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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE
CENTRO DE BIOCIÊNCIAS
DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA
VIDEANNY VIDENOV ALVES DOS SANTOS
AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE RETINOL EM FÍGADOS
FRESCOS E CONGELADOS DE FRANGOS DAS LINHAGENS
COBB E ROSS
NATAL
2008
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VIDEANNY VIDENOV ALVES DOS SANTOS
AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE RETINOL EM FÍGADOS
FRESCOS E CONGELADOS DE FRANGOS DAS LINHAGENS
COBB E ROSS
Dissertação apresentada ao
Departamento de Bioquímica da
Universidade Federal do Rio Grande do
Norte como requisito parcial para
obtenção do título de Mestre em
Bioquímica.
Orientador: Roberto Dimenstein.
NATAL
2008
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Divisão de Serviços Técnicos
Catalogação da Publicação na Fonte. UFRN / Biblioteca Setorial Leopoldo
Nelson.
Santos, Videanny Videnov Alves dos.
Avaliação da concentração de retinol em fígados frescos e
congelados de frangos das linhagens Cobb e Ross / Videanny Videnov
Alves dos Santos. - Natal(RN), 2008.
78 f.
Orientador: Roberto Dimenstein.
Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Rio Grande do
Norte. Centro de Biociências. Departamento de Bioquímica. Programa
de Pós-Graduação em Bioquímica.
1. Vitamina A – Dissertação. 2. Retinol – Dissertação. 3. Fígado –
frango – Dissertação. 4. Frango congelado – Cobb e Ross –
Dissertação. I. Dimenstein, Roberto. II. Universidade Federal do Rio
Grande do Norte. III. Título.
RN/UF/BC CDU 577.161.1 (043.3)
VIDEANNY VIDENOV ALVES DOS SANTOS
AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE RETINOL EM FÍGADOS FRESCOS E
CONGELADOS DE FRANGOS DAS LINHAGENS COBB E ROSS
Dissertação apresentada ao
Departamento de Bioquímica da
Universidade Federal do Rio Grande do
Norte como requisito parcial para
obtenção do título de Mestre em
Bioquímica.
Aprovado em: 29/09/2008
BANCA EXAMINADORA
___________________________________________________
Dr. Roberto Dimenstein
Departamento de Bioquímica - UFRN
Orientador
____________________________________________________
Prof. Dr. Carlos Alberto Bastos de Maria
Departamento de Ciências Fisiológicas - UNIRIO
1º Examinador
____________________________________________________
Prof
a
. Dr
a
. Roberta Targino Pinto Correia
Departamento de Engenharia Química - UFRN
2º Examinador
Dedico esta obra
À Deus, meus pais, noivo e irmãos pelo incentivo e apoio.
AGRADECIMENTOS
Aos meus familiares, em especial, meus pais, Ana Lúcia e Videncial Francisco,
Carlos Sérgio e meu irmão Richardy, por todo amor, confiança, respeito e incentivo
nos momentos mais difíceis.
Ao meu orientador professor Roberto Dimenstein pelo ensinamento, paciência,
confiança, incentivo e amizade dispensada durante a elaboração desse trabalho.
Ao programa de Pós-Graduação em Bioquímica.
Ao Sr. Luciano Simões de Melo, veterinário da Guaraves, pelo apoio à pesquisa e
fornecimento das amostras de fígado.
Aos professores do DBQ por todos os conhecimentos transmitidos durante o curso.
Aos professores Luíz e Guilherme por todas as sugestões durante a qualificação.
Ao professor Carlos Lima pelo apoio no desenvolvimento da pesquisa.
Aos funcionários do Departamento de Bioquímica, em especial à técnica Creuza
Bernardo pelo incentivo, carinho e primeiros conhecimentos adquiridos.
Ao professor Henrique pela colaboração a esse trabalho.
À minha grande amiga Heryka Myrna, pela amizade, palavras de apoio, incentivo e
ajuda a este trabalho.
Às alunas de iniciação científica, Ana Paula, Nathália Karoline e Jeane Franco, cuja
ajuda foi imprescindível para a realização desse trabalho.
À amiga Danielle Soares, pelo companheirismo, palavras de apoio e agradável
convivência durante todo o mestrado.
Às minhas amigas do laboratório da Bioquímica da Nutrição, Danielle Soares, Lígia
Siqueira, Layana, Carolina, Ana Paula, Nathália Karoline, Jeane Franco, Katherine
Feitosa, Gabrielle e Samara, por tornarem o dia-a-dia no laboratório mais agradável.
À minha turma do mestrado pela agradável convivência e amizade.
À minha querida avó Francisca Teixeira por toda a ajuda e acolhida durante esses
anos do mestrado.
Ao meu tio Eugênio por toda ajuda dispensada sempre que foi preciso.
A todos aqueles que direta ou indiretamente contribuíram para a realização desse
trabalho. Muito obrigada.
"...se desejarmos fortemente o melhor e,
principalmente, lutarmos pelo melhor...O
melhor vai se instalar em nossa vida."
Carlos Drummond Andrade.
RESUMO
A ingestão de quantidades adequadas de alimentos, incluindo aqueles ricos
em vitaminas, é necessária para uma vida saudável. A carência de vitamina A tem
sido caracterizada como um problema de saúde pública nos países em
desenvolvimento, entretanto, uma alta ingestão de vitamina A pode resultar em
efeitos tóxicos e teratogênicos. Altas concentrações de vitamina A tem sido
observadas nos fígados de animais. O objetivo deste trabalho foi avaliar os níveis de
retinol em fígados de frango e verificar o efeito da estocagem sob condições de
congelamento sobre esses níveis. Foram utilizados 64 fígados de duas linhagens de
frango, Cobb e Ross, provenientes de quatro diferentes propriedades. Examinamos
32 fígados de cada linhagem, 8 amostras de cada granja. As amostras de fígado
foram homogeneizadas individualmente, em seguida foram retiradas de cada
amostra 4 alíquotas. Uma das alíquotas foi analisada imediatamente após o abate
(T0), as demais foram analisadas após 30, 60 e 90 dias de armazenamento a –18
o
C
(T30, T60 e T90, respectivamente). A dosagem de retinol no fígado foi realizada
através da Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE). Os níveis de retinol
variaram significativamente de acordo com a linhagem. O valor médio de retinol nas
amostras frescas da linhagem Cobb e Ross foi de 6678,0 ± 1337,4 e 8324,1 ±
1158,5 µg/100g, respectivamente. Valores de 4258 ± 918,7 e 4650,5 ± 1391,7
µg/100g foram encontrados após 90 dias de estocagem para a linhagem Cobb e
Ross, respectivamente. O congelamento do fígado causou uma redução significativa
nos seus níveis de retinol, ocasionando uma perda de até 44% com relação aos
fígados frescos. A redução nos níveis de retinol ocorreu a partir de 30 dias de
estocagem. Mesmo com as perdas decorrentes do congelamento, a ingestão de
uma típica porção de 100 g de fígado, independentemente da linhagem do frango
analisada, ultrapassa todas as recomendações de consumo e o limite máximo de
ingestão tolerável de vitamina A (3000 µg/dia) para adultos.
Palavras-chave: Frango. Fígado. Retinol. Congelamento. CLAE.
ABSTRACT
The intake of adequate quantities of food, including those rich in vitamins, is
necessary for a healthy life. The lack of vitamin A has been characterized as a public
health problem in developing countries, however, a high intake of vitamin A can result
in toxic and teratogenics effects. High concentrations of vitamin A have been
observed in the livers of animals. The objective of this study was to assess the levels
of retinol in chicken livers and verify the effect of frozen storage on these levels. 64
livers from two chicken strains, Cobb and Ross, were used, came from four different
farms. We examined 32 livers from each strain, 8 samples from each farm. Liver
sample were homogenized individually, then 4 aliquots were taken from each
sample. One of aliquots was analyzed immediately after slaughter (T0), the others
were analyzed after 30, 60 and 90 days of storage at -18
o
C (T30, T60 and T90,
respectively). Retinol dosage in the liver was determined by High Performance Liquid
Chromatography (HPLC). The levels of retinol varied significantly according to the
strain. The mean retinol value in the fresh samples was 6678.0 ± 1337.7 and 8324.1
± 1158.5 µg/100g in the Cobb and Ross strain, respectively. Values of 4258 ± 918.7
± 1391.7 and 4650.5 ± 1391.7 µg/100g were found after 90 days of storage for Cobb
and Ross strain, respectively. The liver freezing caused a significant reduction in their
levels of retinol, causing a loss of up to 44% with respect to fresh livers. The
reduction in retinol levels occurred from 30 days of storage. Even with the losses
from the frozen, the ingestion of a typical portion of 100 g of liver, regardless the
chicken strain analyzed, surpass all recommendations of consumption and the
maximum tolerable intake of vitamin A (3000 µg/day) for adults.
Keywords: Chicken. Liver. Retinol. Freezing. HPLC.
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 Estrutura química das diferentes formas de vitamina A....... 21
FIGURA 2 Conversão do β-caroteno a retinol........................................
22
FIGURA 3 Absorção e transporte do retinol...........................................
24
FIGURA 4 Estocagem do retinol............................................................ 26
FIGURA 5 Aviário da empresa de avicultura Guaraves......................... 41
FIGURA 6
Diluições do padrão de retinol para leitura em
espectrofotômetro................................................................. 43
FIGURA 7
Diluição do padrão de retinol para sua aplicação no
aparelho de CLAE................................................................ 44
FIGURA 8 Extração de retinol das amostras de fígado......................... 46
FIGURA 9 Perfil de eluição de retinol em CLAE.................................... 48
FIGURA 10
Curva de calibração dos padrões de retinol (2-64 ng/20
µL).........................................................................................
50
FIGURA 11
Peso dos fígados da linhagem Cobb e Ross........................
54
FIGURA 12
Concentração de retinol nos fígados frescos dos frangos
das linhagens Cobb e Ross de diferentes granjas............... 55
FIGURA 13
Concentração média de retinol nos fígados frescos dos
frangos das linhagens Cobb e Ross..................................... 56
FIGURA 14
Efeito da estocagem sobre a concentração de retinol nos
fígados de frango de diferentes granjas............................... 58
FIGURA 15
Comparação entre as atuais recomendações diárias de
retinol (RDA) do Instituto de Medicina (2001) e as
concentrações de retinol nos fígados analisados................. 66
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 Conteúdo de vitaminas em fígado de frango in natura........... 18
TABELA 2 Composição da ração fornecida aos frangos..........................
40
TABELA 3 Repetitividade das amostras de fígado...................................
51
TABELA 4
Concentração de retinol nos fígados de frango e
porcentagem de perda com o período de
estocagem...............................................................................
