível constatar que o rendimento das microcápsulas de girassol diminui com a

concentração da solução de TPP, e que esta diminuição não é linear, uma vez que

as microcápsulas preparadas com solução de TPP a 10% (p/v) pH 10,5

apresentaram um rendimento médio de 27% e as microcápsulas preparadas com

solução de TPP a 5% (p/v) pH 10,5 apresentaram um rendimento médio de 23%.

Por outro lado, as microcápsulas preparadas com solução de TPP a 3% (p/v) pH

10,5 apresentaram um rendimento médio de 6% e as microcápsulas preparadas

com solução de TPP a 1% (p/v) pH 10,5 apresentaram um rendimento médio menor

do que 1%.

Figura 29: Rendimento de microcápsulas de óleo de girassol em função da

concentração e pH das soluções de TPP

6.9 – EFICIÊNCIA DE MICROENCAPSULAÇÃO

Para avaliar a eficiência da microencapsulação, a solução obtida da extração do

óleo de girassol foi analisada em espectrofotômetro UV/Vis. A Figura 30 mostra a

curva-padrão de óleo de girassol que foi construída para que se obtivesse a

equação da reta {[óleo de girassol]=(absorbância-0,05)/0,456}, a partir da qual foi

possível o cálculo da concentração de óleo de girassol no solvente de extração.

Figura 30: Curva de calibração da concentração de óleo de girassol versus

absorbância

A eficiência de encapsulação, ou eficiência de retenção, foi calculada

comparando-se a quantidade de óleo de girassol extraída por solvente das

microcápsulas e a quantidade de óleo de girassol posta em meio reacional. A Figura

31 mostra o percentual de microencapsulação para cada uma das seis composições

de microcápsulas. A composição que apresentou melhor eficiência de

microencapsulação foi aquela na qual foi empregada soluções de TPP a 10% (p/v)

em pH 10,5 com um valor médio porcentual de retenção de 51% do óleo de girassol.

Para as microcápsulas preparadas com soluções de TPP a 3% e 1% não foi

possível detectar a presença de óleo de girassol no solvente de extração pela

técnica de ultravioleta. Desta forma, foi considerado que não houve retenção do óleo

por parte dessas duas formulações. Comparando-se as outras quatro formulações,

pode-se afirmar que a eficiência de microencapsulação sofre influência tanto da

concentração quanto do pH da solução de TPP. Porém, ao observarmos

formulações de concentrações idênticas, com valores de pH diferentes, nota-se uma

diferença maior do que aquela observada para o rendimento. Aproximadamente 10

pontos porcentuais de diferença para as soluções de TPP a 10% e mais do que 15

pontos porcentuais para as soluções de TPP a 5%. Deste modo, é possível afirmar

que a eficiência de microencapsulação do óleo de girassol pelo sistema

quitosana/TPP é mais influenciado pelo valor de pH do que pela concentração da

solução de TPP.

Figura 31: Eficiência de microencapsulação do óleo de girassol em função da

concentração e pH das soluções de TPP

6.9.1 – Influência do tempo de reação sobre a eficiência de

microencapsulação

A influência do tempo de reação sobre a eficiência de microencapsulação também

foi avaliada. Para isso, misturas reacionais formadas por solução de TPP a 10% com

pH 10,5 foram submetidas a períodos de tempo que variaram de 15 a 180 minutos.

A Figura 32 mostra a eficiência de microencapsulação do óleo de girassol pelo

sistema quitosana/TPP em função do tempo que a reação fica em agitação após a

mistura. A eficiência de retenção média foi de 47,5% para o tempo reacional de 15

minutos, 51,7% para o tempo reacional de 30 minutos, 50,6% para o tempo de 60

minutos, 48,4% para o tempo de 120 minutos e 43,3% para o tempo de 180 minutos.

De acordo com o observado no gráfico, apesar de não haver uma grande diferença

entre os valores, há um aumento de 3 pontos porcentuais na eficiência de

encapsulação quando o tempo de agitação aumentou de 15 para 30 minutos. Ao

deixar-se a mistura reacional sob agitação por 60 minutos, houve uma leve queda na

eficiência e o mesmo ocorreu para períodos superiores a 60 minutos. Desta forma,

30 minutos é um período de tempo suficiente para que as microcápsulas

apresentem estabilidade e eficiência de microencapsulação e este dado está de

acordo com outros trabalhos da literatura (SHU e ZHU, 2002; TANG, HUANG e LIM,

2003).

Figura 32: Eficiência de microencapsulação do óleo de girassol em função do

tempo de reação

6.10 – LIBERAÇÃO DO ÓLEO DE GIRASSOL MICROENCAPSULADO

A quantificação do óleo de girassol liberado ao longo do tempo em fluidos

digestivos simulados foi feita por análise em UV. As absorbâncias determinadas,

para cada uma das amostras, nos ensaios gástrico e entérico, são apresentadas na

Tabela 9.