57
TABELA 5
Níveis de retinol no fígado de frangos em diversos estudos
e disponíveis em tabelas de alimentos................................... 62
LISTA DE ABREVIATURAS / SIGLAS
ACAT Acil coenzima A retinol aciltransferase
CLAE Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
CRABP
Proteína celular ligadora de ácido
CRBP Proteína celular ligadora de retinol
DRI’s Dietary Reference Intakes
FAO Food and Agriculture Organization
HPLC High Performance Liquid Chromatography
IBGE Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
IVACG International Vitamin A Consultative Group
LPL Lipase lipoproteíca
LRAT Lecitina-retinol aciltransferase
OMS Organização Mundial de Saúde
RBP Proteína transportadora de retinol
RDA Ingestão dietética recomendada
RE Retinol equivalente
TTR Transtirretina
UL Limite máximo de ingestão tolerável
USDA United States Department of Agriculture
WHO World Health Organization
SUMÁRIO
1
INTRODUÇÃO
................................................................................ 14
1.1 GALINÁCEOS..................................................................................
14
1.1.1 Histórico......................................................................................... 14
1.1.2 Avicultura de corte........................................................................ 15
1.1.3
Importância da carne
de frango
................................................... 16
1.2 VITAMINA A.................................................................................... 18
1.2.1
Propriedades químicas,
fontes e funções
...................................
19
1.2.2 Absorção, transporte e estocagem..............................................
23
1.2.3 Recomendações e requerimentos nutricionais.......................... 27
1.2.4
Deficiência de vitamina A
............................................................. 28
1.2.5
Toxicidade e teratogenia
...............................................................
31
1.3 O FÍGADO COMO FONTE DE VITAMINA A.................................. 33
1.4 OBJETIVOS.....................................................................................
37
1.4.1 Objetivo Geral................................................................................ 37
1.4.2
Objetivos
Específicos
................................................................... 37
2
MATERIAIS E MÉTODOS
.............................................................. 39
2.1 MATERIAL BIOLÓGICO..................................................................
39
2.2 PREPARO DAS AMOSTRAS..........................................................
41
2.3 SOLVENTES................................................................................... 42
2.4 PREPARO DO PADRÃO DE RETINOL.......................................... 42
2.5 HIDRÓLISE ALCALINA E EXTRAÇÃO DO RETINOL.................... 44
2.6 DETERMINAÇÃO DO RETINOL POR CLAE..................................
47
2.7 CONFIRMAÇÃO DO RETINOL E TEMPO DE RETENÇÃO DO
RETINOL NAS AMOSTRAS DE FÍGADO DE FRANGO................ 49
2.8
OTIMIZAÇÃO DO MÉTODO...........................................................
49
2.8.1
Curva de calibração
.......................................................................
49
2.8.2
Teste de recuperação
.................................................................... 50
2.8.3 Teste de repetitividade.................................................................. 51
2.9 ANÁLISE ESTATÍSTICA................................................................. 52
3
RESULTADO
S
................................................................................ 53
4
DISCUSSÃO
................................................................................... 59
5
CONCLUSÕES
............................................................................... 68
REFRERÊNCIAS............................................................................ 69
1 INTRODUÇÃO
1.1 GALINÁCEOS
1.1.1 Histórico
As galinhas domésticas (Gallus gallus domesticus) pertencem à ordem
Galliformes, subordem Galli, família Phasianidae e sub-família Phasianinae
(ENGLERT, 1980).
A ave considerada ancestral das galinhas domésticas atuais viveu no
Sudoeste Asiático há milhares de anos. Esta ave foi denominada como Gallus
bankiva, hoje mais comumente conhecida como galinha Vermelha das Selvas (Red
Jungle Fowl), que até hoje habita as selvas da Índia. Provavelmente, quatro ou mais
espécies de galinhas silvestres contribuíram para a formação das galinhas
domésticas conhecidas atualmente (ENGLERT, 1980).
Na índia e na China a domesticação de galinhas ocorreu por volta de 3200
a.C. No Egito, desde aproximadamente 1400 a.C., as galinhas foram reproduzidas
em cativeiro, com ovos artificialmente incubados e os pintos eram criados para a
produção de carne e de ovos. Por volta de 1 d.C. as galinhas domesticadas eram
encontradas em muitas partes da Ásia Ocidental e Europa Oriental. Em 1607, elas
foram trazidas para a América pelos ingleses (MORENG; AVENS, 1990).
No Brasil, por volta do final do século XIX os primeiros galos e galinhas de
raça pura foram importados. Mas a exploração econômica de aves no Brasil se
iniciou em meados de 1930. Neste período os criadores já pensavam de certa forma
14
em auferir lucros, tanto em relação à produção de ovos, como à de carne
(MALAVAZZI, 1977).
1.1.2 Avicultura de corte
O setor avícola destaca-se no cenário nacional e internacional por
apresentar um crescimento na produção e no consumo de carne de frango,
tornando-se assim uma atividade econômica cada vez mais relevante (SCANES,
2007). Os níveis elevados de produtividade nos últimos 30 anos devem-se às várias
conquistas tecnológicas que possibilitaram aos homens selecionar, de uma grande
variedade de características das galinhas, somente aquelas de interesse para seus
propósitos específicos. Estas características foram transmitidas à progênie através
de programas específicos de reprodução. Tais programas visam o melhoramento de
algumas características como peso corporal, índice de crescimento, viabilidade
elevada e resistência a doenças (MORENG; AVENS, 1990). Em 1970, eram
necessários 70 dias para o crescimento e engorda de um frango de corte que
consumia cerca de 2 Kg de ração para 1 Kg de ganho de peso, sendo que 80%
desse peso vivo poderia ser considerado comestível (GIROTTO; MIELE, 2004).
Atualmente um frango de corte atinge a idade de abate por volta dos 42 dias quando
está pesando aproximadamente 2,2 Kg, com conversão alimentar de 1,80 Kg de
ração/Kg de ganho de peso (BOOKERS et al., 2004).
15
Além dos avanços genéticos, melhorias nos sistemas de manejo e
alimentação com o aprimoramento das exigências nutricionais também contribuíram
para o avanço da avicultura brasileira (GODOI et al., 2008).
Existem mundialmente mais de 300 raças puras de galinhas domésticas. As
principais raças utilizadas como matrizes para frangos de corte são a Cornish e a
Plymouth Rock (FIGUEIREDO, 2003; MALAVAZZI, 1990). O intenso processo de
seleção e cruzamentos tem originado linhagens específicas com características
próprias. Atualmente as raças híbridas são muito comuns e apresentam maior
produtividade do que as raças puras (MADEIRA et al., 2006). Dessa forma, as
linhagens utilizadas na moderna avicultura de corte são híbridos comerciais,
conseguidos através de gerações de cruzamentos entre diferentes raças com a
finalidade de aumento de produtividade, destacando-se atualmente as linhagens
Cobb, Ross, Hybro e Hubbard, que apresentam características diversas de
velocidade de crescimento, rendimento de carne e de exigências nutricionais
(NOTTER, 1999; VALLEJO et al., 1998; SANTINI et al., 2004; VIEIRA et al., 2007).
O Brasil destaca-se mundialmente como o terceiro maior produtor de
frangos de corte, sendo superado apenas pelos Estados Unidos e pela China, e líder
nas exportações mundiais, ocupando 25% do mercado mundial (FAO, 2006; IBGE,
2006; FAO, 2007a; USDA, 2008). Em 2005, a produção mundial de carne de frango
alcançada pelos Estados Unidos, China e Brasil foi de 15,9, 10,2 e 8,7 milhões de
toneladas, respectivamente (FAO, 2007b,c). O volume de abate de frangos no Brasil
em 2007 foi de 9,0 milhões de toneladas (IBGE, 2008).
1.1.3 Importância da carne de frango
16
A carne de frango representa em torno de um terço da carne produzida e
consumida globalmente (SCANES, 2007). No Brasil, ela é uma das carnes mais
consumidas pela população (MOREIRA et al., 1998; FONSECA; SALAY, 2008). O
consumo per capita anual de carne de frango pela população brasileira progrediu no
período de 1986 a 2004, passando de cerca de 10 Kg para 34,8 Kg. Em 2005, esse
consumo passou a ser de 35,6 Kg, quase se igualando a quantidade consumida de
carne bovina (36,4 Kg) (USDA, 2006). Dessa forma, o Brasil está passando de um
país preponderantemente consumidor de carne bovina para um país consumidor
também de carne de frango (GIROTTO; MIELE, 2004; USDA, 2006).
A tendência favorável ao consumo da carne de frango deve-se basicamente
à alta qualidade do produto, à imagem de produto saudável e aos preços acessíveis
em relação às outras carnes (LEESON; SUMMERS, 1997; SCANES, 2007). Outra
vantagem dessa carne é o fato de não sofrer rejeição devido à crenças religiosas ou
culturais, fazendo da mesma um produto popular nos hotéis, instituições, etc
(LEESON; SUMMERS, 1997).
Constata-se também, nas últimas décadas, uma acelerada alteração na
forma de consumo da carne de frango no mercado geral. Ocorreu o crescimento da
preferência por frango em cortes em relação ao frango inteiro, por apresentar maior
valor agregado e maior conveniência e praticidade para o consumidor. Além disso,
dependendo do mercado, os produtos poderão ser fornecidos na forma in natura e
(ou) temperados, podendo ser resfriados ou congelados (SCHMIDT; FIGUEIREDO,
2003).
Os principais cortes de frango comercializados são a asa, coxa, sobrecoxa,
peito, coração, moela e fígado (SCHMIDT; FIGUEIREDO, 2003). Dentre eles
destaca-se o fígado por ser considerado uma fonte alternativa de alimento,
1
7
principalmente na população de baixo poder aquisitivo, apresentando elevados
níveis de proteína, além de ser excelente fonte de ferro e vitaminas, tais como
vitamina A, ácido fólico, riboflavina e outras vitaminas do complexo B (Tabela 1)
(MONTE et al., 2007; AKASE et al., 2003; SPEEDY, 2003).
TABELA 1. Conteúdo de vitaminas em fígado de frango in natura.
VITAMINAS CONCENTRAÇÕES
Retinol 3290 µg/100g
Tocoferóis 0,70 mg/100g
Tiamina 0,305 mg/100g
Riboflavina 1,778 mg/100g
Niacina 9,728 mg/100g
Ácido Pantotênico 6,233 mg/100g
Vitamina B12 16,58 µg/100g
Vitamina C 17,9 mg/100g
Fonte: USDA (2007).
De todos os alimentos que habitualmente são consumidos, o fígado é,
juntamente com o ovo e a manteiga, a maior fonte de vitamina A (SAUVER, 1993).
1.2 VITAMINA A
Vitaminas são compostos orgânicos essenciais para reações metabólicas
específicas, que não podem ser realizadas por células dos tecidos a partir de
metabólitos ou outras substâncias orgânicas. Em 1912, Casimir Funk, isolou do
farelo de arroz uma substância com função amina. Como esta substância
18
apresentou a capacidade de prevenir e curar o beribéri, Funk a designou de vitamina
(“amina vital”), ou seja, amina indispensável à vida (GUILLAND; LEQUEU, 1995).
A vitamina A foi a primeira das vitaminas a ser identificada (ROSS et al.,
1998). Em 1913, os pesquisadores McCollum & Davis da Universidade de Wisconsin
descreveram a vitamina A lipossolúvel e a sua importância. Inicialmente foi adotado
o termo fator lipossolúvel A, composto que estimularia o crescimento. Osborn e
Mendel na Universidade de Yale, concomitantemente, descobriram que o óleo de
fígado de bacalhau promovia o crescimento em ratos (BIESALSKI; GRIMM, 2007;
PENTEADO, 2003).
1.2.1 Propriedades químicas, fontes e funções
A vitamina A é uma vitamina lipossolúvel essencial para os seres humanos e
outros vertebrados em importantes processos biológicos (INSTITUTE OF
MEDICINE, 2001). Seu papel no ciclo visual foi estabelecido por Wald em 1935 e
parece ser o único totalmente elucidado (DOLINSKY; RAMALHO, 2003). Além da
função visual, a vitamina A também participa da expressão gênica, reprodução,
desenvolvimento embrionário, função imune e crescimento e diferenciação das
células epiteliais; (QUADRO et al., 2004; ZILE, 1998).
Essa vitamina é um álcool amarelo claro cristalino, isoprenóide e insaturado,
cuja estrutura química é composta de um anel β-ionona conjugado a uma cadeia
lateral isoprenóide contendo um grupo polar no seu final (Figura 1), sendo chamada
19
de retinol em alusão a sua função específica na retina do olho (LATHAM, 1997;
CHAGAS et al., 2003; DEBIER; LARONDELLE, 2005).
O termo genérico vitamina A inclui qualquer composto que possui atividade
biológica de todo trans retinol, sendo encontrada na natureza em duas formas:
vitamina A pré-formada e pró-vitamina A. Os retinóides correspondem à vitamina A
pré-formada, sendo constituídos pelo retinol e seus metabólitos (Figura 1), bem
como análogos sintéticos relacionados estruturalmente ao retinol, com ou sem
atividade biológica. As diferentes formas de vitamina A encontradas nos tecidos
animais são o retinol, retinal, ácido retinóico e ésteres de retinila (GUO et al., 2001).
O retinol é o principal retinóide circulante no organismo e a partir do seu
metabolismo são sintetizados os demais retinóides funcionais de ocorrência natural
(QUADRO et al., 2004; AZAÏS -BRAESCO; PASCAL, 2000). O primeiro metabólito
resultante da oxidação reversível do retinol é o retinaldeído (retinal), um componente
essencial à visão. Em seguida, o retinal pode ser oxidado irreversivelmente a ácido
retinóico, que não exerce função na visão nem na reprodução, sendo potente em
promover a diferenciação e crescimento do tecido epitelial (QUADRO et al., 2004;
BIESALSKI; GRIMM, 2007; FRANCO, 1998). Dentre os ésteres de retinila, o
palmitato de retinila é a forma predominante (DEBIER; LARONDELLE, 2005) (Figura
1).
20
Figura 1. Estrutura química das diferentes formas de vitamina A.
Fonte: Baseada em Penniston e Tanumihardjo, 2006.
O termo pró-vitamina A é usado para designar vários carotenóides que
atuam como precursores de vitamina A (KARADAS et al., 2005). Apesar de mais de
600 carotenóides terem sido isolados de fontes naturais, apenas cerca de 50
possuem atividade de vitamina A, sendo o β-caroteno o mais potente carotenóide
precursor dessa vitamina (SOLOMONS, 2006; DURING; HARRISON, 2004). Cada
molécula de β-caroteno é clivada em duas moléculas de retinol (SCOTT;
RODRIGUEZ-AMAYA, 2000) (Figura 2).
21
Figura 2. Conversão do β-caroteno a retinol.
Fonte: AMBRÓSIO; CAMPOS; FARO, 2006.
Na natureza, a vitamina A aparece na forma esterificada e
conseqüentemente é solúvel em diferentes graus em muitos solventes orgânicos e
insolúvel em água. A vitamina A é susceptível a oxidação e isomerização quando
exposta a luz, oxigênio, metais reativos e temperaturas elevadas, sendo instável em
meio ácido e estável em meio alcalino (SOLOMONS, 2006; LESKOVÁ et al., 2006;
PENTEADO, 2003).
Nutriente essencial, a vitamina A é requerida em pequenas quantidades pelo
organismo humano (FAO/WHO, 2004; LESKOVÁ et al., 2006). Por não ser
sintetizada no organismo, a vitamina A deve ser fornecida pela dieta (CHAGAS et
al., 2003). Os retinóides são encontrados na natureza exclusivamente em alimentos
de origem animal, sendo o fígado, ovos, leite e óleos de peixe fontes ricas nessa
vitamina. Os carotenóides, que correspondem à provitamina A, são encontrados
principalmente em vegetais de coloração amarelo-alaranjado e vegetais folhosos
verde-escuros, tais como manga, mamão, cenoura e abóbora (DEBIER;
LARONDELLE, 2004; RAMALHO et al., 2006a; VALDEZ C et al., 2000; FAO/WHO,
2004).
22
1.2.2 Absorção, transporte e estocagem
Os alimentos contêm derivados da vitamina A (os ésteres de retinila) ou
provitaminas A (principalmente o β-caroteno) (BIESALSKI; GRIMM, 2007). As
diferentes formas vitamínicas A sofrem ações sucessivas do suco gástrico,
pancreático e intestinal, para possibilitar a sua dissociação da matriz alimentar,
liberando assim os ésteres de retinila para o intestino (GUILLAND; LEQUEU, 1995;
SOLOMONS, 2006). Os ésteres de retinila dietéticos são então hidrolisados, para
que possam ser absorvidos pelas células da mucosa intestinal (BIESALSKI; NOHR,
2004). A hidrólise dos ésteres de retinila a retinol ocorre no lúmen intestinal pela
ação de duas enzimas, a hidrolase pancreática e uma hidrolase da superfície de
membrana das células mucosas intestinais ou enterócitos, na presença de sais
biliares. O retinol assim liberado é incorporado às micelas lipídicas sob influência dos
sais biliares e a seguir é absorvido para o interior do enterócito. A eficiência da
absorção do retinol é largamente dependente da quantidade e qualidade das
gorduras presentes na dieta (DEBIER; LARONDELLE, 2004; CHAGAS et al., 2003
GUILLAND; LEQUEU, 1995).
No interior do enterócito, o retinol é complexado à uma proteína
transportadora de retinol intracelular, a RBP celular tipo 2 (CRBP II), para ser
reesterificado com ácidos graxos de cadeia longa pela ação das enzimas lecitina-
retinol aciltransferase (LRAT) e acil coenzima A retinol aciltransferase (ACAT). A
LRAT é uma enzima expressa principalmente no intestino, fígado e olhos, com ação
catalítica na transesterificação do retinol com um dos grupos acil presentes na
23
lecitina. (PIANTEDOSI et al., 2005; QUADRO et al., 2004; DEBIER; LARONDELLE,
2005).
O éster de retinila recém-formado é incorporado em quilomícrons e lançado
para linfa até a circulação geral, onde são parcialmente degradados pela lipase
lipoprotéica (LPL) (BENNEKUM et al., 1999). A maior parte dos ésteres de retinil
permanece nos quilomícrons durante sua conversão a quilomícrons remanescentes
(HARRISON; GAD; ROSS, 1995). Durante este processo, uma pequena quantidade
de ésteres de retinila pode ser absorvida por tecidos extra-hepáticos tais como os
pulmões, rins, tecido adiposo, baço e músculo esquelético. Os quilomícrons
remanescentes são transportados para o fígado, junto com os ésteres de retinila, e
absorvidos por receptores específicos de membrana hepática (Figura 3)
(PENNISTON; TANUMIHARDJO, 2006; INSTITUTE OF MEDICINE, 2001).
Figura 3. Absorção e transporte do retinol.
RE- ésteres de retinila; ROH- retinol; QM- quilomícron; QMR- quilomícron remascente; LPL-
lipase lipoprotéica.
Fonte: Adaptada de Debier e Larondelle, 2004.
24
Os carotenóides, assim como o retinol, são incorporados em micelas para
sua absorção intestinal. A maioria dos carotenóides pró-vitamina A são clivados no
enterócito e convertidos a retinol, através da enzima 15-15’ β-caroteno
monoxigenase (DEBIER; LARONDELLE, 2005).
A biodisponibilidade da vitamina A, que é a capacidade de absorção,
armazenamento ou utilização desse nutriente pelo organismo, é afetada pelo estado
nutricional individual e pela integridade da mucosa intestinal (SOLOMONS, 2006;
PENTEADO, 2003). Alguns fatores nutricionais importantes para a biodisponibilidade
da vitamina A são os níveis de proteínas, necessárias para a síntese de proteínas
transportadoras e gorduras (FAO/WHO, 2004; PENNISTON, 2006).
Quando a ingestão dietética de vitamina A é adequada, até 90% dos ésteres
de retinila são estocados no fígado (INSTITUTE OF MEDICINE, 2001; SOLOMONS,
2006). Nesse órgão, apenas as células parenquimais e estreladas estão envolvidas
no metabolismo da vitamina A. Os ésteres de retinila são hidrolisados por ésteres de
retinila hidrolases a retinol nas células parenquimais ou hepatócitos. O retinol liga-se
à proteína plasmática transportadora de retinol (RBP) para ser liberado na
circulação. No sangue, a holo-RBP associa-se com outra proteína de transporte, a
transtirretina (TTR). Esta ligação previne a filtração glomerular do complexo
retinol:RBP:TTR, além de aumentar a afinidade da RBP ao retinol. O retinol é
transportado nesse complexo para vários tecidos, incluindo os olhos. O retinol que
não é imediatamente lançado na circulação pelo fígado passa para as células
estreladas do fígado (também conhecidas como células de Ito), onde liga-se à CRBP
I e é esterificado pela LRAT, essencialmente como retinil palmitato, oleato e
linoleato, permanecendo armazenado até a necessidade de subseqüente
mobilização para manter as concentrações sangüíneas de retinol normais (RAILA et
25
al., 2002; SOLOMONS, 2006; DEBIER; LARONDELLE, 2004) (Figura 4). A maioria
dos metabólitos da vitamina A são excretados na urina (INSTITUTE OF MEDICINE,
2001).
Figura 4. Estocagem do retinol.
RE- ésteres de retinil; ROH- retinol; QMR- quilomícron remascente; RBP- proteína
carregadora do retinol; TTR- transtirretina.
Fonte: Adaptada de Debier e Larondelle, 2004.
Ao atingir o tecido-alvo, o retinol entra na célula através de um mecanismo
que envolve receptores específicos de membrana que reconhecem a RBP
(PENTEADO, 2003). No interior da célula o retinol pode ser oxidado a retinal, que
por sua vez pode ser oxidado a ácido retinóico (QUADRO et al., 2004; AZAÏS -
BRAESCO; PASCAL, 2000). As enzimas álcool desidrogenase e desidrogenase de
cadeia curta catalisam o primeiro passo, que é reversível. A oxidação irreversível do
retinaldeído a ácido retinóico é catalisada pela aldeído desidrogenase e citocromo P-
450 (OLSON, 1996; AZAÏS-BRAESCO; PASCAL, 2000).