Tabela 9: Detecção de óleo de girassol liberado em fluidos digestivos simulados

Meio Amostra 1

Gástrico BNB-87 BNB-88 BNB-89

1 hora 0,1634 - 0,0234

2 horas - - 0,0187

3 horas 0,0632 0,1275 -

4 horas 0,2958 - -

Entérico BNB-87 BNB-88 BNB-89

1 hora - 0,0538 -

2 horas 0,0486 - 0,0387

3 horas - - 0,0647

4 horas - - -

5 horas - 0,0865 -

6 horas 0,0356 - -

7 horas - - 0,0723

8 horas 0,1978 0,1658 -

- Absorbância não detectável

De acordo com os dados da Tabela 9, a liberação média do óleo de girassol em

fluido gástrico simulado seria de 39% e a liberação média em fluido entérico

simulado seria de 43%. Deste modo, a média da liberação total de óleo de girassol

ao longo das 12 horas seria de 82%. Porém, a metodologia empregada não foi

adequada para a quantificação de óleo de girassol liberado. Usualmente, A liberação

de substâncias lipídicas microencapsuladas deve ser preferencialmente quantificada

pela técnica de cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC) (BUSTOS et al.,

2003; PIERUCCI, 2005; AHN et al., 2008).

7 – CONCLUSÕES

1. As partículas quitosana/TPP só foram formadas por gelificação iônica quando

o TPP encontrava-se no meio reacional em concentrações bem mais elevadas do

que a quitosana.

2. O melhor valor de pH para a solução de TPP para que houvesse a formação

de partículas foi de 10,5.

3. As partículas só foram formadas quando a solução de quitosana foi vertida ou

gotejada sobre a solução de tripolifosfato de sódio (TPP). O mesmo não foi

observado quando a solução de TPP foi gotejada ou vertida sobre a solução de

quitosana.

4. A velocidade de agitação controla o tamanho das partículas.

5. A variação do pH e da concentração da solução de TPP interferiu tanto no

rendimento quanto na eficiência de microencapsulação.

6. As melhores condições para a microencapsulação foram aquelas nas quais a

concentração do TPP foi de 10% e o pH da solução foi de 10,5. Sob essas

condições, a eficiência de retenção do óleo de girassol foi de 51%.

7. O sistema quitosana/TPP formado por gelificação iônica foi capaz de

microencapsular o óleo de girassol e pode ser empregado na microencapsulação

de outras substâncias lipídicas como fármacos, vitaminas lipossolúveis, óleos

essenciais, entre outros.

8- SUGESTÕES

1. Analisar a amostra final de quitosana por meio da técnica de cromatografia de

permeação em gel (GPC), para determinar a distribuição da massa molar.

2. Analisar as microcápsulas por microscopia eletrônica de varredura sob baixo

vácuo (SEM ambiental).

3. Analisar as microcápsulas quanto à distribuição de tamanho, por técnica de

espalhamento de luz.

4. Quantificar o óleo liberado em fluidos digestivos simulados por técnica de

cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC).

10- BIBLIOGRAFIA

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11 – APÊNDICE

Tabela 7: Teor de umidade das microcápsulas de óleo de girassol

pH da

solução de

TPP

Concentração da

solução de TPP

Peso úmido

(g)

Peso

seco (g)

Teor de

umidade (%)

10,5 10%

BNB-44

2,792018643 0,9585 65,67

BNB-45

2,612269208 0,8772 66,42

BNB-46

1,160682755 0,3944 66,02

BNB-47

1,548258138 0,5422 64,98

BNB-48

2,871395617 0,9958 65,32

BNB-49

2,650073206 0,905 65,85

BNB-50

2,711245326 0,9427 65,23

BNB-51

1,771477176 0,6248 64,73

BNB-52

1,218618954 0,4359 64,23

10,5 5%

BNB-53

2,731670216 0,8979 67,13

BNB-54

2,554483541 0,9002 64,76

BNB-55

0,890233362 0,309 65,29

BNB-56

2,65760709 0,8996 66,15

BNB-57

2,53137146 0,9118 63,98

BNB-58

4,751278195 1,5798 66,75

BNB-59

2,722567288 0,9205 66,19

BNB-60

1,806918983 0,6111 66,18

8,6 10%

BNB-61

2,835962145 0,9889 65,13

BNB-62

1,393242476 0,4907 64,78

BNB-63

2,239764359 0,7604 66,05

BNB-64

2,631706578 0,8682 67,01

BNB-65

2,095474614 0,7594 63,76

BNB-66

2,442895283 0,8235 66,29

BNB-67

2,387254902 0,8279 65,32

8,6 5%

BNB-68

2,047972587 0,7172 64,98

BNB-69

2,283846601 0,7861 65,58

BNB-70

0,992415403 0,3402 65,72

BNB-71

2,142011834 0,724 66,2

BNB-72

2,094360385 0,7613 63,65

BNB-73

2,235259083 0,7506 66,42

BNB-74

0,804925833 0,2876 64,27

BNB-75

1,449096645 0,5053 65,13

BNB-76

1,319308357 0,4578 65,3

10,5 3%

BNB-77

0,577955454 0,2024 64,98

BNB-78

0,315641674 0,1124 64,39

BNB-79

0,703425481 0,2341 66,72

BNB-80

0,536371868 0,1777 66,87

BNB-81

0,861547411 0,2962 65,62

BNB-82

0,482319661 0,1705 64,65

BNB-83

0,550403226 0,1911 65,28

10,5 1%

BNB-84

0,058458813 0,0198 66,13

BNB-85

0,114706732 0,0397 65,39

BNB-86

0,065083553 0,0222 65,89

Média

∑

/

65,49 ± 0,22

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