Há dois isômeros biologicamente ativos do ácido retinóico: todo trans ácido
retinóico e o 9-cis ácido retinóico. O ácido retinóico liga-se à proteína ligante de
26
ácido retinóico (CRABP I ou II) e o complexo formado é transportado para o núcleo,
onde liga-se a receptores nucleares específicos. No núcleo, o ácido retinóico liga-se
a sequências de DNA próximas a genes marcados, regulando a expressão desses
genes que medeiam quase todas as funções biológicas da vitamina A (BLOMHOFF,
1994; NAPOLI, 1999).
1.2.3 Recomendações e requerimentos nutricionais
Valores de referência para a ingestão de nutrientes são estabelecidos e
periodicamente revisados para a avaliação da dieta. Assim, são incorporados novos
conhecimentos sobre eventuais manifestações aos extremos de exposição, ou seja,
sinais de carência decorrentes de ingestão insuficiente, ou de toxicidade, que
indicam efeitos adversos decorrentes do excesso de consumo (PADOVANI et al.,
2006) .
As Dietary Reference Intakes (DRI’s) representam o conjunto de referência
de ingestão de nutrientes, estabelecidos para uso no planejamento e avaliação de
dietas para pessoas aparentemente saudáveis (AMAYA-FARFAN; DOMENE;
PADOVANE, 2001).
O requerimento médio de vitamina A para um indivíduo é definido como a
quantidade necessária dessa vitamina, expressa como microgramas de retinol
equivalente (µg RE), para prevenir os sinais clínicos de deficiência, permitir o
crescimento normal e reduzir os riscos de morbidade e mortalidade severa
relacionada à vitamina A em qualquer grupo populacional (FAO/WHO, 2004). A
27
ingestão dietética recomendada (RDA) é o nível de ingestão diária suficiente para
satisfazer os requerimentos nutricionais de 97 a 98% dos indivíduos saudáveis,
compreendidos em um determinado grupo, por gênero e estágio de vida. O limite
máximo de ingestão tolerável (UL) de vitamina A é o nível mais alto de ingestão
diária de vitamina A que não apresenta risco de efeitos adversos à saúde em quase
todos os indivíduos (INSTITUTE OF MEDICINE, 2001).
De acordo com as DRI’s, a ingestão dietética recomendada de retinol para
crianças na faixa de 1 a 3 anos é de 300 µg/dia e de 4 a 8 anos é de 400 µg/dia.
Para homens a partir de 14 anos recomenda-se uma ingestão igual a 900 µg/dia e
para mulheres a partir de14 anos, 700 µg/dia; grávidas entre 19-50 anos, 770 µg/dia
e para lactantes (19-50 anos), 1300 µg/dia. E o limite máximo de ingestão tolerável
(UL) de vitamina A é de 3000 µg/dia para adultos (INSTITUTE OF MEDICINE,
2001).
1.2.4 Deficiência de vitamina A
A deficiência de vitamina A ou hipovitaminose A, juntamente a carência
energético-protéica e anemia, encontra-se entre as deficiências nutricionais de maior
importância epidemiológica, sendo a segunda deficiência nutricional mais comum no
mundo (SOUZA; VILAS BOAS, 2002; SOLOMONS, 2006). Estima-se que 250
milhões de pessoas no mundo sejam deficientes em vitamina A (ROSS;
ZOLFAGHARI, 2004). Sua prevalência é particularmente alta na Ásia, África e
América Latina. No Brasil, pensava-se que o problema estaria limitado às regiões
28
Norte e Nordeste, entretanto, a deficiência de vitamina A acontece em todo país,
sem se restringir às áreas mais pobres (RAMALHO; FLORES; SAUNDERS, 2002;
ZANCUL, 2004).
A carência de vitamina A é causada principalmente por uma ingestão
inadequada de alimentos fontes dessa vitamina e é agravada pelo aparecimento de
infecções (LATHAM, 1997). Essa ingestão inadequada de vitamina A prejudica as
funções fisiológicas, tanto em crianças como em indivíduos adultos, ainda que os
sinais clínicos de carência não sejam evidentes (DOLINSKY; RAMALHO, 2003).
Uma variedade de razões justifica o consumo insuficiente desta vitamina, sobretudo
a falta de conhecimento e a não preferência pelos alimentos ricos em vitamina A,
seja pelo seu custo ou hábito alimentar (SOMMER, 1995).
As conseqüências da carência dessa vitamina são bem conhecidas:
problemas oculares, retardo no crescimento e desenvolvimento, menor eficiência do
sistema imune e maiores índices de morbidade e mortalidade infantil (CHAGAS et al,
2003).
Os grupos tradicionalmente considerados de risco são as mulheres em idade
fértil, grávidas, lactantes e crianças de até 6 anos de idade (FAO/WHO, 2004;
RAMALHO; FLORES E SAUNDERS, 2002). Estima-se que 3 milhões de crianças,
principalmente em países em desenvolvimento, apresentam alguma forma de
xeroftalmia, termo usado para designar as manifestações oculares decorrentes da
deficiência de vitamina A, e até 500.000 ficam cegas anualmente. A hipovitaminose
A também é uma das maiores causadoras de morbidade e mortalidade entre
crianças nos países em desenvolvimento (FAO/WHO, 2004; LATHAM, 1997). O
Ministério da Saúde (2000) reconhece que a carência de vitamina A está associada
a 23% das mortes por diarréia em crianças brasileiras. No primeiro trimestre da
29
gestação, quando os órgãos estão sendo formados, a exposição do feto a severa
deficiência ou excesso de vitamina A pode resultar em anomalias congênitas
(FAO/WHO, 2004).
Na deficiência de vitamina A, a integridade das barreiras epiteliais e o
sistema imune são comprometidos antes das alterações da função visual, o que
caracteriza a deficiência subclínica ou marginal de vitamina A. O principal sintoma
clínico da hipovitaminose A é a xeroftalmia. A sua fase inicial é caracterizada por
prejuízos na adaptação da visão ao escuro devido à diminuição da capacidade em
regenerar a rodopsina, conhecida como cegueira noturna. Um estágio mais
avançado é caracterizado por alterações do epitélio ocular que resultam em secura
da conjuntiva, conhecida como xerose da conjuntiva. O próximo estágio é o
aparecimento das manchas de Bitot, que são manchas superficiais de cor
esbranquiçada. Outro estágio ainda mais avançado é a xerose da córnea, podendo
conduzir à úlcera de córnea ou ceratomalácea e, finalmente, cegueira parcial ou total
(SOMMER, 1995; LATHAM, 1997; MACHLIN, 1990).
Outros sinais e sintomas de deficiência de vitamina A incluem a
queratinização das membranas mucosas que revestem o trato respiratório, urinário e
reprodutivo, diminuindo o papel de barreira que essas membranas exercem para
proteger o organismo contra infecções microbianas (GERALDO et al., 2003).
Os especialistas propõem três tipos de estratégias de intervenção no
combate a hipovitaminose A nos grupos considerados de risco: a suplementação
com doses maciças como medida emergencial de curto prazo; enriquecimento de
alimentos em médio prazo; e diversificação dietética através da educação alimentar
como solução definitiva (CHAGAS et al., 2003).
30
Em alguns países medidas emergenciais a curto prazo são adotadas,
entretanto, a medida mais efetiva é a educação nutricional, que estimula o aumento
do consumo de alimentos ricos em vitamina A (DOLINKY; RAMALHO, 2003;
SOUSA; VILAS BOAS, 2002).
1.2.5 Toxicidade e teratogenia
A ingestão de quantidades de vitamina A pré-formada acima do
requerimento normal leva a hipervitaminose, que pode resultar em efeitos tóxicos e
teratogênicos, tais como distúrbios de diferenciação celular (VLIET et al., 2001;
PENNISTON; TANUMIHARDJO, 2006; MAJCHRZAK; FABIAN; ELMADFA, 2006).
Elevada ingestão de β-caroteno não tem demonstrado causar hipervitaminose A
(INSTITUTE OF MEDICINE, 2001).
Uma excessiva ingestão de vitamina A é usualmente resultado do consumo
a longo prazo de altos níveis de suplementos, mas é também associada ao consumo
de fígado e/ou produtos de fígado em combinação com o uso diário de suplementos
de vitamina A (MAJCHRZAK; FABIAN; ELMADFA, 2006).
Os sintomas de hipervitaminose foram principalmente descritos nos
exploradores árticos após alimentação rica em fígado de peixes do mar,
apresentando esses indivíduos um quadro de intoxicação vitamínica A aguda
(FRANCO, 1999).
A toxicidade aguda é caracterizada por dor de cabeça, aumento da pressão
fluído cérebro-espinhal, cansaço, sonolência, vertigens, náusea, vômitos e aumento
31
das fontanelas em crianças (síndrome de Marie-See) (HATHCOCK; HATTAN, 1990;
EL BEITUNE; DUARTE; QUINTANA, 2004). Uma intoxicação aguda por vitamina A
em homens é rara, mas uma única dose de aproximadamente 150.000 µg em
adultos e quantidade proporcionalmente menor em crianças pode ser tóxico
(HOWELLS; LIVESEY, 1998; INSTITUTE OF MEDICINE, 2001). Uma intoxicação
crônica, incluindo efeitos no sistema nervoso, anormalidades hepáticas e na pele,
mudanças ósseas e outros efeitos adversos, podem ocorrer por uma prolongada
ingestão diária de vitamina A excedendo 7500 µg por anos e 30000 µg por meses
para adultos e 6000 a 20000 µg em crianças (INSTITUTE OF MEDICINE, 2001;
PENNISTON; TANUMIHARDJO, 2006).
Raramente ocorre toxicidade por ingestão de alimentos fonte de vitamina A
pré-formada. Quando isso ocorre, usualmente resulta do consumo muito freqüente
de fígado (FAO/WHO, 2004).
A ação teratogênica da vitamina A tem sido demonstrada em várias espécies
de animais (CHAGAS et al., 2003). Em humanos, há evidências de má formação em
crianças, quando as mães consomem altas doses de vitamina A durante a gestação
(>7500 µg /dia) (OMS, 2001). Rothman et al. (1995) mostrou que existe um risco de
anomalias congênitas nas mulheres que consomem mais de 4500 µg de vitamina A
por dia na alimentação. Embora exista pouca informação na literatura sobre doses
semanais ou mensais de vitamina A, que representem risco para mulheres em idade
fértil ou em diferentes estágios de gestação, o alto potencial teratogênico justifica a
precaução na indicação dessa vitamina para mulheres em idade fértil (CHAGAS et
al., 2003; FAO/WHO, 2004).
A Organização Mundial de Saúde (OMS) (2001) e o International Vitamin A
Consultative Group (IVACG) (1986) recomendam que mulheres gestantes,
32
independente do seu estado nutricional em vitamina A, não devem ultrapassar a
ingestão diária de 3.000 µg dessa vitamina. Visto que, em humanos há evidências
de má formação em crianças quando as mães consomem altas doses de vitamina A
durante a gestação (> 3000 µg/dia) (ROTHMAN et al., 1995). Por outro lado sabe-se
que a ingestão suplementar de ferro tem sido usada para combater a anemia
durante a gravidez, uma vez que 50 a 75% das mulheres sofrem de anemia por
deficiência de ferro, e esta pode causar sérias conseqüências ao feto incluindo
prematuridade, abortos espontâneos e doenças fetais. Alternativamente, o fígado
geralmente é recomendado para suprir essa deficiência por ser um alimento rico em
ferro (AKASE et al., 2003). Nesse contexto, observa-se durante a gravidez, um
aumento no hábito de consumir fígado, que é considerado um alimento muito rico
em vitamina A (PENTEADO, 2003). Sendo assim, o aumento do consumo de fígado
no início da gestação como estratégia ao combate da anemia pode causar a
hipervitaminose A.
1.3 O FÍGADO COMO FONTE DE VITAMINA A
Após o abate, além da carcaça obtêm-se do animal certa quantidade de
subprodutos, as vísceras, que são aproveitadas para processamento industrial e
utilizadas como fonte alternativa de alimento, sendo o valor nutritivo desses órgãos
compatível ou superior ao da carcaça (MONTE et al., 2006; YAMOTO; MACEDO;
MEXIA, 2004).
O fígado, assim como outras vísceras de animais, é uma importante fonte de
proteína animal acessível à população de baixo poder aquisitivo, além de ser uma
excelente fonte de ferro e vitaminas, sobretudo de vitamina A (ROSA et al., 1985;
33
MADRUGA; REZER; MELO, 2003; AKASE et al., 2003). Dados divulgados pelo
IBGE (2003) demonstram que o consumo de miúdos de frango na classe com menor
rendimento monetário (até R$ 400,00 mensais: 104g/ano/habitante) está entre os
três maiores do Brasil, embora os maiores consumidores de miúdos estejam entre
as classes de rendimento monetário acima de R$ 1.600,00 (1.600,00 a 3.000:
226g/ano/habitante; mais de 3.000: 344g/ano/habitante). O mesmo estudo revelou
que entre os estados nordestinos o Rio Grande do Norte é o que apresenta maior
consumo de miúdos de frango (223g/ano/habitante), sendo maior que o consumo
médio do país (153g/ano/habitante) (IBGE, 2003). Apesar de esse alimento ser de
fácil acesso à população de baixa renda, o consumo per capita de miúdos de frango
pela população do Rio Grande do Norte indica um consumo de fígado relativamente
baixo com relação ao consumo de outras partes do frango (MONTE et al., 2006;
IBGE, 2003).
Sabe-se que no Brasil o consumo de vitamina A por indivíduo, encontra-se
aquém do recomendado em todas as regiões do país (GERALDO et al., 2003).
Estima-se ainda que em países onde a deficiência de vitamina é prevalente, mais de
80% do retinol é suprido de fontes vegetais, cuja biodisponibilidade é menor quando
comparada a vitamina A pré-formada (FAO/WHO, 2004; PENNISTON;
TANUMIHARDJO, 2006). O Rio Grande do Norte assim como outros estados do
Nordeste brasileiro são áreas endêmicas em deficiência de vitamina A (GERALDO et
al., 2003). O consumo regular de fígado de frango por essa população poderia
contribuir para minimizar o problema de deficiência de vitamina A entre os
segmentos mais vulneráveis da população por ser uma fonte muito rica em vitamina
A (GUILLAND; LEQUEU, 1995). Os dados apresentados por Vliet et al. (2001)
3
4
demonstram o efeito comparável da ingestão de uma porção de fígado à ingestão de
uma única dose de suplemento de vitamina A.
Por outro lado, vale ressaltar que a excessiva ingestão de vitamina A através
do freqüente consumo de fígado ou de suplementos de vitamina A estão associados
ao desenvolvimento de hipervitaminose A (FAO/WHO, 2004).
Recentemente, o interesse a respeito dos níveis muito elevados de vitamina
A nos fígados de animais tem aumentado (MAJCHRZAK; FABIAN; ELMADFA,
2006). Aquino et al. (2006), em estudo realizado no Brasil, analisaram a
concentração de retinol no fígado bovino e encontraram média de 16.948 µg/100g.
Estudos realizados em outros países como Bangladesh, Canadá, Áustria,
Reino Unido e Escócia mostraram variações na concentração de vitamina A nos
fígados de galinhas, mas todos apresentaram um conteúdo elevado dessa vitamina,
sugerindo uma excessiva suplementação da alimentação animal com vitamina A
(BHUIYAN, 2002; KANG; CHERIAN; SIM, 1998; MAJCHRZAK; FABIAN; ELMADFA,
2006; HOWELLS E LIVESEY, 1998; SURAI et al., 1998). Heinonen (1990) apud
Howells e Livesey (1998) observaram valores médios de 37.000 µg/100g de vitamina
A nos fígados de galinhas da Finlândia.
Outra preocupação existente é a possibilidade da degradação da vitamina A
durante o armazenamento, pois é conhecido que as vitaminas são instáveis em
alimentos (ZANCUL, 2004; LESKOVÁ et al., 2006). A estabilidade desses nutrientes
é afetada por fatores físicos e químicos, sobretudo pela exposição ao oxigênio, luz,
umidade e temperaturas elevadas. A extensa perda das vitaminas durante o
processamento e estocagem dos alimentos depende da sua sensibilidade a tais
fatores (WIRAKARTAKUSUMAH; HARIYADI, 1998).
35
Perdas no conteúdo de vitamina A comumente ocorrem durante a
estocagem de alimentos e processamento. O grande número de duplas ligações
conjugadas presentes em sua estrutura as tornam facilmente oxidáveis (FAO/WHO,
2004). As perdas ocorrem, sobretudo por isomerização na presença de luz e
oxigênio (PENTEADO, 2003; LESKOVÁ et al, 2006).
As condições usuais de estocagem para comercialização do frango inteiro e
seus cortes são congelamento e refrigeração (UBA, 2008). O tempo aconselhado
para o armazenamento em congelamento da carne de aves é de 8 meses a –18
o
C
(ORDÓÑEZ et al., 2005). O congelamento é usado para minimizar o crescimento
bacteriano (ROMEU-NADAL; CASTELLOTE; LÓPEZ-SEBATER, 2007). Entretanto,
a estocagem pode resultar em perdas de vitamina A por ela ser sensível à oxidação
(LESKOVÁ et al., 2006).
Estudos abordando o efeito do congelamento sobre o conteúdo de retinol
são escassos, tornando-se assim importante obter esse tipo de informação. Vidal-
Valverde et al. (1998) observou perdas significativas no conteúdo de retinol no leite
com poucos meses de estocagem sob temperatura de congelamento. Apenas o
estudo conduzido por Howells e Livesey (1998) retrataram o efeito do período de
congelamento do fígado sobre sua concentração em vitamina A, que também
observaram redução na concentração vitamínica decorrente da estocagem,
entretanto esse estudo utilizou fígado bovino, não existindo esse tipo de estudo com
fígado de frango.
No Brasil, não existem estudos abordando o conteúdo de retinol no fígado
de frango. Os poucos dados existentes na literatura são provenientes de tabelas de
alimentos que, na maioria das vezes, não especificam a origem dos dados ou o
método de análise, tampouco especificam as características inerentes ao animal,
36
tais como origem genética, forma de criação, ou outros fatores que podem
influenciar essa concentração. A informação sobre o efeito do congelamento sobre o
conteúdo de retinol no fígado também é útil, pois a avaliação da ingestão nutricional
dos indivíduos e populações necessita do conhecimento da composição dos
alimentos, levando em consideração a forma e o período usual de estocagem antes
de chegar ao consumidor (SURAI et al., 1998; GUILLAND; LEQUEU, 1995).
Diante do exposto, torna-se essencial o conhecimento sobre a concentração
de retinol nos fígados de frangos e a variação deste nutriente durante o
armazenamento sob condições de congelamento, uma vez que a ingestão adequada
do fígado pode ser importante para combater o problema de deficiência nas regiões
prevalentes em hipovitaminose A, de forma que não conduza ao desenvolvimento de
efeitos tóxicos e teratogênicos.
1.4 OBJETIVOS
1.4.1 Objetivo Geral
Avaliar a concentração de retinol em fígados de frangos das linhagens Cobb
e Ross e verificar a influência do congelamento sobre essa concentração.
1.4.2 Objetivos Específicos
• Determinar a concentração de retinol em fígados de frangos das linhagens
Cobb e Ross;
37
• Avaliar a influência da linhagem das aves sobre a concentração de retinol
no fígado;
• Verificar o efeito do tempo de congelamento sobre a concentração de
retinol do fígado;
• Comparar a concentração de retinol encontrada nos fígados analisados
com as atuais recomendações dietéticas desta vitamina para adultos,
crianças e gestantes.
38
2 MATERIAIS E MÉTODOS
2.1 MATERIAL BIOLÓGICO
Nesse estudo, 64 fígados de duas linhagens de frango, Cobb e Ross, foram
coletados em abatedouro regional de uma empresa de comercialização de frango de
corte no período de Dezembro de 2007 e Janeiro de 2008. As aves abatidas eram
provenientes de quatro diferentes granjas, sendo examinados 32 fígados de cada
linhagem (8 amostras de cada granja). Todos os animais eram criados em sistema
industrial intensivo, alimentados com a mesma ração, de preparação da própria
empresa, à base de milho, soja, farinha de carne e suplemento vitamínico e mineral
(Tabela 2). Eram abatidos entre 37 e 42 dias de idade. A densidade populacional
nos aviários era de 11,85 aves/m
2
, sendo alojadas 15000 aves em um galpão com
dimensão de 115 m de comprimento × 11 m de altura (Figura 5).
Os fígados das aves abatidas foram coletados, rapidamente resfriados e
transportados ao Laboratório de Bioquímica da Nutrição do Departamento de
Bioquímica da Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Imediatamente, as
amostras foram pesadas, homogeneizadas e preparadas para as análises.
39
TABELA 2. Composição da ração fornecida aos frangos.
Ingredientes (%)
Milho 58,0
Farelo de soja 30,0
Farinha de carne 3,0
Óleo vegetal 2,0
Fosfato bicálcico 1,0
Calcário 5,0
Sal comum 0,3
Suplemento vitamínico e mineral
1
0,6
DL-Metionina 0,1
Composição calculada
Proteína (%) 20,00
Energia (Kcal/Kg) 2850
Cálcio (%) 2,50
Fósforo (%) 0,60
Metionina + cistina (%) 0,77
Metionina (%) 0,45
Lisina (%) 1,06
1
Suplemento vitamínico e mineral (quantidade/Kg do produto): vit. A-
10.000UI; vit. D3- 2350UI; vit. E- 6mg; vit. K3- 2,5mg; vit. B1- 1,40mg; vit.
B2- 6mg; vit. B6- 2,8mg; vit. B12- 16mg; niacina- 40mg; ácido pantotênico-
12mg; biotina- 65mg; ácido fólico 1mg; manganês- 70mg; zinco- 60mg;
ferro- 50mg; cobre- 9mg; iodo- 1mg; selênio- 0,3mg.
40
Figura 5. Aviário de uma empresa de avicultura de corte.
Sistema industrial intensivo de criação; Aves da linhagem Ross.
2.2 PREPARO DAS AMOSTRAS
Os fígados foram pesados individualmente. A cada fígado foi adicionada
quantidade equivalente ao seu peso de solução salina (NaCl) a 0,9%, em seguida
cada amostra de fígado foi homogeneizada com um triturador, formando assim um
homogeneizado de fígado a 50%, do qual tomaram-se 4 alíquotas de 1g. A amostra
fresca foi analisada imediatamente após o abate, sendo assim denominada de
tempo zero (T0), as demais alíquotas foram estocadas a –18
o
C para a realização
das análises laboratoriais aos 30, 60 e 90 dias de armazenamento (T30, T60 e T90,
respectivamente).
41
2.3 SOLVENTES
Os solventes utilizados (etanol 95%, etanol absoluto, hexano e metanol)
foram de grau CLAE (Merck).
2.4 PREPARO DO PADRÃO DE RETINOL
Soluções de padrão estoque foram preparadas individualmente usando
padrão de todo trans retinol (Sigma) e estocadas protegidas da luz a -18ºC. Para a
obtenção de cada padrão estoque, pesou-se 1,0 mg de retinol, que foi diluído em 1,0
mL de etanol absoluto e agitado por 30 segundos. A partir do padrão estoque foram
realizadas duas diluições em etanol absoluto, para obter-se o padrão de leitura com
concentração aproximada de 10 µg/mL, sendo realizada a leitura deste em
espectrofotômetro para confirmação da concentração do padrão.
O comprimento de onda utilizado para a leitura foi de λ=325 nm e o
coeficiente de absorção ou coeficiente específico de extinção (ε 1%, 1 cm em etanol)
foi ε
%
=1780, como descrito por Olson (1996) e Milne e Botnen (1986),
respectivamente. Na Figura 6 apresenta-se o esquema de diluição do padrão. Em
seguida, tem-se a fórmula utilizada no cálculo da concentração real do padrão.
42
Figura 6. Diluições do padrão de retinol para leitura em espectrofotômetro.
Fórmula para a determinação da concentração real do padrão:
[ Padrão ] = Aº
ε
%
Onde: [Padrão] = concentração do padrão em gramas de retinol por 100 mL
da solução de leitura (g %); Aº = leitura da absorbância realizada no
espectrofotômetro; ε
%
= coeficiente específico de extinção de retinol em etanol (ε
%
=
1780).
Após a confirmação da concentração real do padrão, o padrão trabalho foi
diluído uma vez em etanol absoluto, levando sua concentração a aproximadamente
1 µg/1 mL (20 ng/20 µL) para aplicação no aparelho de Cromatografia Líquida de
Alta Eficiência (CLAE), como demonstra o esquema apresentado na figura 7.
Padrão Estoque
(1000 µg/mL)
(1ª Diluição)
1,0 mg Retinol + 1 mL Etanol Absoluto
(Agitar 30 segundos)
Padrão de Trabalho
(100 µg/mL)
(2ª Diluição)
0,1 mL Padrão Estoque + 0,9 mL Etanol
Absoluto
Padrão de
Leitura
(10 µg/mL)
(3ª Diluição)
0,1 mL Padrão de Trabalho + 0,9 mL Etanol
Absoluto
Leitura no
Espectrofotômetro
1 mL do Padrão de Leitura
1 mL de Etanol Absoluto (Branco)
43
Figura 7. Diluição do padrão de retinol para sua aplicação no aparelho de CLAE.
2.5 HIDRÓLISE ALCALINA E EXTRAÇÃO DO RETINOL
A extração e dosagem do retinol no fígado foram baseadas no método
descrito por Karadas et al. (2005), com modificações (Figura 8). Para a detecção do
retinol presente nos fígados de frango foi pesado 1g do homogeneizado em tubos de
polipropileno com tampa rosqueável de 15 ml, envoltos com papel alumínio para
impedir a degradação da vitamina A pela ação da luz. Foram adicionados 1 mL de
etanol a 95%, em seguida, os ésteres de retinila foram hidrolisados com 0,5 mL de
hidróxido de potássio a 60%. A solução foi mantida em banho-maria a 45ºC por 2
horas.
A extração dos lipídeos das amostras foi realizada em 3 lavagens
sucessivas utilizando 2 mL de hexano. Após a adição do solvente, as amostras
foram agitadas, centrifugadas por 10 minutos (500xg) e os sobrenadantes foram
removidos e adicionados em um novo tubo. Na primeira extração retirou-se 1,5 mL
do sobrenadante e nas duas últimas extrações foram retirados 2 mL da fase
hexânica. Os sobrenadantes obtidos das três extrações foram reunidos no mesmo
tubo. Deste foi transferida uma alíquota de 0,5 mL para um tubo de polipropileno de
Padrão de Trabalho
(100 µg/mL)
0,1 mL Padrão Estoque + 0,9 mL Etanol
Absoluto
(Agitar 30 segundos)
Padrão de Aplicação
(1 µg/mL)
0,01 mL Padrão de Trabalho + 0,99 mL Etanol
Absoluto
(Agitar 30 segundos)
44
5 mL com tampa rosqueável, para sua evaporação sob atmosfera de nitrogênio, em
banho-maria a 37ºC. Os extratos secos obtidos foram armazenados a -18ºC.
45
Figura 8. Extração de retinol das amostras de fígado.
1 g Homogeneizado (fígado + solução salina 0,9%)
0,5 mL KOH 60%
1 mL etanol 95%
Agitação por 1 min.
Banho
-
maria a 45ºC por 120 min
+
+
2 mL hexano
Agitação por 1 min.;
centrifugação por 10 min.
1ª Recuperação (1,5 mL sobrenadante)
2 mL hexano
Precipitado
2 mL hexano
2ª Recuperação (2 mL sobrenadante)
Agitação por 1 min;
centrifugação por 10 min.
3ª Recuperação (2 mL sobrenadante)
Evaporação de 0,5 mL
da fase hexânica sob N
2
20 µL injeção em CLAE
Precipitado
Precipitado
Agitação por 1 min;
centrifugação 10 min.
Descartado
Ressuspensão em 1
mL de etanol absoluto
.
Fase
hexânica
46
2.6 DETERMINAÇÃO DO RETINOL POR CLAE
A concentração do retinol das amostras foi determinada por Cromatografia
Líquida de Alta Eficiência (CLAE). No momento da análise, os extratos foram
ressuspendidos em 1 mL de etanol, agitados por 1 minuto e 20 µL foi injetado no
CLAE para as análises.
O retinol foi quantificando usando cromatógrafo LC-10 AD Shimadzu,
acoplado a um desgaseificador modelo DGU-2A, a um detector SPD-10 A Shimadzu
UV-VIS e integrador Cromatopac C-R6A Shimadzu, com uma coluna CG nucleosil
C
18
(fase reversa) de 4,0 mm × 25 cm e auto injetor com “looping” de 20 µL. A fase
móvel utilizada foi metanol 100%, com fluxo de 1 mL/min. O comprimento de onda
utilizado para detecção foi λ=325 nm. O tempo de retenção do retinol observado foi
aproximadamente de 3,7 minutos (Figura 9).
A identificação e quantificação do retinol nas amostras foram estabelecidas
por comparação com o tempo de retenção (Figura 9) e a área do padrão de retinol.
Ambos, padrão de retinol e amostras de fígado foram aplicados em duplicata.
47
Figura 9. Perfil de eluição de retinol em CLAE.
A) Cromatograma do padrão de retinol todo trans de 26,3 ng/20µL; B) amostra de fígado da
linhagem Cobb C) amostra de fígado da linhagem Ross. (20µL de injeção) (Os valores
correspondem ao tempo de retenção em minutos).
48
2.7 CONFIRMAÇÃO DO RETINOL E TEMPO DE RETENÇÃO DO RETINOL NAS
AMOSTRAS DE FÍGADO DE FRANGO
A presença de retinol nas amostras de fígado, bem como seus respectivos
tempos de retenção, foram confirmados previamente pela adição de padrões de
retinol em concentrações conhecidas às amostras de fígado de frango e então
observada a sobreposição dos picos (amostra + padrão) com conseqüente aumento
da área dos picos correspondentes (”spiking”).
2.8 OTIMIZAÇÃO DO MÉTODO
Para a otimização da metodologia empregada nesse estudo foram
analisados os seguintes parâmetros analíticos: linearidade, exatidão e precisão.
2.8.1 Curva de calibração
Curvas analíticas foram construídas periodicamente usando o padrão de
retinol em diferentes concentrações. O cálculo das concentrações de retinol foi
baseado nestas curvas.
A linearidade das curvas foi determinada avaliando-se a proporcionalidade
entre a resposta do detector e a concentração dos padrões. Para tal finalidade,
foram preparados a partir do padrão de leitura, padrões de aplicação nas
concentrações de 2, 4, 8, 16, 32 e 64 ng/20 µL. A curva de calibração, obtida por
49
regressão linear (área do pico versus concentração do padrão), utilizando-se seis
pontos de concentração da solução padrão, apresentou boa linearidade. Um
coeficiente de correlação acima de 0,990 foi obtido, possibilitando desta forma a
quantificação do retinol pelo método do padrão externo (Figura 10).
Figura 10. Curva de calibração dos padrões de retinol (2-64 ng/20 µL).
2.8.2 Teste de recuperação
A exatidão do método (porcentagem de recuperação) foi determinada
adicionando-se quantidades conhecidas do padrão de retinol em três amostras de
fígado. Essas amostras foram submetidas à hidrólise alcalina e às demais etapas
propostas pelo método: 3 extrações com hexano, evaporação a 37ºC sob atmosfera
50
de nitrogênio, diluição em etanol absoluto grau HPLC e dosagem do retinol por
CLAE com metanol como sua fase móvel.
As recuperações obtidas para o retinol nas amostras de fígado de frango
estavam na faixa de 99,5 a 100%, indicando assim uma exatidão confiável da
metodologia utilizada. Intervalos aceitáveis de recuperação geralmente estão entre
80,0 e 110,0% (PINTO; JARDIM, 2000).
2.8.3 Teste de repetitividade
O estudo da precisão do método envolveu a dosagem de 3 alíquotas de uma
mesma amostra de fígado em três dias consecutivos, obtendo-se uma média de 9
determinações. Essas amostras passaram pelas etapas do método descritas nos
subitens 2.5 e 2.6 e foram armazenadas secas e congeladas para posterior
dosagem do retinol. O coeficiente de variação (CV) obtido foi 6,4% (Tabela 3). Este
valor indica uma precisão aceitável, uma vez que, valores em torno de 15% são
considerados admissíveis de acordo com a literatura (PINTO; JARDIM, 2000).
TABELA 3. Repetitividade das amostras de fígado.
Retinol Repetitividade
Média (µg/100g)
5430,8
D.P.
345,1
CV (%)
6,4
*
média de 9 determinações, 3 a cada 24h.
D.P.: desvio padrão.
CV (%): coeficiente de variação
51
2.9 ANÁLISE ESTATÍSTICA
Os dados obtidos foram expressos em média ± desvio padrão. A análise
estatística foi realizada através do “software” “Statistica” versão 6.0 (Statsoft).
Para determinar as diferenças nos pesos dos fígados e nas concentrações
de retinol entre as linhagens e entre as propriedades, bem como verificar o efeito do
período de estocagem sobre esses níveis, foi realizada a análise de variância
(ANOVA). O teste de Tukey foi usado para comparar as médias que foram
estatisticamente diferentes. As diferenças foram consideradas estatisticamente
significativas para p < 0,05.
52
3 RESULTADOS
Os pesos médios dos fígados dos frangos estudados encontram-se na figura
11 e foram similares entre as granjas da mesma linhagem (p > 0,05). A linhagem
Cobb apresentou fígados com peso médio de 43,2 g, enquanto que os fígados da
linhagem Ross apresentaram peso médio de 44,2 g. Não houve diferença no peso
do fígado entre as linhagens (p > 0,05).
53
Figura 11. Peso dos fígados da linhagem Cobb e Ross (p > 0,05).
A) Linhagem Cobb; B) Linhagem Ross.
* O valor de cada granja é a média de 8 diferentes amostras.
** n=32.
As concentrações de retinol nos fígados frescos de frangos nas diferentes
granjas encontram-se na figura 12. Não houve diferença significativa (p > 0,05) entre
as granjas ao analisar os dados da linhagem Cobb, como era esperado, uma vez
que o sistema de manejo dos animais era o mesmo, assim como a alimentação e a
A)
B)
54
idade de abate. Ao analisar os valores de retinol dos fígados da linhagem Ross,
pode-se constatar que os da granja A apresentaram um valor médio
significativamente mais elevado do que os da granja D (p < 0,05). Essas diferenças
entre as granjas podem refletir variações nas condições do local de criação, tais
como a temperatura do ambiente.
Figura 12. Concentração de retinol nos fígados frescos dos frangos das
linhagens Cobb e Ross provenientes de diferentes granjas (n=8).
* Diferença significativa entre as médias (p < 0,05).
Os níveis médios de retinol nos fígados frescos (T0) de frangos das
linhagens Cobb e Ross estão demonstrados na figura 13. Os dois grupos de aves
apresentaram altas concentrações de retinol e a linhagem do animal exerceu
influência significativa sobre essas concentrações. Os fígados de frangos da
linhagem Ross apresentaram níveis de retinol significativamente mais elevados (p <
0,001).
55
Figura 13. Concentração média de retinol nos fígados frescos dos frangos
das linhagens Cobb e Ross (n=32).
a,b
Diferença estatisticamente significativa entre linhagem Cobb e Ross (p < 0,001).
O efeito da estocagem a -18ºC sobre a concentração de retinol nos fígados
de frango e a porcentagem de perda dessa vitamina estão demonstradas na tabela
4. Nas duas linhagens estudadas, houve um decréscimo nos valores médios de
retinol com o tempo de armazenamento do fígado, sendo que a linhagem Ross
apresentou perdas significativas (p < 0,05) a partir do primeiro mês de estocagem
(T30); enquanto que na linhagem Cobb, a redução foi significativa após 2 meses de
armazenamento (T60). O decréscimo percentual de retinol nos fígados de frango da
linhagem Cobb foi entre 9,6 e 36,2% do primeiro ao terceiro mês de estocagem
(T90) em relação ao tempo zero. Na linhagem Ross estes valores foram de 12,9 a
44,1%, também em relação ao fígado fresco (T0). No entanto, o percentual de perda
nas duas linhagens foi mais acentuado aos 90 dias de congelamento. Em relação à
linhagem Cobb, foi observado um decréscimo percentual de retinol no fígado de
aproximadamente 9% por mês, entretanto, a redução aos 90 dias de
armazenamento foi de 23% em relação ao segundo mês (T60). O mesmo foi
56
observado na linhagem Ross, que até os 60 dias de armazenamento apresentou
redução percentual em torno de 14% ao mês, sendo essa redução mais acentuada
com 90 dias de estocagem (25%).
Tabela 4. Concentração de retinol nos fígados de frango e porcentagem de perda
com o período de estocagem.
Fígados
*
Período de estocagem (dias)
0
30
60
90
Retinol Perda
Retinol Perda
Retinol Perda
Retinol Perda
µg/100g (%) µg/100g (%) µg/100g (%) µg/100g (%)
Cobb
6678,0 ± 1337,4
aA
⁻
6035,1 ± 1165,5
aA
9,6
5540,5 ± 1198,8
bA
17,0
4258,0 ± 918,7
bA
36,2
Ross
8324,1 ± 1158,5
aB
⁻
7248,4 ± 1252,8
bB
12,9
6235,5 ± 1479,7
bB
25,1
4650,5 ± 1391,7
bA
44,1
a,b
Médias seguidas de letras minúsculas diferentes, na mesma linha, diferem significativamente (p <
0,05).
A,B
Médias seguidas de letras maiúsculas diferentes, na mesma coluna, diferem significativamente (p
< 0,05).
*
n= 32.
Com relação à estabilidade do retinol de acordo com a granja, observa-se
que a redução de retinol nos fígados da linhagem Cobb foi significativa (p < 0,05)
apenas no terceiro mês de armazenamento (T90) nas granjas C e D, enquanto que a
granja B apresentou uma redução significativa (p < 0,05) no valor médio de retinol a
partir do primeiro mês de congelamento (T30) (Figura 14A).
Com relação à linhagem Ross, a granja C apresentou um decréscimo
significativo (p < 0,05) no valor médio de retinol do fígado com 30 dias de
armazenamento sob condições de congelamento, diferentemente das demais
propriedades cujos valores médios decresceram significativamente após 60 dias de
estocagem (Figura 14B).
57
Figura 14. Efeito da estocagem sobre a concentração de retinol nos fígados
de frango de diferentes granjas (n=8).
A) Linhagem Cobb; B) Linhagem Ross.
* Diferença estatisticamente significativa entre as médias (p < 0,05).
A)
B)
58
4 DISCUSSÃO
As linhagens utilizadas atualmente na avicultura são híbridos comerciais,
conseguidos através de gerações de cruzamentos entre diferentes raças com a
finalidade de aumento de produtividade (NOTTER, 1999; VALLEJO et al., 1998). A
avicultura brasileira caracteriza-se ainda pelo emprego do sistema intensivo de
criação de frango de corte com um grande número de aves por metro quadrado
visando o aumento dos lucros, entretanto, uma alta densidade populacional pode
afetar o desempenho da ave e o desenvolvimento das vísceras dos frangos devido
ao aumento da temperatura ambiente (FILHO et al., 2003; MOREIRA et al., 2004;
FURLAN et al., 2000; BOOTJE; HARRISON, 1985).
As diferenças individuais na linhagem Ross observadas nesse estudo
através das variações na concentração média de retinol nos fígados frescos
provenientes de diferentes granjas podem refletir variações nas condições do local
de criação do animal. Segundo Bottje e Harrison (1985), o ambiente no qual o
animal se encontra pode influenciar o seu desempenho, pois fatores como a
temperatura ambiental e stress podem afetar a ingestão de alimento.
As duas linhagens estudadas são as predominantes na avicultura de corte
mundial e nacional (SANTINI et al., 2004; VIEIRA et al., 2007). A empresa
fornecedora dos fígados estudados comercializa esse produto em todo o estado do
Rio Grande do Norte com investimentos para atender a demanda do mercado
nordestino. Este foi o primeiro estudo no Brasil a verificar as concentrações de
retinol nos fígados de frango e a influência da linhagem sobre essas concentrações.
Os fígados de frangos das duas linhagens estudadas, Cobb e Ross,
apresentaram alta concentração de retinol (6678,0 µg/100g e 8324,1 µg/100g,
59
respectivamente) quando comparados às outras importantes fontes de vitamina A,
tais como leite (21 µg/100g), queijo (66 µg/100g) e ovo (379 µg/100g) (TACO, 2006).
Esses valores elevados podem ser justificados pelo fato dos frangos criados
em sistema intensivo serem alimentados com ração balanceada contendo todos os
nutrientes necessários para suprirem as necessidades alimentares dessas aves,
inclusive às de vitamina A. Na realidade, na criação das aves domésticas,
freqüentemente são adicionadas à ração 2 a 3 vezes mais vitamina A do que as
exigências normais da ave, sendo o excesso dessa vitamina armazenado no fígado,
que é o principal órgão de estocagem da vitamina A (TORRES, 1979; RAMALHO et
al., 2008).
Os dados obtidos por nós mostram que a linhagem do animal exerceu
influência significativa sobre a concentração de retinol no fígado. A linhagem Ross
apresentou nos fígados frescos concentrações médias de retinol significativamente
mais elevadas do que os valores observados na linhagem Cobb. Considerando que
as duas linhagens foram submetidas ao mesmo modo de criação, apresentavam a
mesma alimentação e possuíam a mesma idade de abate, provavelmente a
diferença encontrada entre a concentração de retinol de seus fígados deve-se as
características inerentes à linhagem. Possivelmente podem existir diferenças entre
as duas linhagens na capacidade de conversão do β-caroteno a retinol ou em sua
capacidade de absorção. Segundo Torres (1979), embora não seja generalizado,
algumas linhagens de frango apresentam maior exigência em determinados
nutrientes devido às diferenças na sua absorção, fator que está relacionado à
própria fisiologia do animal. Majchrzak, Fabian e Elmafda (2006), quando analisaram
a concentração de retinol no fígado de duas raças comerciais de frango, observaram
que a raça da ave, em alguns casos, pode exercer maior influência sobre essa
60
concentração do que a idade do animal e a alimentação oferecida a ele. Aquino et
al. (2006) reportou que as diferenças observadas na concentração de retinol dos
fígados de dois grupos de gado provavelmente foi um resultado das características
genéticas do animal relacionadas à capacidade de conversão do β-caroteno a
retinol.
Ao comparar os dados disponíveis em algumas tabelas de composição de
alimentos aos resultados do presente estudo, observou-se que os valores
apresentados por Philipp (2002) (11325 µg/100g) foram superiores à concentração
média de retinol nos fígados frescos de frango estudados por nós (Cobb: 6678,0
µg/100g; Ross: 8324,1 µg/100g). Entretanto, ambas as linhagens apresentaram
valores superiores aos reportados pela USDA (2007) (3290 µg/100g), por Franco
(1998) (4000 µg/100g) e pela TACO (2006) (3863 µg/100g). A maior parte dos dados
apresentados por essas tabelas não especificam a origem dos dados nem o método
de análise utilizado e nenhuma delas informa a raça ou linhagem da ave.
O valor médio de retinol obtido nos fígados de frango da linhagem Cobb foi
similar ao valor médio relatado por Majchrzak, Fabian e Elmafda (2006) (5600
µg/100g), em estudo realizado na Áustria com as linhagens TA-58 e Hybro.
Entretanto, esse autor observou variações nesses níveis de acordo com a linhagem
do animal (TA-58: 2820µg/100g; Hybro: 13000 µg/100g). A concentração máxima de
retinol obtido na linhagem Ross (granja A: 9296,5 µg/100g) foi similar à
concentração média encontrada por Howells e Livesey (1998) (9690 µg/100g) em
estudo realizado no Reino Unido com fígado de frango, cuja raça não foi
especificada. Por outro lado, em outros países como Bangladesh (12000 µg/100g),
Canadá (18760 µg/100g), Finlândia (37000 µg/100g) e Escócia (31240 µg/100g), as
concentrações observadas nos fígados de frango foram maiores do que os valores
61
médios obtidos em ambas as linhagens estudadas (BHUIYAN, 2002; KANG et al.,
1998; HEINONEN, 1990 apud HOWELLS E LIVESEY,1998; SURAI et al., 1998).
Bhuiyan (2002) utilizou aves da linhagem Sonali, resultante do cruzamento entre
frangos das raças Rhode Island Red e Fayuomi, e encontrou valores de retinol duas
vezes mais elevados do que o conteúdo médio observado nos fígados da linhagem
Cobb. O valor máximo de retinol na linhagem Ross foi duas vezes menor do que a
concentração média reportada por Kang, Cherian e Sim (1998) (18760 µg/100g),
que avaliou as concentrações hepáticas de retinol na raça White Leghorn. A
concentração média de retinol encontrada nos fígados dos frangos da linhagem
Ross foi aproximadamente 4 vezes menor do que os valores obtidos por Surai et al.
(1998), em estudo realizado com galinhas da raça Rhode Island Red (Tabela 5).
Tabela 5- Níveis de retinol no fígado de frangos em diversos estudos e disponíveis
em tabelas de alimentos.
Retinol no
Referências fígado Método de Raça ou Origem dos
(µg/100g) análise linhagem dados
Heinonen (1990) 37000 CLAE _ Finlândia
Howells; Livesey (1998) 9690 CLAE _ Reino Unido
SURAI et al (1998) 31240 CLAE
Rhode
Island Red
Escócia
Kang; Cherian; Sim (1998) 18760 CLAE
White
Leghorn
Canadá
Bhuiyan (2002) 12000 CLAE Sonali Bangladesh
Majchrzak; Fabian; Elmafda
(2006)
2820; 13000 CLAE
TA-58 e
Hybro
Áustria
Franco (1998)
a
4000 - - -
Philipp (2002)
a
11325 - - -
TACO (2006)
a
3683 CLAE - Brasil
USDA (2007)
a
3290 CLAE - EUA
Santos (2008)
b
6678; 8324 CLAE
Cobb e
Ross
Natal-RN
a
Dados disponíveis em tabelas de alimento.
b
Dados referentes a este estudo.
- Informação não mencionada.
62
Os níveis médios de retinol encontrados no presente estudo foram, em geral,
inferiores aos trabalhos supracitados. Essas variações em relação a outros países
refletem, em parte, as especificidades genéticas dos frangos, mas também
diferenças quanto à suplementação vitamínica da alimentação das aves. Em geral, a
ingestão dietética de vitamina A determina seu armazenamento no fígado (SURAI et
al., 1998). Na atual produção de aves, as fontes usuais de vitamina A são os
carotenóides, especialmente o β-caroteno, mas principalmente os suplementos com
ésteres de retinila e em alguns casos com β-caroteno (HOWELLS e LIVESEY, 1998;
KARADAS et al., 2005). O grau de suplementação com vitamina A varia em
diferentes países e é consideravelmente mais elevada do que o requerimento
fisiológico do animal (SURAI et al., 1998). A adição de uma quantidade muito maior
do que a realmente necessária é empregada como uma margem de segurança
devido às prováveis perdas vitamínicas durante o processamento e estocagem da
ração (TORRES, 1979). Pelo fato do fígado ser uma víscera usada como item
alimentar na dieta humana, a suplementação em vitamina A da alimentação animal
deve ser realizada com cautela.
Na literatura, há pouca informação sobre o efeito do congelamento no
conteúdo de retinol do fígado. Este foi o primeiro estudo a verificar a influência do
congelamento sobre os níveis de retinol nos fígados de frango. Nosso estudo
revelou um decréscimo significativo no conteúdo de retinol nos fígados armazenados
sob temperatura de congelamento. Essa forma de estocagem é usualmente indicada
nas embalagens desses produtos alimentícios para permitir um prazo máximo de
consumo de até um ano, por minimizar o crescimento bacteriano (ROMEU-NADAL;
CASTELLOTE; LÓPEZ-SEBATER, 2007). Entretanto, os dados desse estudo
demonstraram que o armazenamento do fígado resultou em perdas vitamínicas.
63
Resultados semelhantes foram encontrados por Howells e Livesey (1998),
os quais mostraram que a concentração de vitamina A no fígado bovino decresceu,
em média, 4% ao mês em um período de 8 meses de armazenamento. No presente
estudo, o decréscimo percentual de retinol no fígado após 90 dias foi de 36%
(linhagem Cobb) e 44% (linhagem Ross). Pode-se observar que ocorreu uma maior
redução na linhagem Ross, e essa perda apresentou-se significativa após 30 dias de
armazenamento dos fígados à temperatura de congelamento, enquanto a linhagem
Cobb apresentou redução significativa apenas com 60 dias de estocagem. No
entanto, ao se avaliar o efeito da estocagem em cada granja, pode-se observar que
a linhagem Cobb apresentou redução significativa após 90 dias de estocagem na
maior parte das granjas, e com relação à linhagem Ross aos 60 dias de estocagem.
A estabilidade do retinol não foi a mesma para as duas linhagens,
possivelmente devido às diferenças relacionadas às proporções das diferentes
formas de vitamina A, retinol livre e ésteres de retinila, armazenadas no fígado de
cada linhagem. A vitamina A é a mais lábil das vitaminas, sendo o retinol livre menos
estável do que os ésteres de retinila (GUILLAND; LEQUEU, 1995; OTTAWAY, 1993;
PANFILI; MANZI; PIZZOFERRATO, 1998). Majchrzak, Fabian e Elmafda (2006),
observaram altas concentrações de retinol livre nos fígados de frango, o que poderia
explicar a relativa instabilidade da vitamina A nesse alimento. Em estudo realizado
com leite, Vidal-Valverde et al. (1992) observaram perdas significativas no conteúdo
de retinol após um período de 4 a 8 meses de estocagem à temperatura de
congelamento. Estudos sobre a composição dos ésteres de retinila em alimentos e
sua correlação com a estabilidade da vitamina A precisam ser explorados.
As variações quanto à estabilidade apresentada pelos fígados das aves
provenientes das diferentes granjas de uma mesma linhagem podem refletir
64
diferenças na taxa de degradação durante a estocagem das amostras ou ser o
resultado de uma inadequada homogeneização da ração, levando a um acesso
diferenciado pelas aves às diferentes fontes de vitamina A, especialmente os
carotenóides, que segundo Surai et al. (1999) podem influenciar na distribuição de
ésteres de retinila nos tecidos. Outra hipótese seria a própria estocagem da ração
que pode resultar em perdas vitamínicas, sobretudo das provitaminas A por serem
extremamente susceptíveis a oxidação, devido a sua estrutura altamente insaturada,
e por sua suplementação dietética influenciar a distribuição dos ésteres de retinila no
organismo (LESKOVÁ et al., 2006; SURAI et al., 1999).
Considerando a RDA para crianças na faixa de 1 a 3 anos de 300 µg/dia e
de 4 a 8 anos de 400 µg/dia e para adultos de 700 µg/dia (mulheres) e 900 µg/dia
(homens) (INSTITUTE OF MEDICINE, 2001), verificou-se que o consumo de um
fígado de frango fresco da linhagem Cobb (3339 µg/50g) e Ross (4412,1 µg/50g),
ultrapassa todas as recomendações de ingestão diária de vitamina A segundo as
DRI’s. Levando-se em consideração que a porção de ingestão de carne e fígado é
tipicamente de 100g, o consumo de dois fígados de ambas as linhagens (linhagem
Cobb: 6678/100g; Ross: 8824,1/100g) excede o limite máximo de ingestão tolerável
de vitamina A (3000 µg/dia) para adultos (Figura 15), mesmo após 90 dias de
estocagem, cuja concentração de retinol ainda é consideravelmente elevada
(linhagem Cobb: 4258 µg/100g; Ross: 4650,5 µg/100g), dessa forma, seu consumo
deve ser moderado. Segundo Allen e Haskell (2002), a ingestão excessiva e
contínua de fígado de animais que contenha concentração acima de 3000 µg/100g,
pode resultar em toxicidade da vitamina A. O consumo diário dessa vitamina por
mulheres grávidas apresenta um potencial risco teratogênico, por esta razão
65
mulheres em período gestacional devem evitar o seu consumo (VLIET et al., 2001;
CHIEF MEDICAL OFFICER, 1990 apud HOWELLS; LIVESEY, 1998).
Figura 15. Comparação entre as atuais recomendações diárias de retinol
(RDA) do Instituto de Medicina (2001) e as concentrações de retinol nos fígados
analisados.
A= RDA crianças 1-3 anos; B= RDA crianças 4-8 anos; C= RDA mulheres; D= RDA mulheres
grávidas, 19-50 anos; E= RDA homens; F= UL para adultos; G=concentração de retinol linhagem
Cobb (µg/100g); H= concentração de retinol linhagem Ross (µg/100g).
Vale ressaltar que as funções desempenhadas pela vitamina A no
organismo humano justificam a relevância do consumo regular desta vitamina
através da dieta. Dessa forma, o consumo regular do fígado de frango pode ser útil
no combate da deficiência de vitamina A nas regiões de risco, incluindo o Nordeste
do Brasil. Havendo para isso a necessidade de programas que promovam a
modificação de hábitos alimentares para que a população geral passe a ter
conhecimento e preferência pelos alimentos fonte de vitamina A, tendo em vista que
66
a ingestão de alimentos ricos em vitamina A é preferível à suplementação
medicamentosa (ZANCUL, 2004; DOLINSKY; RAMALHO, 2003). Como o fígado de
frango é uma fonte muito rica de vitamina A, ele poderia ser utilizado na elaboração
de uma farinha de fígado para suplementar a merenda escolar como uma medida
para auxiliar no combate da deficiência dessa vitamina entre pré-escolares. Os
dados relatados nesse estudo podem assim servir como parâmetro para a
população, possibilitando que ela se beneficie de maneira adequada das qualidades
nutricionais do fígado de frango.
67
5 CONCLUSÕES
• Os fígados de frango analisados no presente trabalho apresentaram alta
concentração de retinol em relação a outras fontes desse nutriente.
• A linhagem do animal exerceu influência significativa sobre os níveis de retinol
do fígado de frango, sendo que a linhagem Ross apresentou os valores mais
elevados.
• Houve um decréscimo significativo no conteúdo de retinol nos fígados de
frango de ambas as linhagens armazenados sob temperatura de congelamento a -
18
o
C, ocorrendo uma maior redução e em menor tempo na linhagem Ross.
• Perdas nutricionais em retinol ocorreram a partir de 30 dias de estocagem do
fígado, sendo as maiores reduções observadas após 90 dias de congelamento.
• Mesmo com as perdas em retinol decorrentes do congelamento, a ingestão
de uma típica porção de 100 g de fígado de frango, independente da linhagem
analisada, excede todas as recomendações de ingestão diária e a UL de vitamina A
(3000 µg/day) para adultos.
68
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